Metabolically active microbial communities are present in a wide range of subsurface environments. Techniques like enumeration of microbial cells, activity measurements with radiotracer assays and the analysis of porewater constituents are currently being used to explore the subsurface biosphere, alongside with molecular biological analyses. However, many of these techniques reach their detection limits due to low microbial activity and abundance. Direct measurements of microbial turnover not just face issues of insufficient sensitivity, they only provide information about a single specific process but in sediments many different process can occur simultaneously. Therefore, the development of a new technique to measure total microbial activity would be a major improvement. A new tritium-based hydrogenase-enzyme assay appeared to be a promising tool to quantify total living biomass, even in low activity subsurface environments. In this PhD project total microbial biomass and microbial activity was quantified in different subsurface sediments using established techniques (cell enumeration and pore water geochemistry) as well as a new tritium-based hydrogenase enzyme assay. By using a large database of our own cell enumeration data from equatorial Pacific and north Pacific sediments and published data it was shown that the global geographic distribution of subseafloor sedimentary microbes varies between sites by 5 to 6 orders of magnitude and correlates with the sedimentation rate and distance from land. Based on these correlations, global subseafloor biomass was estimated to be 4.1 petagram-C and ~0.6 % of Earth's total living biomass, which is significantly lower than previous estimates. Despite the massive reduction in biomass the subseafloor biosphere is still an important player in global biogeochemical cycles. To understand the relationship between microbial activity, abundance and organic matter flux into the sediment an expedition to the equatorial Pacific upwelling area and the north Pacific Gyre was carried out. Oxygen respiration rates in subseafloor sediments from the north Pacific Gyre, which are deposited at sedimentation rates of 1 mm per 1000 years, showed that microbial communities could survive for millions of years without fresh supply of organic carbon. Contrary to the north Pacific Gyre oxygen was completely depleted within the upper few millimeters to centimeters in sediments of the equatorial upwelling region due to a higher supply of organic matter and higher metabolic activity. So occurrence and variability of electron acceptors over depth and sites make the subsurface a complex environment for the quantification of total microbial activity. Recent studies showed that electron acceptor processes, which were previously thought to thermodynamically exclude each other can occur simultaneously. So in many cases a simple measure of the total microbial activity would be a better and more robust solution than assays for several specific processes, for example sulfate reduction rates or methanogenesis. Enzyme or molecular assays provide a more general approach as they target key metabolic compounds. Since hydrogenase enzymes are ubiquitous in microbes, the recently developed tritium-based hydrogenase radiotracer assay is applied to quantify hydrogenase enzyme activity as a parameter of total living cell activity. Hydrogenase enzyme activity was measured in sediments from different locations (Lake Van, Barents Sea, Equatorial Pacific and Gulf of Mexico). In sediment samples that contained nitrate, we found the lowest cell specific enzyme activity around 10^(-5) nmol H_(2) cell^(-1) d^(-1). With decreasing energy yield of the electron acceptor used, cell-specific hydrogenase activity increased and maximum values of up to 1 nmol H_(2) cell^(-1) d^(-1) were found in samples with methane concentrations of >10 ppm. Although hydrogenase activity cannot be converted directly into a turnover rate of a specific process, cell-specific activity factors can be used to identify specific metabolism and to quantify the metabolically active microbial population. In another study on sediments from the Nankai Trough microbial abundance and hydrogenase activity data show that both the habitat and the activity of subseafloor sedimentary microbial communities have been impacted by seismic activities. An increase in hydrogenase activity near the fault zone revealed that the microbial community was supplied with hydrogen as an energy source and that the microbes were specialized to hydrogen metabolism. / Mikrobielle Gesellschaften und ihre aktiven Stoffwechselprozesse treten in einer Vielzahl von Sedimenten unterschiedlichster Herkunft auf. In der Erforschung dieser tiefen Biosphäre werden derzeit Techniken wie Zellzählungen, Aktivitätsmessungen mit Radiotracer-Versuchen und Analysen der Porenwasserzusammensetzung angewendet, darüber hinaus auch molekularbiologische Analysen. Viele dieser Methoden stoßen an ihre Nachweisgrenze, wenn Sedimente mit geringer Zelldichte und mikrobieller Aktivität untersucht werden. Bei der Untersuchung von Stoffwechselprozessen mit herkömmlichen Techniken kommt dazu, dass von mehreren Prozessen, die zeitgleich ablaufen können, jeweils nur einer erfasst wird. Deswegen wäre die Entwicklung einer neuartigen Messtechnik für die gesamte mikrobielle Aktivität ein wesentlicher Fortschritt für die Erforschung der tiefen Biosphäre. Ein vielversprechender Ansatz, um die gesamte lebende Biomasse auch in Proben mit geringer Aktivität zu bestimmen, ist eine Hydrogenase-Enzym-Versuchsanordnung mit Tritium als quantifizierbarer Messgröße. In dieser Doktorarbeit wurde die gesamte mikrobielle Biomasse und Aktivität von unterschiedlichen