Das Ziel dieser Arbeit war die Entwicklung eines vaskularisierten, autologen Implantats zur Behandlung von schweren Verletzungen der Trachea im Umfeld der guten Herstellungspraxis. Die Matrix besteht aus einem circa 14 cm langen Stück porcinen, azellularisierten Dünndarm und BioVaSc (Biological Vascularized Scaffold) genannt wird. Dieses wird dann mit isolierten und kultivierten Zellen des Patienten besiedelt und reift für zwei Wochen in einem speziell hierfür entwickelten Bioreaktorsystem. Danach erfolgt die Analyse bzw. die Implantation in den Patienten. Nach der Präparation und Überprüfung der Qualität, erfolgte die Azellularisierung der BioVaSc zur Entfernung der porcinen Zellen und der enzymatische Abbau der DNS, unter Erhalt des natürlichen Gefäßsystems. Hierfür ist Natriumdesoxycholat verwendet worden, wobei Rückstände davon das Ansiedeln der autologen Zellen negativ beeinflussen könnten. Deshalb wurde ein Test etabliert, mit dessen Hilfe, das Auswaschen der Azellularisierungsdetergenz bis zur Sterilisation nachweisbar war. Des Weiteren könnten in der BioVaSc natürlicherweise enthaltene Endotoxine Immunreaktionen im späteren Empfänger auslösen. Die gesetzlichen Grenzwerte konnten durch Modifikationen des Protokolls, unter Berücksichtigung der guten Herstellungspraxis, erreicht werden. Weiterhin konnte histologisch eine weitgehende DNS- und Zellfreiheit nachgewiesen werden, in der quantitativen Analyse ergab sich eine Abreicherung von 97% im Vergleich zum Ausgangsmaterial. Zur Bestimmung der funktionellen Stabilität der azellularisierten Matrix wurde die maximal tolerable Zugspannung bestimmt. Zur Besiedlung der Gefäße der Matrix wurden mikrovaskuläre Endothelzellen und für das Lumen Fibroblasten und Skelettmuskelzellen verwendet. Die Protokolle zur Isolation und Kultur sind hierzu unter den Bedingungen der guten Herstellungspraxis etabliert, optimiert und mit, soweit möglich, zertifizierten Reagenzien durchgeführt worden. Zur genauen Charakterisierung der Zellen wurden diese immunhistologisch über vier Passagen analysiert, wobei sich je nach Zelltyp und Differenzierungsstadium unterschiedliche Expressionsmuster ergaben. Zur Herstellung des autologen Implantats wurden zunächst die mikrovaskulären Endothelzellen in das vorhandene Gefäßsystem der BioVaSc eingebracht und dann für sieben Tage im etablierten Bioreaktorsystem kultiviert. Danach erfolgte die Besiedlung des Lumens mit Skelettmuskelzellen und Fibroblasten und die weitere siebentägige Kultur im Bioreaktorsystem. Die Besiedlung des Gefäßsystems musste optimiert werden, um sowohl die Besiedlungsdichte zu steigern als auch die Effizienz zu erhöhen. Das Lumen konnte mit der etablierten Methode vollständig besiedelt werden. Nach vierzehntägiger Kultur im Bioreaktorsystem erfolgte die Kontrolle der Zellvitalität, wobei sowohl in den Gefäßstrukturen als auch im Lumen der BioVaSc vitale Zellen nachweisbar waren. Histologische Analysen zeigten, dass die mikrovaskulären Endothelzellen in den verbliebenen vaskulären Strukturen CD31 und den vWF exprimieren. Wohingegen die histologische Unterscheidung zwischen Fibroblasten und Skelettmuskelzellen nicht möglich ist. Zusätzlich wurde die BioVaSc mit upcyte mvEC der Firma Medicyte besiedelt. Nach der vierzehntägigen Kultur im Bioreaktorsystem waren die Zellen sowohl in den Gefäßstrukturen als auch im Lumen und im Bindegewebe vital nachweisbar. In der histologischen Analyse konnte die Ausbildung von CD31, eNOS und vWF nachgewiesen werden. Des Weiteren wurde die Matrix mit mesenchymalen Stammzellen besiedelt, um zu analysieren, ob die Scherkräfte die Ausbildung endothelialer Marker stimulieren können. Nach vierzehntägiger Kultur konnte in den histologischen Analysen keine Ausbildung von CD31 oder dem vWF gefunden, allerdings vitale Zellen nachgewiesen werden. / In this work, a vascularized implant for the treatment for tracheal defects was developed according to GMP standards. For this purpose, a part of porcine small intestine was prepared, decellularized and sterilized. The remaining matrix, trademarked BioVaSc “Biological, Vascularized Scaffold”, was colonized with isolated and cultured cells from the patient and then matured for two weeks in a bioreactor system. Finally, the prepared for implantation autologous implant was extensively characterized. After the integrity check of the vessel system the decellularization process was started, which is performed by removing the porcine cells with sodium desoxycholat and enzymatic degradation of the residual DNA. As traces of sodium desoxycholat could negatively affect the seeding of the autologous cells, a test was established to demonstrate the depletion of sodium desoxycholat to acceptable traces in the final matrix preparation. Furthermore, the porcine starting material for the BioVaSc contains endotoxins, which could trigger immune reactions in the recipient if not efficiently removed. The legal limit for endotoxine levels in pharmaceutical products could be achieved through modifications of the protocol. In order to establish a GMP compliant process, specially certified chemicals were used wherever possible. The protocol was optimized until histological analysis showed only few residual cells and DNA residues. The quantitative DNA analysis revealed a decrease of 97 % of the initial DNA content. To determine storage stability, a tensile test to check elasticity of the BioVaSc was established. To colonize the matrix, autologous microvascular endothelial cells, fibroblasts and skeletal muscle cells were used. The protocols were established and optimized under GMP conditions and, wherever possible, certified reagents were used. For accurate characterization of these cells, immunohistology analyses were performed at each of the four passages for all cell types. For the final manufacturing of the autologous implant, microvascular endothelial cells were introduced into the vascular system of the BioVaSc and were cultured for seven days in a custom made bioreactor system under defined shear stress conditions resembling the human blood pressure. This was followed by culturing of skeletal muscle cells and fibroblasts in the lumen of the gut, followed by an additional seven-day culture period. Colonization of the vascular system had to be optimized in order to increase the population density as well as the efficiency of reseeding. The lumen was fully populated with fibroblasts and skeletal muscle cells by the established protocol. However, the discrimination between fibroblasts and skeletal muscle cells with normal histology was difficult because no fitting antibody was available. After a two-week culture in the custom made bioreactor system the analysis showed vital cells in the vascular structures and in the lumen of the BioVaSc. Further histological analysis were performed. In order to explore alternative cell sources, the BioVaSc was reseeded with upcyte mvEC. These transfected cells are highly proliferative and show typical endothelial markers. After fourteen days of culture in the bioreactor system, cells could be detected in vascular structures, lumen and in connective tissue. Live / dead staining and MTT identified vital cells within vascular structures. The histological analysis revealed expression of CD31, eNOS and vWF. Furthermore, the matrix was reseeded with mesenchymal stem cells; to test if shear stress triggers differentiation into endothelial like cells. This was checked through displaying the corresponding endothelial markers in histological analyses. After fourteen days of culture in the bioreactor system, histological analyzes show no expression of CD31 or vWF factor. Vital cells could be detected.