Um dos desafios atuais da engenharia de tecidos é o desenvolvimento de biomateriais substitutos e/ou equivalentes que mimetizem o tecido normal. Os estudos empregando cultura celular em monocamada encontram limitações no que concerne às interações bidimensionais entre as células e experimentos utilizando animais, devido à elevada variabilidade, não conseguem predizer os resultados em humanos, comprometendo a sua relevância clínica. À vista disso, a cultura tridimensional de células (3D) utilizando um biomaterial fabricado para promover a proliferação e diferenciação celular tem sido utilizada para recriar a complexidade de um tecido normal, permitindo uma maior e complexa interação celular. Visando mimetizar o ambiente encontrado in vivo, este trabalho investiu no desenvolvimento de uma derme reconstituída (equivalente dérmico) in vitro utilizando como matriz biológica o colágeno, componente mais abundante da derme como suporte para os fibroblastos humanos, assim como na avaliação da fotobiomodulação com luz em 630 nm. Foi preparada uma esponja a partir do colágeno de serosa porcina 1,1% hidrolisado por 96 h. A caracterização do biomaterial foi realizada pela determinação da porosidade, do diâmetro dos poros, da absorção de fluidos e por ensaios de biocompatibilidade, uma vez que estes parâmetros são importantes para a proliferação e diferenciação celular na consequente formação do tecido in vitro. O biomaterial exibiu porosidade de 95,2%, com poros medianos de 44 &#956m estimados por porosimetria de injeção de mercúrio, além de canais com distância média entre as paredes de 78+/-14 &#956m estimado por MEV. Esses valores são considerados como ideais para um biosuporte de crescimento de fibroblastos. A absorção de água e meio de cultura foi de 95% e a esponja não apresentou citotoxicidade para a linhagem celular Vero. Adicionalmente, foi investigado o efeito de irradiação na cultura 3D com luz vermelha (dose 30 J/cm2), que mostrou fotobiomodulação na dose de 30 J/cm2 para cultura de células em monocamada e no início da fase de crescimento celular em cultura tridimensional. Por microscopia confocal, verificou-se que as células cultivadas na presença da esponja (cultura 3D), apresentaram diferenciação e secreção de matriz extracelular. Portanto, os resultados apresentados mostraram que a esponja de colágeno utilizada como biomaterial para suporte celular é eficiente para a produção de uma derme reconstituída (equivalente) in vitro e que a fotobiomodulação em 630 nm na dose de 30 J/cm2 de fato acelera o crescimento celular na matriz. / The development of biomaterials substitutes and/or equivalents to mimic normal tissue is a currently challenge in tissue engineering. Studies using cell monolayer culture presents limitations with respect to two-dimensional interactions between the cells, and experiments using animals cannot predict results in humans, due to the high viability, thus compromising their clinical relevance. In consequence, three-dimensional cell culture (3D) using a biomaterial designed to promote cell proliferation and differentiation has been used to recreate the complexity of a normal tissue, allowing a larger and complex cellular interaction. Aiming to mimic the in vivo environment, the present work refers to create a reconstituted dermis (dermal equivalent) in vitro using collagen, the most abundant component of the dermis, as biological matrix, as support for human fibroblasts, as well evaluate the photobiomodulation with light at 630 nm. First, a sponge was prepared from serous 1.1% porcine collagen hydrolyzed for 96 h. The biomaterial was characterized by determination of its porosity, pore diameter, the fluid absorption and the biocompatibility assays, since these parameters are important to the cell proliferation and differentiation resulting in the in vitro tissue formation. The biomaterial showed porosity of 95.2%, with a median pore of 44 &#956M estimated by mercury porosimetry injection, and channels with an average distance between the walls of 78+/-14 &#956M estimated by SEM. These values are considered as ideal for a biosupport fibroblast growth. The absorption of water and growth medium was 95%, and the sponge showed no cytotoxicity for the Vero cell line. Additionally, it was investigated the effect of irradiation in 3D culture with red light (dose 30 J/cm2), that showed photobiomodulation on the dose 30 J/cm2, for culturing cells in monolayer and in the early-stage of the cell growth in three-dimensional culture. By confocal microscopy, it was verified that the cells cultured in the presence of the sponge (3D culture), allows differentiation and extracellular matrix secretion. Therefore, the results showed that the collagen sponge used as a biomaterial for cell support and the photobiomodulation at 630 nm and dose of 30 J/cm2 are efficient for the production of a reconstructed dermis (equivalent) in vitro.

