Chlamydia trachomatis is an obligate intracellular pathogen that replicates inside a vacuole, the so-called inclusion. During replication by a biphasic life-cycle Chlamydia secrete via their type 3 secretion system various effector proteins into the inclusion lumen, the inclusion membrane or the host cell cytosol to form their favored replication niche. Chlamydia-infected cells are highly resistant against apoptosis since the replicative form of Chlamydia is non-infectious and premature cell death would cause complete loss of one Chlamydia generation. The bacteria block apoptosis by preventing mitochondrial outer membrane permeabilization. Various proteins with anti-apoptotic function are enriched in Chlamydia-infected cells such as Mcl-1, cIAP2, Survivin or HIF1α. The accumulation of these proteins is a result of increased gene expression and direct protein stabilization. However, the molecular mechanisms and involved bacterial effector proteins are mostly unknown.
With this work the molecular mechanisms of Mcl-1 stabilization and the participation of chlamydial factors were investigated. Mcl-1 is a member of the Bcl-2 protein family and has an extremely short half-life causing its permanent ubiquitination and subsequent degradation by the 26S proteasome under normal homeostasis whilst Mcl-1 accumulation results in apoptosis inhibition. It was shown that during C. trachomatis infection Mcl-1 ubiquitination is reduced causing its stabilization albeit no cellular ubiquitin-proteasome-system components are involved in this process. However, C. trachomatis express the two deubiquitinases ChlaDUB1 and ChlaDUB2 which are mostly uncharacterized. With this work the expression profile, subcellular localization, substrates and function of the deubiquitinases were investigated. It was shown that ChlaDUB1 is secreted to the surface of the inclusion where it interacts with Mcl-1 which is accumulated in the proximity of this compartment. By utilization of infection experiments, heterologous expression systems and in vitro experiments a direct interaction of ChlaDUB1 and Mcl-1 was demonstrated. Furthermore, it was shown that Mcl-1 is deubiquitinated by ChlaDUB1 causing its stabilization. During replicative phase of infection, ChlaDUB2 seems to be accumulated in the chlamydial particles. However, ChlaDUB2 substrates could not be identified which would give an indication for the physiological role of ChlaDUB2.
Since 2011, a protocol to transform C. trachomatis with artificial plasmid DNA is available. As part of this work the transformation of C. trachomatis with plasmid DNA suitable for the permanent or inducible protein overexpression on a routinely basis was established. In addition, the first targeted homologous recombination into the chlamydial genome to replace the ChlaDUB1 gene by a modified one was performed and validated. The targeted homologous recombination was also used to create a ChlaDUB1 knock-out mutant; however deletion of ChlaDUB1 seems to be lethal for C. trachomatis. Due to the fact that ChlaDUB1-lacking Chlamydia could not be obtained an inhibitor screen was performed and identified CYN312 as a potential ChlaDUB1 inhibitor. Application of CYN312 during infection interfered with chlamydial growth and reduced Mcl-1 quantity in infected cells. Furthermore, CYN312 treated Ctr-infected cells were significantly sensitized for apoptosis.
Taken together, C. trachomatis secretes the deubiquitinase ChlaDUB1 to the surface of the inclusion where it deubiquitinates Mcl-1 causing its accumulation in infected cells resulting in apoptosis resistance. Application of the ChlaDUB1 inhibitor CYN312 interferes with Mcl-1 stabilization sensitizing infected cells for apoptosis. / Chlamydia trachomatis ist ein obligat intrazelluläres Bakterium, welches sich in einer Vakuole, der sogenannten Inclusion vermehrt. Chlamydien durchlaufen einen zweiphasigen Entwicklungszyklus während welchem sie zu bestimmten Zeitpunkten der Infektion Effektorproteine mittels ihres Typ 3 Sekretionssystems in das Inclusionslumen, die Inclusionsmembran oder das Wirtszellzytoplasma sekretieren. Durch die Aktivität der Effektorproteine schaffen die Chlamydien die für sie favorisierten Bedingungen. Zusätzlich zeigen infizierte Zellen eine hohe Resistenz gegenüber Apoptose. Ein vorzeitiger Zelltod der Wirtszelle würde zum Verlust einer vollständigen Generation an Chlamydien führen, da die replizierende Form der Chlamydien nicht infektiös ist. Chlamydien hemmen die Wirtszellapoptose indem sie die Permeabilisierung der äußeren Mitochondrienmembran verhindern. Es ist bekannt, dass mehrere anti-apoptotische Proteine wie Mcl-1, cIAP2, Survivin oder HIF1α während der Infektion mit Chlamydien zu bestimmten Zeitpunkten angereichert werden und für die Apoptoseinhibition wichtig sind. Allerdings sind die molekularen Mechanismen sowie die beteiligten bakteriellen Proteine weitestgehend unbekannt.
