Die Prävalenz einer Insektengiftallergie beträgt 2,8 %. Am häufigsten sind Honigbienen (Apis melliferi) und Faltenwespen (Vespula vulgaris, Vespula germanica) Auslöser einer Insektengiftallergie in Deutschland. Sie ist eine allergische Typ-I-Reaktion und durch eine Immunglobulin-E-vermittelte (IgE) Immunreaktion charakterisiert. IgE führt zur Sensibilisierung der an einer Immunreaktion beteiligten Mastzellen und basophilen Granulozyten. Durch den Zweitkontakt erfolgt die Aktivierung jener mit Degranulation von Histamin, Serinproteasen, Prostaglandinen, Leukotrienen und Zytokinen. Dies spiegelt sich in einer allergischen Reaktion mit Vasodilatation, Tachykardie, Hypotonie, Bronchokonstriktion, Pruritus, Schmerzen, Erythem oder Flush, Nausea, Vomitus und Diarrhoe wieder. Mittels Hauttests wie Prick- und Intrakutantest kann eine IgE-vermittelte Sensibilisierung auf das Insektengiftallergen nachgewiesen werden. Es werden die Serumparameter Gesamt-IgE und spezifisches IgE auf native und rekombinante Allergene des Insektengiftes gemessen. Der Basophile Aktivierungstest (BAT) kann ergänzt werden. Hierbei wird die immunologische Quantifizierung der Rezeptorenaktivität auf basophilen Granulozyten mittels Detektion der membranständigen Aktivierungsmarker CD63 und CD203c vor und nach Antigenexposition gemessen. CD63 befindet sich intragranulär gespeichert in ruhenden basophilen Granulozyten, Mastzellen, Makrophagen und Monozyten. In vitro konnte eine verstärkte Expression von CD63 v.a. allergen-induziert und FcεRI-vermittelt beobachtet werden. CD203c ist ein hochspezifischer Marker für die basophile Differenzierungslinie. Nach Allergenstimulation wird eine rasche Expression von CD203c beobachtet, welche FcεRI-vermittelt ist. Am Ausmaß der Expression von CD63 und CD203c kann die allergene Eigenschaft abgeleitet und bei Kreuzreaktivität i.R. der in-vitro-Diagnostik das auslösende Allergen identifiziert werden. Die spezifische Immuntherapie (SIT) ist die einzige kausale Therapie einer Insektengiftallergie. Pathophysiologisch wird eine immunmodulatorische Wirkung angenommen. Die Stichprovokation schätzt die Therapieeffektivität einer SIT auf Grund von Mangel an validen laborchemischen Kriterien ein. Bei Asymptomatik oder lokaler allergischer Reaktion hat das Ergebnis einen hohen prädiktiven Wert für die Verträglichkeit weiterer Stiche. Bei ausbleibender systemischer Reaktion nach 3 bis 5 Jahren SIT kann jene beendet werden, wenn SIT oder Stichprovokation ohne Nebenwirkungen vertragen wurden. Ein Feldstich ist der Stichprovokation ebenbürtig, wenn das allergieauslösende Insekt sicher identifiziert wurde. Nach SIT kommt es bei bis zu 15% der Patienten zum Verlust des Schutzes nach 5-10 Jahren (Epidemiology of Insect Venom Sensitivity | JAMA | The JAMA Network, 2017). Die Leitlinie empfiehlt daher ein Notfallset dauerhaft mitzuführen. Vor einer Stichprovokation muss eine