Sedimentproben einerseits mit herkömmlichen Methoden (Zellzählungen, Analyse der Porenwasserzusammensetzung) als auch mit einer neu entwickelten Hydrogenase-Enzym-Versuchsanordnung quantifiziert. Mit einer großen Anzahl eigener Zellzählungsdaten von Sedimenten aus dem Äquatorialpazifik und dem Nordpazifik und ergänzenden publizierten Daten konnte gezeigt werden, dass Zellzahlen sich in ihrer globalen geographischen Verteilung je nach Bohrlokation um 5 bis 6 Größenordnungen unterscheiden. Dabei bestehen Korrelationen zur Sedimentationsrate und zur Entfernung zum Land, mit deren Hilfe sich die Gesamtbiomasse in Tiefseesedimenten zu 4,1 Petagramm-C abschätzen lässt. Das entspricht ~0,6 % der Gesamtbiomasse der Erde und ist damit erheblich weniger als in früheren Schätzungen angegeben. Trotz der Korrektur auf diesen Wert spielt die Biomasse der tiefen Biosphäre weiterhin eine erhebliche Rolle in biogeochemischen Kreisläufen. Um die Zusammenhänge zwischen Aktivität der Mikroben, der Häufigkeit ihres Auftretens und Zustrom von organischem Material zu verstehen, wurde eine Expedition ins Auftriebsgebiet des Äquatorialpazifiks und zum nordpazifischen Wirbel durchgeführt. Daten der Sauerstoffaufnahme in Sedimenten des nordpazifischen Wirbels, die mit Sedimentationsraten von 1 mm pro 1000 Jahren abgelagert werden, zeigen, dass mikrobielle Gesellschaften über Millionen von Jahren ohne Zufuhr von frischem organischen Kohlenstoff überleben konnten. Im Gegensatz zum nordpazifischen Wirbel wird in Sedimenten des äquatorialpazifischen Auftriebsgebiets Sauerstoff bei höherer mikrobieller Aktivität und Verfügbarkeit organischer Verbindungen oberflächennah in den ersten Milli- bis Zentimetern komplett umgesetzt. Auftreten und Variabilität von Elektronenakzeptoren nach Tiefe und Bohrlokation machen die tiefe Biosphäre zu einer komplexen Umgebung für die Quantifizierung der gesamten mikrobiellen Aktivität. Aktuelle Studien zeigen das verschiedene Elektronenakzeptorprozesse gleichzeitig ablaufen können, obwohl man bisher davon ausgegangen war, dass diese sich thermodynamisch ausschließen. In vielen Fällen wäre also eine einfache Methode zur Messung der gesamten mikrobiellen Aktivität eine bessere und verlässlichere Lösung aktueller Analyseaufgaben als Messungen mehrerer Einzelprozesse wie beispielsweise Sulfatreduktion und Methanogenese. Enzym-oder Molekular-Versuchsanordnungen sind ein prozessumfassender Ansatz, weil hier Schlüsselkomponenten der Stoffwechselprozesse untersucht werden. Das Hydrogenase-Enzym ist eine solche Schlüsselkomponente und in Mikroben allgegenwärtig. Deshalb kann die Quantifizierung seiner Aktivität mit der neu entwickelten Hydrogenase-Enzym-Versuchsanordnung als Parameter für die gesamte mikrobielle Aktivität der lebenden Zellen verwendet werden. Hydrogenase-Aktivitäten wurden in Sedimenten unterschiedlicher Lokationen (Vansee, Barentssee, Äquatorialpazifik, und Golf von Mexico) gemessen. In Sedimentproben, die Nitrat enthielten, haben wir mit ca. 10^(-5) nmol H_(2) cell^(-1) d^(-1) die geringste zellspezifische Hydrogenase-Aktivität gefunden. Mit geringerem Energiegewinn des genutzten Elektronenakzeptors steigt die zellspezifische Hydrogenase-Aktivität. Maximalwerte von bis zu 1 nmol H_(2) cell^(-1) d^(-1) wurden in Sedimentproben mit >10 ppm Methankonzentration gefunden. Auch wenn die Hydrogenase-Aktivität nicht direkt in die Umsatzrate eines spezifischen Prozesses konvertierbar ist, können zellspezifische Aktivitätsfaktoren verwendet werden, um die metabolisch aktive Mikrobenpopulation zu quantifizieren. In einer weiteren Studie mit Sedimenten des Nankai-Grabens zeigen Daten der Zelldichte und der Hydrogenase-Aktivität einen Einfluss von seismischen Ereignissen auf Lebensraum und Aktivität der mikrobiellen Gesellschaften. Ein Anstieg der Hydrogenase-Aktivität nahe der Verwerfungszone machte deutlich, dass die mikrobiellen Gesellschaften mit Wasserstoff als Energiequelle versorgt wurden und dass die Mikroben auf einen Wasserstoff-Stoffwechsel spezialisiert waren.

Recent advances in high-throughput sequencing (HTS) technologies have revolutionized our understanding of microbial diversity and composition in relation to their environment. HTS-based characterization of metabolically active (RNA-derived) and total (DNA-derived) fungal communities in different terrestrial habitats has revealed profound differences in both richness and community compositions. However, such DNA- and RNA-based HTS comparisons are widely missing for fungal communities of groundwater aquifers in the terrestrial biogeosphere. Therefore, in this study, we extracted DNA and RNA from groundwater samples of two pristine aquifers in the Hainich CZE and employed paired-end Illumina sequencing of the fungal nuclear ribosomal internal transcribed spacer 2 (ITS2) region to comprehensively test difference/similarities in the “total” and “active” fungal communities. We found no significant differences in the species richness between the DNA- and RNA-derived fungal communities, but the relative abundances of various fungal operational taxonomic units (OTUs) appeared to differ. We also found the same set of environmental parameters to shape the “total” and “active” fungal communities in the targeted aquifers. Furthermore, our comparison also underlined that about 30%–40% of the fungal OTUs were only detected in RNA-derived communities. This implies that the active fungal communities analyzed by HTS methods in the subsurface aquifers are actually not a subset of supposedly total fungal communities. In general, our study highlights the importance of differentiating the potential (DNA-derived) and expressed (RNA-derived) members of the fungal communities in aquatic ecosystems.