Immunotherapy with engineered T cells expressing a tumor-specific chimeric antigen receptor (CAR) is under intense preclinical and clinical investigation. This involves a rapidly increasing portfolio of novel target antigens and CAR designs that need to be tested in time- and work-intensive screening campaigns in primary T cells. Therefore, we anticipated that a standardized screening platform, similar as in pharmaceutical small molecule and antibody discovery, would facilitate the analysis of CARs by pre-selecting lead candidates from a large pool of constructs that differ in their extracellular and intracellular modules. Because CARs integrate structural elements of the T cell receptor (TCR) complex and engage TCR-associated signaling molecules upon stimulation, we reasoned that the transcription factors nuclear factor-κB (NF-κB) and nuclear factor of activated T cells (NFAT) could serve as surrogate markers for primary T cell function. The nuclear translocation of both transcription factors in primary T cells, which we observed following CAR stimulation, supported our rationale to use NF-κB and NFAT as indicators of CAR-mediated activation in a screening platform.
To enable standardized and convenient analyses, we have established a CAR-screening platform based on the human T cell lymphoma line Jurkat that has been modified to provide rapid detection of NF-κB and NFAT activation. For this purpose, Jurkat cells contained NF-κB and NFAT-inducible reporter genes that generate a duplex output of cyan fluorescent protein (CFP) and green fluorescent protein (GFP), respectively. Upon stimulation of NF-κB/NFAT reporter cells, the expression of both fluorophores could be readily quantified in high-throughput screening campaigns by flow cytometry.
We modified the reporter cells with CD19-specific and ROR1-specific CARs, and we co-cultured them with antigen-positive stimulator cells to analyze NF-κB and NFAT activation. CAR-induced reporter signals could already be detected after 6 hours. The optimal readout window with high-level reporter activation was set to 24 hours, allowing the CAR-screening platform to deliver results in a rapid turnaround time. A reporter cell-screening campaign of a spacer library with CARs comprising a short, intermediate or long IgG4-Fc domain allowed distinguishing functional from non-functional constructs. Similarly, reporter cell-based analyses identified a ROR1-CAR with 4-1BB domain from a library with different intracellular signal modules due to its ability to confer high NF-κB activation, consistent with data from in vitro and in vivo studies with primary T cells. The results of both CAR screening campaigns were highly reproducible, and the time required for completing each testing campaign was substantially shorter with reporter cells (6 days) compared to primary T cells (21 days). We further challenged the reporter cells in a large-scale screening campaign with a ROR1 CAR library comprising mutations in the VH CDR3 sequence of the R11 scFv. This region is crucial for binding the R11 epitope of ROR1, and we anticipated that mutations here would cause a loss of specificity and affinity for most of the CAR variants. This provided the opportunity to determine whether the CAR screening platform was able to retrieve functional constructs from a large pool of CAR variants. Indeed, using a customized pre enrichment and screening strategy, the reporter cells identified a functional CAR variant that was present with a frequency of only 6 in 1.05x10^6.
As our CAR-screening platform enabled the analysis of activating signal modules, it encouraged us to also evaluate inhibitory signal modules that change the CAR mode of action. Such an inhibitory CAR (iCAR) can be used in logic gates with an activating CAR to interfere with T cell stimulation. By selecting appropriate target antigens for iCAR and CAR, this novel application aims to improve the selectivity towards tumor cells, and it could readily be studied using our screening platform. Accordingly, we tested CD19-specific iCARs with inhibitory PD-1 signal module for their suppressive effect on reporter gene activation. In logic gates with CAR or TCR stimulation, a decrease of NF-κB and NFAT signals was only observed when activating and inhibitory receptors were forced into spatial proximity. These results were further verified by experiments with primary T cells.
In conclusion, our reporter cell system is attractive as a platform technology because it is independent of testing in primary T cells, exportable between laboratories, and scalable to enable small- to large-scale screening campaigns of CAR libraries. The pre-selection of appropriate lead candidates with optimal extracellular and intracellular modules can reduce the number of CAR constructs to be investigated in further in vitro and in vivo studies with primary T cells. We are therefore confident that our CAR-screening platform based on NF-κB/NFAT reporter cells will be useful to accelerate translational research by facilitating the evaluation of CARs with novel design parameters. / Die Immuntherapie mit modifizierten T-Zellen, die einen tumorspezifischen chimären Antigenrezeptor (CAR) exprimieren, wird präklinisch und klinisch intensiv erforscht. Dies beinhaltet ein rasant anwachsendes Portfolio an neuartigen Zielantigenen und CAR-Designs, die in zeit- und arbeitsintensiven Screenings in primären T-Zellen untersucht werden müssen. Daher haben wir angenommen, dass eine standardisierte Screening-Plattform, ähnlich wie in der pharmazeutischen Kleinmolekül- und Antikörperforschung, die Analyse von CARs erleichtern würde. Die Plattform könnte funktionelle Kandidaten aus einer großen Anzahl von CAR Konstrukten, die sich durch ihre extrazellulären und intrazellulären Module unterscheiden, herausfiltern. Da CARs strukturelle Elemente des T-Zell-Rezeptor Komplexes enthalten und T-Zell-Rezeptor-assoziierte Signalmoleküle nach Stimulation aktivieren, sind wir zu der Annahme gelangt, dass die Transkriptionsfaktoren Nukleärer Faktor κB (NF-κB) und Nukleärer Faktor aktivierter T-Zellen (NFAT) als Surrogatmarker für primäre T Zellfunktionen dienen könnten. Die nukleäre Translokation beider Transkriptionsfaktoren in primären T-Zellen, die wir nach der CAR-Stimulation beobachten konnten, unterstützte unsere Überlegung NF-κB und NFAT als Indikatoren für die CAR-vermittelte Aktivierung in einer Screening-Plattform zu verwenden.