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Risiko-Nutzen-Abwägung bei relevanten Nebenerkrankungen oder vorbekannter Mastozytose erfolgen. Da die Aktivität des Insektes sowie die Giftzusammensetzung in Abhängigkeit der Jahreszeit variieren, geht die Stichprovokation mit einer eingeschränkten Beurteilbarkeit einher. Auf Grund von erhöhter Angst und Arbeitsausfall für bis zu 3 Tage wird eine Provokation häufig nicht durchgeführt. Daher besteht die Notwendigkeit nach Messmethoden, welche die Therapieeffektivität einer SIT sicher beurteilen. Ziel der vorliegenden Arbeit ist den BAT bezüglich seines Nutzens als Monitoringinstrument während einer SIT zu prüfen und die Therapieeffektivität jener beurteilen zu können. Es wurden 50 Probanden während einer SIT begleitet (6 Kinder mit 4x Bienengift- und 2x Wespengiftallergie, 44 Erwachsene mit 4x Bienengift- und 40x Wespengiftallergie). Die Probanden erklärten sich zu Blutentnahmen vor der SIT und alle 6 Monate bis 3 Jahre während der SIT einverstanden. Hieraus erfolgte die Bestimmung der Serumparameter mittels des ImmunoCAP® 250 der Firma Thermo Fisher Scientific/ Phadia. Mit Hilfe des Flow CAST® Kit (FK-CCR) von der Firma Bühlmann Laboratories AG wurde die Expression der Oberflächenmarker basophiler Granulozyten CD63 und CD203c im BAT gemessen. Anhand des a2-Wertes wurde der relative Anteil an aktivierten basophilen Granulozyten [%] auf die Stimulation mit der Allergenkonzentration von 56,8 ng/ml (c2) bestimmt. Der kalkulierte c50-Wert definiert die mindest notwendige Konzentration an Allergen, um eine Aktivierung von 50% aller in der Testprobe vorliegenden basophilen Granulozyten zu induzieren. Klinische Daten wurden in halbjährlichen Visiten telefonisch, vor Ort, mittels Fragebogen und durch Einsicht in Patientenakten erhoben. Probanden wurden nach Stichprovokation oder Feldstich während SIT und Studie zu Verträglichkeit und Klinik befragt. 90,9% der Erwachsenen und 100% der Kinder boten eine allergische Reaktion Stadium II oder III nach Ring & Messmer. Anaphylaktische Reaktionen wurden nicht beschrieben oder beobachtet. Es waren 40 Erwachsene mit einer Wespengift-SIT zu verzeichnen. Für CD203c sind jene im BAT alle Responder, für CD63 waren 4 Probanden Nonresponder. Für CD63 zeigten sich für 60% steigende und für etwa 30% konstante c50-Werte i.V. der SIT. Dies spiegelt sich in fallenden a2-Werten bei etwa 60% aller Probanden dieser Gruppe wieder. Für CD203c konnten für 60-75% der Probanden steigende sowie für 20% konstante c50-Werte kalkuliert werden. Nach einem Jahr SIT boten 20%, nach zwei Jahren 32,5% und nach drei Jahren SIT 47,5% aller Probanden eine geringere Aktivierung basophiler Granulozyten. In der vorliegenden Studie konnte für 4 Testkonzentrationen (c1 = 284 ng/ml, c2 = 56,8 ng/ml, c3 =11,4 ng/ml sowie c4 = 2,27 ng/m) in allen untersuchten Studiengruppen (Kinder mit Bienengift-SIT, Erwachsene mit Bienengift-SIT, Kinder mit Wespengift-SIT und Erwachsene mit Wespengift-SIT) fallende am-Werte über die Zeit der SIT ermittelt werden.
