La technique d’empreinte génétique par rep-PCR, qui utilise des séquences d’ADN répétitives, a été utilisée pour mettre en évidence la présence de groupes d’Escherichia coli signatures pour divers poulaillers et d’évaluer leur évolution suite au détassement. L’amorce (GTG)5 a été utilisée pour générer des empreintes d’ADN de 522 isolats provenant de 7 poulaillers échantillonnés deux fois : juste avant et 5 jours après le détassement. Les empreintes d’ADN ont été analysées selon l’algorithme de correspondance de bandes de Jaccard. Les analyses de Jackknife des coefficients de similitude ont révélé qu’entre 73% et 93% des isolats ont pu être correctement regroupés selon leur poulailler d’origine. Un dendrogramme construit à partir des coefficients de similitude de Jaccard a groupé les isolats dans 42 grappes avec près de la moitié dans une seule grappe. Environ 80% des isolats ont été groupés dans les 6 plus grosses grappes. Quatre de ces grappes été constituées majoritairement d’isolats provenant d’un seul site. Ces grappes pourraient être des grappes signatures qui permettraient d’identifier des poulaillers en particulier. La comparaison des nombres de grappes présentes avant et après le détassement a révélé une variabilité de l’impact du détassement sur les populations fécales d’E. coli. Pour certains sites, il y avait peu d’agrégats présents tant avant qu’après le détassement alors que pour d’autres sites c’était le contraire. Quoique plus de recherches soient nécessaires afin de valider les conclusions, nos résultats suggèrent la présence de sous-populations signatures d’E. coli pour certains poulaillers et une réponse variable à l’effet du détassement. / Rep-PCR genomic fingerprinting, which uses repetitive intergenic DNA sequences, was investigated as a mean to identify signature pattern of chicken fecal Escherichia coli populations and evaluate their changes over time. The (GTG)5 primer was used to generate DNA fingerprints from 522 isolates originating from 7 chicken houses just prior to, and five days after, thinning. The DNA fingerprints were analysed by using the Jaccard band-matching algorithm. Jackknife analysis of the resulting similarity coefficients revealed that between 73% and 93% of the isolates could correctly be grouped in their house of origin. A dendrogram constructed by using Jaccard similarity coefficients grouped the isolates in 42 clusters with approximately half of them in the same cluster. Out of the 6 largest clusters, containing 80% of all isolates, 4 consisted mostly of isolates coming from only 1 house. These clusters could represent signature clusters identifying specific houses. A comparison of the number of clusters present before and after thinning for each house revealed a substantial difference in the behaviour of the fecal E. coli. For some houses, there were few clusters represented both before and after thinning, with a high number of new clusters appearing after thinning whereas in other houses, the contrary was observed. Our results suggest the presence of a signature subpopulation in some chicken houses and a variable response of the E. coli population to the effect of thinning.