Um dos desafios atuais da engenharia de tecidos é o desenvolvimento de biomateriais substitutos e/ou equivalentes que mimetizem o tecido normal. Os estudos empregando cultura celular em monocamada encontram limitações no que concerne às interações bidimensionais entre as células e experimentos utilizando animais, devido à elevada variabilidade, não conseguem predizer os resultados em humanos, comprometendo a sua relevância clínica. À vista disso, a cultura tridimensional de células (3D) utilizando um biomaterial fabricado para promover a proliferação e diferenciação celular tem sido utilizada para recriar a complexidade de um tecido normal, permitindo uma maior e complexa interação celular. Visando mimetizar o ambiente encontrado in vivo, este trabalho investiu no desenvolvimento de uma derme reconstituída (equivalente dérmico) in vitro utilizando como matriz biológica o colágeno, componente mais abundante da derme como suporte para os fibroblastos humanos, assim como na avaliação da fotobiomodulação com luz em 630 nm. Foi preparada uma esponja a partir do colágeno de serosa porcina 1,1% hidrolisado por 96 h. A caracterização do biomaterial foi realizada pela determinação da porosidade, do diâmetro dos poros, da absorção de fluidos e por ensaios de biocompatibilidade, uma vez que estes parâmetros são importantes para a proliferação e diferenciação celular na consequente formação do tecido in vitro. O biomaterial exibiu porosidade de 95,2%, com poros medianos de 44 &#956m estimados por porosimetria de injeção de mercúrio, além de canais com distância média entre as paredes de 78+/-14 &#956m estimado por MEV. Esses valores são considerados como ideais para um biosuporte de crescimento de fibroblastos. A absorção de água e meio de cultura foi de 95% e a esponja não apresentou citotoxicidade para a linhagem celular Vero. Adicionalmente, foi investigado o efeito de irradiação na cultura 3D com luz vermelha (dose 30 J/cm2), que mostrou fotobiomodulação na dose de 30 J/cm2 para cultura de células em monocamada e no início da fase de crescimento celular em cultura tridimensional. Por microscopia confocal, verificou-se que as células cultivadas na presença da esponja (cultura 3D), apresentaram diferenciação e secreção de matriz extracelular. Portanto, os resultados apresentados mostraram que a esponja de colágeno utilizada como biomaterial para suporte celular é eficiente para a produção de uma derme reconstituída (equivalente) in vitro e que a fotobiomodulação em 630 nm na dose de 30 J/cm2 de fato acelera o crescimento celular na matriz. / The development of biomaterials substitutes and/or equivalents to mimic normal tissue is a currently challenge in tissue engineering. Studies using cell monolayer culture presents limitations with respect to two-dimensional interactions between the cells, and experiments using animals cannot predict results in humans, due to the high viability, thus compromising their clinical relevance. In consequence, three-dimensional cell culture (3D) using a biomaterial designed to promote cell proliferation and differentiation has been used to recreate the complexity of a normal tissue, allowing a larger and complex cellular interaction. Aiming to mimic the in vivo environment, the present work refers to create a reconstituted dermis (dermal equivalent) in vitro using collagen, the most abundant component of the dermis, as biological matrix, as support for human fibroblasts, as well evaluate the photobiomodulation with light at 630 nm. First, a sponge was prepared from serous 1.1% porcine collagen hydrolyzed for 96 h. The biomaterial was characterized by determination of its porosity, pore diameter, the fluid absorption and the biocompatibility assays, since these parameters are important to the cell proliferation and differentiation resulting in the in vitro tissue formation. The biomaterial showed porosity of 95.2%, with a median pore of 44 &#956M estimated by mercury porosimetry injection, and channels with an average distance between the walls of 78+/-14 &#956M estimated by SEM. These values are considered as ideal for a biosupport fibroblast growth. The absorption of water and growth medium was 95%, and the sponge showed no cytotoxicity for the Vero cell line. Additionally, it was investigated the effect of irradiation in 3D culture with red light (dose 30 J/cm2), that showed photobiomodulation on the dose 30 J/cm2, for culturing cells in monolayer and in the early-stage of the cell growth in three-dimensional culture. By confocal microscopy, it was verified that the cells cultured in the presence of the sponge (3D culture), allows differentiation and extracellular matrix secretion. Therefore, the results showed that the collagen sponge used as a biomaterial for cell support and the photobiomodulation at 630 nm and dose of 30 J/cm2 are efficient for the production of a reconstructed dermis (equivalent) in vitro.