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Dies korrelierte mit steigenden c50-Werten über die Dauer der SIT. Die Routinetest-konzentration des Flow CAST® Kit (56,8 ng/ml) gibt hierbei die beste Diskriminierung wieder. Alle 40 Erwachsenen mit einer Wespengiftallergie beschrieben eine mildere klinische Symptomatik unter SIT. Für alle 21 Probanden, welche an einer Stichprovokation teilnahmen oder einen Feldstich erlitten, bestätigte sich dies im BAT. Anhand von Serologie oder Kinetikmessungen lässt sich in der vorliegenden Studie keine Aussage zur Immunmodulation einer SIT und ihrer Therapieeffektivität treffen. Der BAT hingegen ist ein mögliches valides Messverfahren, um die Effektivität einer SIT zu prüfen. Hierfür eignen sich bei guter Korrelation zu Klinik und Stichprovokation/ Feldstich der a2-Wert sowie der kalkulierte c50-Wert. Das Ergebnis eines BAT ist reproduzierbar. Es können Arbeitsausfall und ein erhöhtes Angstempfinden vermieden werden. Ein Routineeinsatz des BAT kann anhand der Studie noch nicht abgeleitet werden. Hausmann et. al konnten jedoch 2014 den c50-Wert als valides Monitoringinstrument der Effektivität bei guter Korrelation zur Stichprovokation belegen. Der BAT ist daher in Fällen interessant, in denen eine Stichprovokation nicht möglich ist (Kontraindikationen, Schwangerschaft, Patientenwunsch). Eine Langzeitwirkung der SIT könnte ggf. mit begleitenden BAT-Messungen geprüft werden. Damit ließe sich die Effektivität einer SIT zum Beispiel auch nach 10 oder 15 Jahren prüfen. Dann wäre eine Aussage darüber möglich, ob das Notfallset lebenslang indiziert ist. Weitere Studien sind notwendig, um die vorliegenden Ergebnisse zu stützen. Eine multizentrische Studie mit standardisiertem BAT und begleitender Stichprovokation ist hierfür Voraussetzung.:Abbildungsverzeichnis
Tabellenverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis
1 Einleitung und Zielstellung
2 Hintergrund und Wissensstand
2.1. Insektengiftallergie
2.1.1. Terminologie der Allergie
2.1.2. Prävalenz der Insektengiftallergie
2.1.3. Hymenoptera - Arten, Taxonomie und Gifte
2.1.4. Immunologische Grundlagen der allergischen Reaktion
2.2. Diagnostik allergischer Reaktionen
2.2.1. Anamnese
2.2.2. Klinik
2.2.3. Hauttests
2.2.4. In-vitro-Allergiediagnostik
2.2.5. Zelluläre Testverfahren
2.3. Therapie
2.3.1. Allgemeine Maßnahmen
2.3.2. Notfalltherapie
2.3.3. Spezifische Immuntherapie (SIT) nach aktueller Leitlinie
2.3.4. Stichprovokation
3 Material und Methoden
3.1. Patientenkollektiv
3.2. Blutentnahmen im Rahmen der Studie während der SIT
3.3. Serologische Untersuchungen
3.4. Zelluläre Testverfahren
3.4.1. Basophiler Aktivierungstest (BAT)
3.4.2. Kinetikuntersuchungen
3.5. Stichprovokation und Feldstiche
3.6. Anamnestische Datenerhebung
3.7. Statistische Methoden
4 Ergebnisse
4.1. Studienpopulation
4.2. Stichereignisse
4.3. Aktivierung basophiler Granulozyten im BAT
4.3.1. Aktivierung basophiler Granulozyten im BAT - c50 und a2
4.3.2. Zeitlicher Verlauf der mittleren Aktivierung basophiler
Granulozyten während SIT, Dosis-Wirkungs-Kurve
4.4. Verlauf der serologischen Messdaten
4.5. Kinetikuntersuchungen im BAT
4.6. Anamnese und Klinik
4.7. Korrelation BAT-Ergebnisse und Anamnese/ Klinik
4.8. Korrelation BAT-Ergebnisse und Stichprovokationen/ Feldstiche
5 Diskussion
5.1. Prävalenz der Insektengiftallergie und Verteilungsmuster
der allergischen Reaktion nach Ring und Messmer
5.2. Diagnostik und Therapie einer Insektengiftallergie, Studienpopulation
5.3. State of the art - Lücken in Diagnostik und Therapie
einer Insektengiftallergie
5.4. Alternative Methoden der Beurteilung der Effektivität einer SIT
5.5. Aktivierung basophiler Granulozyten im BAT
5.5.1 Aktivierung basophiler Granulozyten BAT - a2 und c50
5.5.2. Kinetik der Immunmodulation unter SIT
5.5.3. Interleukin-3 und Expressionskinetik der
Oberflächenmarker CD63/ CD203c
5.5.4. Responder versus Nonresponder
5.5.5. Korrelation BAT-Ergebnisse und Anamnese/ Klinik
5.5.6. