Die Detektion von Nukleinsäuren ist eine der am häufigsten verwendeten Methoden zur Erkennung von viralen und bakteriellen Spezies in biologischen Proben. Oligonukleotid-vermittelte Reaktionen (OVR), die die Zielsequenz als Katalysator der chemischen Reaktion zwischen reaktiven Sonden verwenden, bieten gegenüber den enzymatischen Methoden viele Vorteile, wie z.B. Simplizität und Kosteneffizienz. Normalerweise besitzt das Produkt der OVR deutliche fluoreszierende Eigenschaften, die durch Fluoreszenzspektroskopie gemessen werden können. Die Haupteinschränkung solcher Systeme ist die nur moderate Helligkeit von organischen Farbstoffen, die meistens zur Markierung von reaktiven Sonden genutzt werden. Um dieses Problem zu lösen, sind Fluorophore mit höherer Helligkeit erforderlich. Die vorliegende Arbeit beschreibt die Entwicklung einer Methode zur Detektion von RNA durch Templat-vermittelten Transfer des Fluorophors auf den Quantum Dot (QD). Das System besteht aus zwei reaktiven Peptide Nucleic Acid (PNA)-basierten Antisense-Sonden. Die Label Akzeptor PNA (LAPNA) Sonde ist auf dem QD immobilisiert und enthält eine Cysteineinheit am N-terminus. Die Label Donor PNA (LDPNA) Sonde trägt eine Cy5-Einheit, die als Thioester gebunden ist. Durch die benachbarte Hybridisierung der Sonden am RNA-Templat nimmt die effektive Molarität der reaktiven Gruppen zu, und führt somit durch das Prinzip von Native Chemical Ligation zum Transfer des Cy5 auf den QD. Dies resultiert in Förster−Resonanzenergietransfer (FRET) zwischen dem QD und den Cy5-Molekülen, der durch die Löschung der Emission des QDs sowie die Verstärkung der Fluoreszenz des Cy5 beobachtet werden kann. Die Verwendung von sehr hellen QDs als FRET-Donor ermöglicht die Umsetzung von Sonden bei geringen Konzentrationen und ermöglicht die Erkennung von RNA mit Nachweisgrenzen im Bereich von weniger pikomolar. / Detection of nucleic acids is one of the most reliable methods for the identification of bacterial and viral species in biological samples. Oligonucleotide-templated reactions (OTRs) that exploit an RNA or DNA target to catalyze a chemical reaction hold great promise for the development of enzyme-free and low-cost detection schemes. Commonly, these strategies rely on organic dyes and are designed so that the product of OTR exhibits distinct fluorogenic properties. The main constraint of such schemes is the moderate brightness of organic fluorophores, which limits the read-out when the probes are used at low concentrations. To tackle this obstacle, significantly brighter fluorophores are needed. This work describes the development of an RNA detection scheme that relies on target-templated fluorophore transfer onto a semiconductor quantum dot (QD). The approach uses two reactive peptide nucleic acid (PNA) antisense probes. Label acceptor peptide nucleic acid (LAPNA) probe is immobilized on a QD and bears a cysteine at the N-terminus; label donor peptide nucleic acid (LDPNA) probe is equipped with a Cy5 dye, attached as a thioester. The adjacent annealing of these recognition elements following binding to target RNA triggers the transfer of Cy5 onto a QD in a native chemical ligation manner. This leads to a detectable fluorescence signal brought about by FRET from QD to the Cy5. The use of unprecedentedly bright QDs that can act as FRET donors for several Cy5 functionalities allows application of probes at very low concentrations (pM range) and achieves enhanced sensitivity of target-templated RNA detection. The method enabled RNA detection in the low pM range using a conventional microtiter plate reader.