Um standardisierte und benutzerfreundliche Analysen zu ermöglichen, haben wir eine CAR Screening-Plattform basierend auf der humanen T-Zell-Lymphomlinie Jurkat etabliert, die modifiziert wurde, um einen schnellen Nachweis der Aktivierung von NF-κB und NFAT zu gewährleisten. Hierfür enthielten die Jurkat-Zellen NF-κB- und NFAT-induzierbare Reportergene, die mittels dem blauen Fluorophor CFP und dem grünen Fluorophor GFP eine Doppeldetektion erlauben. Bei Stimulation der NF-κB/NFAT-Reporterzellen konnte die Expression beider Fluorophore in Hochdurchsatz-Screenings mithilfe der Durchflusszytometrie schnell quantifiziert werden.
Die Reporterzellen wurden mit CD19-spezifischen und ROR1-spezifischen CARs modifiziert und anschließend mit antigenpositiven Stimulatorzellen kokultiviert, um die Aktivierung von NF-κB und NFAT zu analysieren. CAR-induzierte Reportersignale konnten bereits nach 6 Stunden detektiert werden. Das optimale Zeitfenster zur Auslesung hoher Reporteraktivierung wurde auf 24 Stunden festgelegt, so dass die CAR-Screening-Plattform in kurzer Zeit Ergebnisse liefern kann. Ein Reporterzell-Screening mit einer Spacer-Bibliothek aus CARs, die eine kurze, mittlere oder lange IgG4-Fc-Domäne enthielten, ermöglichte die Unterscheidung zwischen funktionellen und nicht-funktionellen Konstrukten. Ebenso konnten reporterzellgestützte Analysen einen ROR1-CAR mit 4-1BB Domäne aus einer Bibliothek mit verschiedenen intrazellulären Signalmodulen aufgrund seiner hohen NF-κB Aktivierung identifizieren, was im Einklang mit Daten aus in vitro- und in vivo-Studien mit primären T Zellen steht. Die Ergebnisse beider CAR-Screenings waren höchst reproduzierbar und die Zeit, welche für die Durchführung jeder Testung benötigt wurde, war mit Reporterzellen (6 Tage) wesentlich kürzer als mit primären T-Zellen (21 Tage). Des Weiteren haben wir die Reporterzellen für ein groß angelegtes Screening mit einer Bibliothek aus ROR1-CARs verwendet, welche Mutationen in der VH CDR3-Sequenz des R11 scFv enthielten. Diese Region ist entscheidend für die Bindung des R11-Epitops von ROR1 und wir haben erwartetet, dass Mutationen hier zu einem Verlust der Spezifität und Affinität für die Mehrzahl der CAR-Varianten führen würden. Somit wollten wir feststellen, ob die CAR-Screening-Plattform in der Lage war funktionelle Konstrukte aus einer großen Anzahl von CAR-Varianten wiederzufinden. Tatsächlich identifizierten die Reporterzellen mittels einer angepassten Anreicherungs- und Screeningstrategie eine funktionelle CAR-Variante, die mit einer Häufigkeit von nur 6 in 1,05x10^6 vorkam.
Da unsere CAR-Screening-Plattform die Analyse aktivierender Signalmodule ermöglicht hat, veranlasste uns dies auch inhibitorische Signalmodule zu untersuchen, welche die Funktionsweise des CAR verändern. Ein solcher inhibitorischer CAR (iCAR) kann in Kombination mit einem aktivierenden CAR verwendet werden, um die T-Zellstimulation zu stören. Durch die Auswahl geeigneter Zielantigene für iCAR und CAR soll diese neuartige Anwendung die Selektivität gegenüber Tumorzellen verbessern und sie könnte mit unserer Screening-Plattform einfach untersucht werden. Dementsprechend haben wir CD19 spezifische iCARs mit inhibitorischem PD-1-Signalmodul hinsichtlich ihrer hemmenden Wirkung auf die Reportergenaktivierung getestet. In Kombination mit CAR- oder TCR-Stimulation wurde eine Abnahme der NF-κB- und NFAT-Signale nur dann beobachtet, wenn aktivierende und inhibitorische Rezeptoren in räumliche Nähe gebracht wurden. Diese Ergebnisse wurden durch Experimente mit primären T-Zellen weiter verifiziert.
Zusammenfassend ist festzuhalten, dass unser Reporterzellsystem als Plattformtechnologie von großem Wert ist, da es die Analyse unabhängig von primären T-Zellen erlaubt, zwischen Laboren exportierbar ist und angepasst werden kann, um klein bis groß angelegte Screenings mit CAR Bibliotheken zu ermöglichen. Die Auswahl geeigneter Kandidaten mit optimalen extrazellulären und intrazellulären Modulen kann die Anzahl der zu untersuchenden CAR-Konstrukte in anschließenden in vitro- und in vivo-Studien mit primären T-Zellen reduzieren. Wir sind daher überzeugt, dass unsere CAR-Screening-Plattform basierend auf NF-κB/NFAT-Reporterzellen hilfreich sein wird, um die translationale Forschung zu beschleunigen, indem sie die Untersuchung von neuen Designparametern in CARs erleichtert.
| Identifer | oai:union.ndltd.org:uni-wuerzburg.de/oai:opus.bibliothek.uni-wuerzburg.de:17918 |
| Date | January 2019 |
| Creators | Rydzek, Julian |
| Source Sets | University of Würzburg |
| Language | English |
| Detected Language | English |
| Type | doctoralthesis, doc-type:doctoralThesis |
| Format | application/pdf |
| Rights | https://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/4.0/deed.de, info:eu-repo/semantics/openAccess |
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