La synthèse de protéines recombinantes chez les microorganismes est d'un intérêt majeur pour la production de produits biopharmaceutiques, thérapeutiques et enzymatiques industriels. Cependant, la surproduction de protéines a un effet néfaste sur la physiologie cellulaire. Les ressources cellulaires (métabolites, énergie, machinerie moléculaire, espace cytosolique, etc.) sont en effet partagées entre les protéines de l'hôte et la protéine "gratuite". Cette surcharge non naturelle entraîne une croissance plus lente et des rendements en protéines plus faibles, un phénomène connu sous le nom de "burden". Dans mon projet de doctorat, il s'agissait (1) de déchiffrer les conséquences de la surproduction de protéines gratuites sur la physiologie cellulaire, (2) d'identifier le type de ressources limitantes, et (3) de surmonter cette limitation pour améliorer la production de protéines. Afin de déchiffrer les conséquences de la surproduction de protéines (1), nous avons analysé le taux de croissance, la production de protéines d'intérêt et le protéome de souches de Bacillus subtilis surproduisant divers niveaux de protéines rapportrices. Les protéines rapportrices ont été choisies de manière à être facilement quantifiables par fluorescence et par des tests d'activité (i.e. GFP, mKate2, LacZ, etc.). Pour obtenir les différents niveaux d'expression, nous avons construit des séquences synthétiques par assemblage de promoteurs constitutifs et inductibles et de régions d'initiation de traduction (TIR, RBS) variés. Nous avons ainsi montré que plus la quantité (et la taille) de la protéine produite était élevée, plus les taux de croissance étaient faibles et plus la taille des cellules était élevée. Par exemple, le taux de croissance a diminué de plus de 20 % lorsque la GFP était surproduite à plus de 5 % de la quantité totale de protéines solubles, selon des quantifications biochimiques et de fluorescence. Pour identifier le type de ressources limitantes (2), nous avons effectué une quantification relative des protéines sur les souches surproductrices de GFP et montré que certaines protéines non essentielles étaient moins abondantes dans ces souches. Nous avons ensuite dégradé spécifiquement les protéines rapportrices à l'aide d'un outil de biologie de synthèse précédemment mis au point pour B. subtilis, afin que les acides aminés puissent être recyclés dans le pool de ressources cellulaires. Avec une dégradation de 50-60% de GFP et mKate2, nous avons observé une restauration de 50% du taux de croissance. Ces résultats suggèrent que la quantité d'acides aminés (et par conséquent leur utilisation dans la synthèse des protéines) est le principal type de ressources limitantes. Pour améliorer la production de protéines (3), nous avons cherché à développer un système synthétique de recyclage des acides aminés basé sur le système de dégradation mentionné ci-dessus en surproduisant les protéases d'E. coli et B. subtilis (ClpXP) avec une protéine adaptatrice (SspB) d'E. coli. Cet outil pourrait permettre de dégrader spécifiquement des protéines non essentielles pour économiser des ressources cellulaires. Nous avons montré que la surproduction de ClpXP ou de SspB/ClpXP était suffisante pour permettre une dégradation complète des protéines produites à des niveaux bas et intermédiaires, et jusqu'à 50% des protéines fortement produites. Comme ClpXP est une protéase impliquée dans la réponse au stress, nous avons cherché à savoir si la surproduction de ClpXP pouvait avoir des conséquences négatives sur la physiologie cellulaire. Une quantification relative des protéines sur une souche surproductrice de ClpXP a montré que la surproduction de ClpXP provoque une réorganisation globale du protéome sans toutefois affecter le taux de croissance de la cellule. / Recombinant protein production in microorganisms is of great interest for the production of biopharmaceuticals, therapeutics and industrial enzymes. However, recombinant protein production has always shown a harmful effect on the microorganism cell physiology when excessively produced. Cell resources (i.e. metabolites, energy, molecular machinery, cytosolic space, etc.) are used to produce the host's proteins and the overproduced gratuitous protein. As a result, this unnatural extra load typically leads to slower growth and lower protein yields, a phenomenon known as ʻburdenʼ. This burden comes from the fact that the recombinant protein has no benefit for the microorganism, and that it only uses cell resources at the expense of the production of the endogenous essential proteins. In my PhD project, the issues were (1) to decipher the consequences of gratuitous protein overproduction on the cell physiology, (2) to identify the limiting type of resources, and (3) to overcome this limitation to improve protein production. To address the first issue (1), we analyzed growth rates, production of several proteins of interest, and genome-wide proteomes of Bacillus subtilis strains overproducing various levels of reporter proteins. The reporter proteins were chosen so that they were easily quantifiable by fluorescence and β-galactosidase activity assays (i.e. GFP, mKate2, LacZ, etc.). To obtain the various levels of expression, we built synthetic sequences made of the assembly of various constitutive and inducible promoters and translation initiation regions (TIR, RBS). Hence, we showed that higher was the amount (and size) of the protein produced, lower were the rates of growth and higher were the cell sizes. For instance, the growth rate decreased down by over 20% when GFP was overproduced above 5% of the total soluble protein amount according to both biochemical and fluorescence assays. To further identify the limiting type of resources (2), we performed a relative protein quantification on the strains overproducing GFP at different levels. Hence, we showed that some non-essential proteins were less abundant in the strains overproducing GFP. We next targeted the reporter proteins for degradation using a synthetic tool previously engineered in B. subtilis, so that amino acids can be recycled back to the pool of cell resources. Degrading the reporter gratuitous protein should also relieve the constraint on the cytosolic density by liberating intracellular space. With a degradation of 50-60% of GFP and mKate2, we observed a 50% restoration of the growth rate. This result together with the proteome analysis suggested that the amount of amino acids (and consequently their utilization in protein synthesis) was the main limiting type of resources. To overcome this limitation and improve protein production (3), we aimed at exploring a synthetic, amino acid recycling system based on the above mentioned degradation system. We decided to improve the targeted degradation system by overproducing the E. coli and B. subtilis ClpXP proteases together with an E. coli adaptor protein SspB. This tool may allow to target proteins for degradation in order to save resources and improve the production of a protein of interest. We showed that the overproduction of either ClpXP or SspB/ ClpXP were sufficient to allow a complete degradation of the proteins produced low and intermediate levels, and up to 50% of degradation of the proteins highly produced. As ClpXP is a protease involved in stress responses, we aimed to know whether the overproduction of ClpXP may have negative consequences on the cell physiology. We therefore performed relative protein quantification on a strain overproducing ClpXP. The results showed that ClpXP overproduction causes a global reorganisation on the proteome without affecting the growth rate of the cell.