In den letzten Jahren gab es rasche Weiterentwicklungen auf dem Gebiet der Nukleinsäure-Erkennung. Von microRNA-Quantifizierung zur Untersuchung von Zelltods, --Teilung und -Regulation bis zur Bewertung genetischer Variabilität in Hinblick auf Krankheitsentstehung und -Behandlung: Die Analyse von Nukleinsäuren wird in der zukünftigen Medizin eine zentrale Rolle zukommen. Vor allem die Erkennung von SNPs als Hauptquelle der genetischen Vielfalt, aber aus Analysesicht auch eine der herausforderndsten Mutationen, stellt in dieser Hinsicht einen wesentlichen Aspekt dar. Methoden zur SNP-Erkennung müssen nicht nur sensibel, selektiv und stabil, sondern auch vielfältig sein und eine der wachsenden Analyseanzahl gerecht werdende hohe Verarbeitungsmenge bieten. Im Rahmendieser Arbeit wurde ein chemisches Prüfverfahren zur Erkennung von Nukleinsäuren und Einzelnukleotid-Polymorphismen (SNPs) entwickelt. Das Reaktionssystem zur Nukleinsäuren- Erkennung beruht hierbeiauf der Interaktion zweier modifizierter Peptid-Nukleinsäure (PNS) Oligonukleotiden. Das Erste beinhaltet einen C-terminalen Thioester (Donor-Sonde), die zweite einen N-terminalen Cysteinyl-Rest (Akzeptor-Sonde). Zusätzlich ist die Donor-Sonde durch einenmakrocyclischen Metall Chelatkomplex aus 1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7,10-tetraessigsäure(DOTA) mit einem gebundenen lanthanoid-tag funktionalisiert. In die Akzeptor-Sonde wurde, zurReinigung mit magnetischen Streptavidin Partikeln, Biotin integriert. Der Ziel-DNA-Strang bringt beideSonden in räumliche Nähe zueinander und ermöglicht so eine chemische Reaktion. Das so gewonneneLigationsprodukt beinhaltet den Lanthanoid-Tag und Biotin, über welches das Produkt gereinigt wird,bevor die Detektion mittels ICP-MS erfolgt. Die Lanthanoid Konzentration dient als Indikator desLigationsprodukts welches wiederum den Reporter des Ziel-DNS-Strangs darstellt. Die, mithilfe diesesSystems erreichte, methodische Nachweisgrenze lag bei 29 pM mit einem RSD von 6,8% bei 50 pM(n=5). Zur Erkennung von SNPs wurde das Experiment mit einer Kombination zweier-Sets PNS Sonden mit unterschiedlichen Lanthanoid Tags durchgeführt. Das erste Set zielte auf die SNP beinhaltende Sequenz (Reportersystem) ab, während das zweite an eine benachbarte Sequenz (Kontrollsystem) binden sollte. Zur Erkennung der SNP wurden die Signale bei der Lanthanoide wurden ins Verhältnis gesetzt. Mithilfe dieses Verfahrens konnte durch Messung von sechs Lanthaniden bei einer Konzentration von 5 nM erfolgreich simultan zwischen den Allelen dreier SNPs unterschieden werden. / The field of nucleic acid detection has evolved swiftly in recent years. From quantification of micro RNA for the study of cell death, proliferation, and regulation, to the assessment of the influence of genetic variability towards disease development and treatment, the analysis of nucleic acids will play a central role in future medicine. In that regard, the detection of SNPs, as the primary source of genetic variability and the most challenging mutation from the analytical point of view, will be at the forefront of the discussion. Methods for the detection of SNPs not only require sensitivity, selectivity and robustness, but they should also allow multiplexing and offer high throughput in order to face the growing analysis demand In this work an assay for the detection of nucleic acids and single nucleotide polymorphisms (SNPs) was developed. The reaction system for the detection of nucleic acids is based on the interaction between two modified peptide nucleic acid (PNA) oligonucleotides. The first incorporated a C-terminal thioester (donor probe), and the second one a N-terminal cysteinyl residue (acceptor probe). In addition, the donor probe is functionalized with a metal-tag, which consist of a macrocyclic metal chelate complex of 1,4,7,10-tetraazacyclododecane-1,4,7,10-tetraacetic acid (DOTA) with a chelated lanthanoide. A biotin tag for purification by streptavidin magnetic particles was incorporated in the acceptor probe. The target DNA strand brings together the reporter probes allowing the chemical reaction. The resulting ligation product contains the metal-tag and the biotin, which is used to purify the product before measurement in the ICP-MS system. The lanthanoid concentration is used as an indicator of the ligation product, which at the same time serves as reporter of the target template. The methodological limit of detection achieved with this system was 29 pM with RSD of 6.8% at 50 pM (n=5). Detection of SNPs was performed using a combination of two sets of PNA probes labeled with different lanthanoid metal tags. The first probe set targeted the sequence where the SNP was present (reporter probe system), while the second set of probes was designed to bind to a neighboring sequence (control probe system). The signals of both lanthanides were used to establish a ratio that allowed the detection of the SNP. This assay was successfully used to simultaneously differentiate between alleles of 3 SNPs by measuring six lanthanoids at 5 nM concentration.