Mit dieser Arbeit wurden die molekularen Mechanismen der Mcl-1 Stabilisierung sowie die darin involvierten chlamydialen Proteine untersucht. Mcl-1, ein Mitglied der Bcl-2 Proteinfamilie, ist ein extrem instabiles Protein welches unter normalen Bedingungen permanent ubiquitiniert und vom 26S Proteasom abgebaut wird; eine Anreicherung von Mcl-1 hingegen führt zur Apoptoseinhibierung. In dieser Arbeit konnte gezeigt werden, dass während der Chlamydieninfektion Mcl-1 weniger ubiquitiniert wird was dessen Stabilisierung zur Folge hat. Es konnte jedoch keine Beteiligung von Komponenten des zellulären Ubiquitin-Proteasom-Systems festgestellt werden. C. trachomatis exprimiert zwei Deubiquitinasen welche weitestgehend uncharakterisiert sind. Ein weiteres Ziel dieser Arbeit war es das Expressionsprofil, die Lokalisierung, Substrate und die Funktion der Deubiquitinasen zu untersuchen. Es konnte gezeigt werden, dass ChlaDUB1 zur Oberfläche der Inclusion sekretiert wird und dort mit Mcl-1 interagiert, welches in diesem Kompartiment angereichert vorliegt. Unter Verwendung von Infektionsmodellen, heterologen Expressionssystemen sowie in vitro Experimenten konnte eine direkte Bindung beider Proteine sowie die spezifische Deubiquitinierung von Mcl-1 durch ChlaDUB1 gezeigt werden. Durch die permanente Deubiquitinierung mittels ChlaDUB1 wird Mcl-1 stabilisiert und im Bereich der Inclusionsoberfläche angereichert. Im Gegensatz zu ChlaDUB1 konnte ChlaDUB2 während der replikativen Phase der Infektion nicht im Zytoplasma sondern lediglich innerhalb der Bakterien detektiert werden. Außerdem konnten bislang keine Substrate für ChlaDUB2 identifiziert werden, welche auf die physiologische Funktion dieses Effektors schließen lassen könnten.
Seit 2011 ist ein Protokoll für die Transformation von Chlamydien mit artifizieller Plasmid-DNA verfügbar. Als Teil dieser Arbeit wurde die routinemäßige Transformation von Chlamydien mit Plasmid-DNA zur permanenten und induzierbaren Proteinüberexpression etabliert. Außerdem konnte die erste gezielte homologe Rekombination ins chlamydiale Genom durchgeführt werden. Hierbei wurde das ChlaDUB1-Gen durch eine modifizierte Form ersetzt. Die Herstellung einer ChlaDUB1-Deletionsmutante mittels homologer Rekombination war jedoch nicht erfolgreich, da ChlaDUB1 vermutlich essentiell für C. trachomatis ist. Da ChlaDUB1-defiziente Chlamydien nicht generiert werden konnten, wurde ein Inhibitorscreen durchgeführt und CYN312 als ChlaDUB1-Inhibitor identifiziert. Die Anwendung von CYN312 während Infektionsversuchen zeigte eine deutliche Reduktion des Chlamydienwachstums sowie eine verminderte Mcl-1 Stabilisierung. Als Folge dessen waren Chlamydien-infizierte und mit CYN312 behandelte Zellen signifikant für die Apoptoseinduktion sensibilisiert.
Mit der vorliegenden Arbeit konnte gezeigt werden, dass C. trachomatis die Deubiquitinase ChlaDUB1 während der Infektion an die Oberfläche der Inclusion sekretiert. Dort katalysiert ChlaDUB1 die Deubiquitinierung von Mcl-1 was dessen Anreicherung in infizierten Zellen und somit eine erhöhte Apoptoseresistenz zur Folge hat. Die Verwendung des ChlaDUB1-Inhibitors CYN312 verhindert die Mcl-1 Stabilisierung und sensibilisiert somit infizierte Zellen für Apoptose.
| Identifer | oai:union.ndltd.org:uni-wuerzburg.de/oai:opus.bibliothek.uni-wuerzburg.de:11001 |
| Date | January 2014 |
| Creators | Huber, Annette |
| Source Sets | University of Würzburg |
| Language | English |
| Detected Language | English |
| Type | doctoralthesis, doc-type:doctoralThesis |
| Format | application/pdf |
| Rights | https://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/3.0/de/deed.de, info:eu-repo/semantics/openAccess |
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