A Terapia Fotodinâmica (TFD) é uma modalidade de tratamento de câncer que consiste na interação de três componentes: fotossensibilizador (FS), luz para ativar o FS e o oxigênio presente nos tecidos. Os estudos da fototoxicidade e do potencial de agente terapêuticos utilizados no tratamento do câncer, dentre eles os FSs, são realizados utilizando culturas celulares bidimensionais (2D) ou modelos animais. No entanto, os modelos 2D apresentam limitações, como impossibilitar sinais tão importantes que ocorrem in vivo, dentre eles o contato célula-célula e célula-matriz. Além disso, busca-se reduzir cada vez mais o número de animais em pesquisas científicas. Diante dessas limitações, nos últimos 30 anos tem sido desenvolvidos métodos alternativos in vitro que possam mimetizar melhor as complexas estruturas e funcionalidade dos sistemas in vivo. O objetivo desse estudo foi desenvolver um modelo de cultura de células tridimensional (3D) e um modelo de plataforma de cultura microfluídica para avaliar a viabilidade de células de carcinoma humano (HEp-2) após aplicação da terapia fotodinâmica com hipericina. O modelo 3D foi produzido utilizando-se colágeno tipo I aniônico e a plataforma de cultura microfluídica foi produzida utilizando-se lâmina de plástico, que serviu como base para o adesivo biocompatível utilizado para delimitar o canal celular e o poliéster, servindo como uma espécie de tampa para os dois materiais. A caracterização do biomaterial utilizado no modelo 3D foi realizada pela determinação da porosidade e diâmetro dos poros por meio da Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) e por ensaios de citotoxicidade pelo método de difusão em ágar e pelo método do MTT (ISO 10993-5). Os ensaios de citotoxicidade comprovaram que o biomaterial utilizado é biocompatível e não causa nenhuma citotoxicidade as células. A viabilidade celular da linhagem HEp-2 foi acompanhada no modelo 2D e 3D durante 168 h (sete dias) utilizando o método do MTT e na plataforma microfluídica por 24 h através de microscopia de fluorescência com perfusão contínua de meio de cultura. Em ambos os modelos as células apresentaram-se capazes de se manter aderidas e em multiplicação. Nos ensaios fototóxicos realizados no modelo 3D por meio do método do MTT, observou-se que a viabilidade celular diminui à medida que se aumenta a concentração da hipericina, mantendo-se a dose de luz e o tempo de incubação constantes, sugerindo que as células HEp-2 em cultura 2D apresentaramse mais sensíveis à TFD do que as células em cultura 3D. Os ensaios fototóxicos na plataforma microfluídica mostraram através da análise das imagens de microscopia de fluorescência que o tipo de morte celular preponderante foi a apoptose. Portanto, os resultados apresentados sugerem que é possível a realização de estudos de terapia fotodinâmica no modelo de cultura tridimensional bem como na plataforma microfluídica de cultura de células. / Photodynamic Therapy (PDT) is a cancer treatment modality consisting of the interaction of three components: photosensitizer (PS), light to activate the PS and oxygen present in the tissues. The studies about the toxicity and potential of therapeutic agents used for cancer treatment, among them the PS, are performed using 2D cell cultures or animal models. However, the 2D models have several limitations, such as making it impossible that important signals which occur in vivo, such as cell-cell and cell-matrix contact occur. In addition, it is importatnt to reduce the number of animals in scientific research. Due of the limitations of the twodimensional cell culture models and the need to reduce the use of animals in research, in the last 30 years alternative in vitro methods have been developed which t can better mimic the complex structures and functionality of in vivo systems. Therefore, the objective of this study was to develop a three-dimensional (3D) cell culture model and a microfluidic culture platform model to evaluate the viability of human carcinoma cells (HEp-2) after photodynamic therapy with hypericin. The 3D support was produced using type I collagen and the microfluidic culture platform was produced using a plastic blade which served as the basis for the surgical adhesive, used to delimit the cell canal and the polyester, serving as a sort of cap for both materials. The characterization of the biomaterial used in the 3D model was performed by determination of the porosity and pore diameter by Scanning Electron Microscopy (SEM) and by cytotoxic assays using the agar diffusion method and the MTT method (ISO 10993-5). It was observed that the biomaterial used in the 3D model is biocompatible and does not cause any cytotoxicity to the cells. The cell viability of the HEp-2 cells was monitored in the 2D and 3D models for 168 h (seven days) using the MTT method and in the microfluidic platform for 24 h by fluorescence microscopy with continuous perfusion of culture medium. In both models the cells are able to remain adherent and in multiplication. In the phototoxic assays performed on the microfluidic platform, the analysis of fluorescence microscopy images showed that the preponderant cell death type was apoptosis. Results suggest that is possible to perform photodynamic therapy studies in the three-dimensional culture model as well as in the microfluidic cell culture platform.