Im ersten Teil der Arbeit wurde die Verwendung von Präkursor microRNA-21(pre-miR21)-spezifischen Peptidnukleinsäure(PNA)-Sonden zur Inhibierung der Dicer-vermittelnden miRNA-Reifung untersucht. Im Gegensatz zur Arbeitshypothese wurde bei der Behandlung von Zellen mit den pre-miR21-spezifischen PNA-Sonden jedoch keine Änderung des miR-21 Niveau beobachtet. Um die Hybridisierung der Sonde an die Zielsequenz nachzuweisen, wurden fluorogene Hybridisierungssonden zur erzwungenen Interkalation (FIT-Sonden), unter Verwendung des Interkalationsfarbstoffes Thiazolorange (TO), entwickelt. Wie vorläufige Ergebnisse zeigen, könnte die TO-PNA Sonde für die Unterscheidung von Zellen mit hohem miR-21-Gehalt nützlich sein, aber eine weitere Verbesserung der Sonde ist noch erforderlich. Im nächsten Teil der Arbeit wurden neuartige FIT-Sonden für die Analyse der Dicer-vermittelnden miR-21-Reifung entwickelt. Um die gleichzeitige Detektion der entstehenden pre-miR21 und der antisense miR-21 (as-miR21) in Echtzeit zu ermöglichen, wurden die Verwendung von spektral unterscheidbaren FIT-Sonden auf Quinolinblau(QB)-und TO-Basis getestet. Das entwickelte Sonden-Paar ermöglichte die Analyse der rhDicer-Reaktion. Dabei wurde entdeckt, dass die rhDicer-Reaktion an der in vitro transkribierten pre-miR21 unspezifisch spaltet. Zusätzlich wies die kürze as-miR21 spezifische TO-Sonde (7nt) eine Sensitivität gegenüber der Anwesenheit des Ago-2 Proteins auf. In der Zukunft könnten die entwickelten Sonden für schnelle in vitro Screenings neuer Dicer-und Ago-2-Inhibitoren angewendet werden. Im zweiten Teil der Dissertation wurde die Verwendung von niedermolekularen Inhibitoren (small molecular inhibitors, SMIs) getestet. Zusammenfassend könnten die zwei identifizierten SMIs für die Inhibierung der miR-122-Reifung genutzt werden, allerdings bleibt die Spezifität der SMIs fraglich und mögliche off-target-Effekte können nicht ausgeschlossen werden. / MicroRNAs (miRNAs) represent small non-coding RNA molecules that mostly negatively regulate gene expression. To yield mature miRNAs, primary miRNA precursors go through two consequent cleavages by Drosha and Dicer RNAse. This work describes the development of tools for inhibition und monitoring the dicer-mediated miRNA processing. Here, peptide nucleic acid (PNA) based probes, targeting the precursor miR-21 (pre-miR21), were designed for inhibition the dicer-mediated miR-21 maturation. In contrast, no change in miR-21 level was observed after cell treatment with the pre-miR21 specific PNA probes. To detect the probe/target hybridization state, the fluorogenic forced intercalation (FIT) PNA probes, bearing thiazole orange dye (TO), were developed. As preliminary results show, the FIT PNA probe might be useful for discrimination of high miR-21 abundant cells, but further probe improvement is still required. To monitor the pre-miR21 cleavage, the combination of the two spectrally distinguishable FIT PNA probes, bearing quinoline blue (QB) and TO fluorophore, was developed to allow the rapid and simultaneous detection of pre-miR21 and antisense mature miR-21 (as-miR21). The probe set was successfully used for detection of the modelled dicer reaction. However, the monitoring of rhDicer reaction have revealed that rhDicer cleaves the in vitro transcribed pre-miR21 nonspecifically. Additionally, the short as-miR21 specific TO PNA probe (7nt) was responsive to the presence of Ago-2 protein. In future, the developed probes can be applied for the fast in vitro screening of new Dicer and Ago-2 inhibitors. In the second part of this work, an alternative approach, small molecular inhibitors (SMIs), was tested. Two identified pre-miR122-targeting SMIs might be used for inhibition of the miR-122 maturation, although, a specificity of these SMIs remains questionable and possible off target effects cannot be excluded.

