L'adhésion et la migration des cellules jouent un rôle important dans de nombreux mécanismes cellulaires qui vont de la morphogenèse à la prolifération tumorale en passant par la réparation des tissus. Il est maintenant bien établi que l'environnement physique et mécanique des cellules a une grande influence sur de nombreuses fonctions cellulaires comme l'adhésion et la migration ainsi que sur leur devenir et donc leur différentiation. Pour contrôler les propriétés de l'environnement cellulaire, nous avons choisi de combiner des méthodes de micro-fabrication issues de la microélectronique aux techniques de biologie cellulaire et moléculaire. Nous nous sommes notamment intéressés à l'influence de la rigidité du support sur la migration cellulaire et les forces mécaniques exercées par les cellules, des fibroblastes, sur la matrice. Pour cela, nous avons utilisé un substrat constitué de micro-piliers flexibles, qui ont servi de micro-capteurs de force. Nous avons montré que les cellules employées adaptent les forces qu'elles exercent sur leur support à la rigidité de ce dernier. Nous avons ensuite étudié l'influence de la topographie du substrat sur la migration cellulaire. Nous avons pour cela également utilisé des micro-piliers, mais dont le diamètre est 5 à 10 fois supérieur aux précédents. Les cellules, en migrant, rencontrent donc alternativement des surfaces lisses et rugueuses. Nous avons montré que dans ces environnements, les cellules adoptent un comportement s'approchant de celui observé dans un gel tridimensionnel et que le noyau joue un rôle dans cette migration. Enfin, nous avons abordé l'étude de l'étalement cellulaire dans ces environnements texturés.

Dans les tissus, les cellules génèrent et sont soumises en permanence à des forces mécaniques. Les perturbations biochimiques à l'intérieur des cellules, ainsi que les altérations de leur environnement mécanique peuvent modifier l'équilibre physiologique et mener à des pathologies, comme le cancer. Bien que les propriétés mécaniques puissent être modifiées à l'échelle du tissus, la compréhension de la mécanique au niveau de la cellule unique demeure importante. En particulier, la différenciation, la migration des cellules immunitaires et le caractère invasif d'un cancer dépendent fortement des propriétés mécaniques des cellules uniques. Les déformations mécaniques peuvent induire un changement de la surface et du volume cellulaires. Nous nous intéressons particulièrement à la régulation du volume cellulaire chez les cellules mammifères dans le contexte de déformations à différentes échelles de temps. Jusqu'à présent, la régulation du volume dans ce contexte n'a été que très peu étudiée, en raison de la difficulté d'obtention de mesures précises, et du fait que le volume de la cellule est généralement considéré comme constant. Nous avons développé une méthode de mesure du volume cellulaire reposant sur l'exclusion de fluorescence, qui nous permet d'effectuer des mesures de volume précise au niveau de la cellule unique. Dans cette étude, nous nous sommes concentrés sur la régulation du volume cellulaire au cours de l'étalement dynamique sur un substrat (échelle de temps : minutes). Nous avons démontré qu'il existe différents régimes de régulation du volume lors de l'étalement : les cellules réduisent, augmentent ou ne modifient pas leur volume, en fonction de l'état du cortex d'actomyosine et de la vitesse d'étalement. Nous avons constaté que les cellules s'étalant plus vite ont tendance à perdre davantage de volume. Notre hypothèse est que lors d'une extension rapide de lamellipode dépendante d'Arp2/3, l'actine tire sur la membrane et génère une tension et l'activation de transport ionique, s'accompagnant d'une perte de volume compensatoire. L'inhibition de la polymérisation de l'actine ou de sa ramification dépendante d'Arp2/3 réduit la vitesse d'étalement et ainsi la perte de volume. Nous avons ensuite montré que l'inhibition de la contractilité augmente la vitesse d'étalement et la perte de volume. Cependant, l'inhibition d'Arp2/3 dans des cellules à faible contractilité conduit à un étalement rapide sans perte de volume. En effet, l'inhibition d'Arp2/3 induit des bulles de membranes, une déformation rapide n'induirait donc pas de perte de volume car la cellule peut relâcher la tension en dépliant la membrane. Nous avons également montré que la régulation du volume en réponse à une compression mécanique rapide (échelle de temps : millisecondes) indépendante de l'adhérence dépend également de l'état du cortex d'actomyosine. Les