Les synapses chimiques sont des structures spécialisées permettant une transmission d'information unidirectionnelle, d’un élément présynaptique vers un élément postsynaptique. L’organisation des terminaisons présynaptiques permet la conversion d’un potentiel d’action en signal chimique. Elles se présentent sous la forme de varicosités axonales contenant des vésicules synaptiques (VSs) qui concentrent le neurotransmetteur (NT). Une partie des VSs sont apposées (ancrées) à une région de la membrane plasmique, la zone active (ZA ; Bennett et al. 1992, Siksou et al. 2009). La ZA est située face à l’accumulation postsynaptique des récepteurs au NT. La dépolarisation d’une terminaison par un potentiel d’action active des canaux calciques dépendants du voltage. L’influx de calcium qui en résulte entraîne la fusion d’une fraction des VSs ancrées avec la membrane plasmique en moins d’une milliseconde, permettant la libération de NT (Sabatini et Regehr 1996, Lisman et al. 2007). Une endocytose compensatoire permet ensuite la reformation de VSs (Rizzoli et Betz, 2005). Des questions se posent encore quant à ce trafic régulé. Nous avons étudié la régulation de l’ancrage des VSs et développé un outil pour analyser le cycle des VSs en microscopie électronique (ME).La première partie de mon travail de thèse a porté sur la régulation du nombre de VSs ancrées à la ZA. Notre objectif était de savoir si l’ancrage était régulé spécifiquement ou en coordination avec les autres paramètres morphologiques du bouton, et de déterminer le rôle de Rab3-Interacting Molecules (RIMs), protéines centrales de la ZA, dans cette régulation. La régulation de l’ancrage a été étudiée sur un modèle de cultures organotypiques de tranches d’hippocampe dont l’activité est bloquée 3 jours par l’application de tétrodotoxine. Ces tranches ont été immobilisées par congélation sous haute pression (CHP) pour être observées en ME sans les artefacts induits par les fixations aldéhydiques. Le blocage d’activité entraîne une augmentation du nombre de VSs ancrées, de la taille de la ZA, et du nombre de récepteurs postsynaptiques au glutamate de type GluA2. Le nombre de VSs total dans le bouton et la taille du bouton ne changent pas. En immunocytochimie Nous n’avons pas observé de modification de la quantité moyenne de protéines RIM1/2 dans les terminaisons présynaptiques sous l’effet du blocage d’activité. Enfin, les enregistrements électrophysiologiques ne révèlent pas de modification de fréquence des courants excitateurs miniatures malgré l’augmentation du nombre de VSs ancrées. Ces résultats montrent une régulation spécifique de la taille de la jonction synaptique par l’activité neuronale et indiquent que le nombre de VSs ancrées n’est par régulé par la quantité de RIM.La deuxième partie de mon travail a consisté à développer un outil d’étude du cycle des VSs. En effet, la ME ne permet pas d’observer des évènements dynamiques, tandis que la résolution spatiale des microscopes optiques est insuffisante pour observer directement les VSs. Nous avons voulu associer une stimulation optogénétique de neurones avec leur immobilisation rapide par CHP, afin de pouvoir observer en ME les VSs à des temps précis après la stimulation. Nous avons travaillé sur des cultures dissociées de neurones d’hippocampe de rat. Ces neurones ont été infectés avec un Adeno-Associated Virus exprimant une protéine, la ChannelRhodopsine2, pour les rendre activables par des stimulations lumineuses. Une collaboration avec Leica Microsystems a permis de modifier l’appareil de congélation (HPM) pour (i) stimuler les neurones dans l’HPM, et (ii) synchroniser cette stimulation avec la congélation. Ce nouvel outil devrait permettre dans le futur une analyse du trafic des VSs à très haute résolution temporelle et spatiale. / Chemical synapses are highly specialized structures that convey information unidirectionnally, from a presynaptic to a postsynaptic element. Presynaptic terminals convert action potentials into chemical signals. These axonal varicosities contain synaptic vesicles (SVs) filled with neurotransmitter (NT) molecules. A fraction of the SVs are apposed (docked) to a part of the plasma membrane called the active zone (AZ; Bennett et al. 1992, Siksou et al. 2009b). The AZ is located in front of the postsynaptic accumulation of NT receptors. Depolarization of a terminal by an AP activates voltage dependent calcium channels. The resulting calcium influx induces the fusion of a fraction of the docked SVs in less than a millisecond, which release their NT content (Sabatini & Regehr 1996, Lisman et al. 2007). New SVs are then produced through a process of compensatory endocytosis (Rizzoli & Betz, 2005). Unanswered questions remain about the mechanism of this regulated traffic of SVs. We studied the regulation of SVs docking and developed a tool to analyze the cycle of SVs with electron microscopy (EM). The first part of my PhD work was focused on the regulation of the number of docked SVs at the AZ. Our objective was to determine whether SVs docking was regulated specifically or together with other morphological parameters of the bouton. We also investigated the role of Rab3-Interacting Molecules (RIMs), central proteins of the AZ, in this regulation. We worked on organotypic culture of hippocampal slices in which we blocked neuronal activity with tetrodotoxin for 3 days. Slices were immobilized using high pressure freezing (HPF) to avoid artifacts due to chemical fixation, and studied with EM. Activity blockade induced an increase in the number of docked SVs, in the size of the AZ and in the number of GluA2 postsynaptic glutamate receptors. However, the total number of SVs in the bouton and the size of the bouton did not change. With immunocytochemistry we did not detect any change in the mean amount of RIM in presynaptic terminals after chronic activity blockade. Furthermore, electrophysiology recordings showed no increase of the mean frequency of mEPSCs despite the increase in the number of docked SVs. Together these results show a specific regulation of the size of the presynaptic junction by neuronal activity, and indicate that the amount of RIMs does not regulate the number of docked SVs. The second part of my work consisted in the development of a new tool to study the cycle of SVs. Indeed, EM does not allow the visualization of dynamic phenomenon, whereas optical microscopes do not have a sufficient spatial resolution to observe SVs with the required precision. We wanted to associate optogenetic stimulations of neurons with their rapid immobilization by HPF, in order to visualize SVs at precise moments after stimulation. We worked on rats hippocampal dissociated neurons cultures. These neurons were infected with an Adeno-Associated Virus encoding a light sensitive protein channel, the ChannelRhodopsin2, in order to be able to activate them with light stimulations. We collaborated with Leica Microsystems to modify our high pressure machine (HPM), so that we can (i) stimulate the neurons within the HPM, and (ii) synchronize this stimulation with the freezing. In the future, this new tool this system should allow us to analyze the traffic SVs with high temporal and spatial resolution.