Fluoreszenzmarkierungstechniken für lebende Zellen ermöglichen es Biologen, einen Blick in eine komplexe biologische Umgebung zu werfen und Informationen über ein bestimmtes Ziel in einer nahezu natürlichen Umgebung zu erhalten. Dank der konzertierten Bemühungen der wissenschaftlichen Gemeinschaft gibt es eine Fülle von kommerziell erhältlichen, genetisch kodierbaren Markern und Reportern für die Fluoreszenzmikroskopie. Allerdings gibt es nur wenige Lebendzellmethoden, die eine direkte Konjugation von Nukleinsäuren mit Proteinen erlauben, obwohl es robuste DNA-Technologien gibt, die mit Oligo-Antikörper-Konjugaten auf Zelloberflächen durchgeführt werden. Ein weiterer, oft einschränkender Aspekt der Markierung ist die Fähigkeit, Ziele selektiv zu multiplexen. In dieser Studie wurde eine Methode der Tag-Probe-Markierung entwickelt, die eine selektive, gleichzeitige Markierung von zwei verschiedenen Zielen mit zwei Peptid-Nukleinsäure-Strängen (PNA) ermöglicht. Diese Methode verwendet ein Paar von Coiled-Coil-Peptiden, um die Konjugation einer PNA-Gruppe an ein Zielprotein zu steuern, das ein Peptid-Tag exprimiert. Die Verwendung orthogonaler Coiled-Coils ermöglicht Multiplexing. Die Markierung von synthetischen Tag-Peptiden, die mittels Flüssigchromatographie analysiert wurden, hat gezeigt, dass der orthogonale duale Transfer von PNA selektiv, quantitativ und schnell ist. Die PNA-Konjugation von exemplarischen Membranrezeptoren, gefolgt von der Hybridisierung mit komplementären Fluorophor-DNAs, ermöglichte eine unkomplizierte Visualisierung von dualen Rezeptoren in lebenden Zellen. Durch den Einsatz einfacher molekularer Hilfsmittel, die die Grundlage der DNA-Nanotechnologie bilden, konnte durch die Rekrutierung mehrerer DNAs eine zunehmend hellere Markierung erreicht werden und die löschbare Oberflächenmarkierung ermöglichte eine quantitative Untersuchung der Rezeptorinternalisierung. / Live-cell fluorescent labelling techniques allow biologists to glimpse into a complex biological environment and derive information about a specific target in a near-native environment. Thanks to a concerted effort from the scientific community, a plethora of commercially available, genetically encodable tags and reporters for fluorescence microscopy exist. However, few live-cell methods allow direct conjugation of nucleic acids with proteins despite the robust DNA technologies carried out on cell surfaces using oligo-antibody conjugates. Another aspect of labelling which is often limiting is the ability to selectively multiplex targets. In this study, a method of tag–probe labelling was developed that accomplishes selective, simultaneous labelling of two distinct targets with two peptide nucleic acid (PNA) strands. The technique uses a pair of coiled-coil peptides to guide conjugation of a PNA group to a target protein expressing a peptide tag and using orthogonal coiled-coil enables multiplexing. Initially, the labelling of synthetic tag-peptides analysed by liquid chromatography revealed the orthogonal dual transfer of PNA to be selective, quantitative, and rapid. PNA conjugation of exemplar membrane receptors followed by hybridization with complementary fluorophore-DNAs achieved straightforward live-cell dual receptor visualization. Finally, using simple molecular tools that form the basis of DNA nanotechnology, recruitment of multiple DNAs facilitated progressively brighter labelling, and erasable surface labelling allowed quantitative study of receptor internalisation.