cellules perdent jusqu'à 30% de leur volume lorsqu'elles sont confinées, car la membrane plasmique est attachée au cortex et ne peux pas être dépliée en réponse à l'augmentation de la tension. La perturbation du cortex d'actine induit le détachement de la membrane et limite la perte de volume. Enfin, nous avons montré que la réponse du volume à un choc osmotique (échelle de temps : secondes) est plus que complexe que décrite dans la littérature. Nos données indiquent qu'au niveau de la cellule unique, la réponse initiale du volume au changement de l'osmolarité extérieure n'est pas un processus passif uniforme. En utilisant la technique du choc osmotique, nous avons également confirmé que les cellules ont un large excès de membrane repliée dans des réservoirs. Nos résultats montrent que le volume et l'aire cellulaires sont couplés par l'homéostasie de la tension de surface, et, étant donné que les déformations induisent une augmentation de la tension de surface, elles conduisent à des modifications du volume et de l'aire de la cellule. / The field of biomechanics significantly progressed in the last two decades. The importance of the feedback between biochemical signaling and physical properties was revealed in many studies. Cells within tissues constantly generate and experience mechanical forces. Biochemical perturbations inside the cells as well as alterations in the mechanical environment can shift the tiny balance of normal physiological state and lead to pathologies, e.g. cancer. Although the mechanical properties of individual cells can alter when they are within the tissues, the understanding of single cell mechanics is still important. Differentiation, immune cell migration, and cancer invasion strongly depend on the mechanical properties of individual cells. Mechanical deformations can lead to a change in cell surface area and volume. We are particularly interested in single mammalian cell volume regulation in the context of deformations of different timescales. For the moment, volume regulation in this context was out from the research interest, probably due to the difficulties of accurate measurements, and cell volume often considered as a constant parameter. We developed a method for cell volume measurements based on a fluorescent exclusion that allowed us to perform precise volume measurements of individual live cells. In the present study, we mainly focused on cell volume regulation while dynamic spreading on a substrate (timescale – minutes). We demonstrated that there are different regimes for volume regulation while spreading: cells decrease, increase or do not change volume, and a type of the regime depends on the state of the actomyosin cortex and spreading speed. We obtained that faster-spreading cells tend to lose more volume. Our hypothesis is that during fast Arp2/3-driven lamellipodia extension actin pull on the membrane that generates tension and activation of ion transport and regulatory volume loss. Inhibition of actin polymerization or Arp2/3-dependent actin branching decreases spreading speed and volume loss. Next, we showed that inhibition of contractility increases spreading speed and volume loss. However, inhibition of Arp2/3 complex in cells with low contractility leads to fast spreading without volume loss. Our explanation is that inhibition of Arp2/3 induces cell blebbing and even fast deformation does not lead to volume loss as a cell can relax tension by membrane unfolding. We also showed that volume regulation in response to fast mechanical compression (timescale – milliseconds) independent of adhesion also depends on the actomyosin cortex state. Control cells lose up to 30% of volume under confinement, as the cell membrane is attached to the cortex and cannot be unfolded in response to the tension increase. Disruption of actin cortex leads to membrane detachment and prevents volume loss under confinement. Additionally, we showed that cell volume response to the osmotic shock (timescale – seconds) is more complex than it used to be known in the literature. For instance, our data indicate that at the level of individual cells initial volume response to the change of external osmolarity is not a uniform passive process. Using osmotic shock technique, we also confirmed that cells have a large excess of membrane folded in reservoirs. Taken together, our data show that cell volume and surface area are coupled through surface tension homeostasis and as deformations induce surface tension increase, they lead to change volume and surface area.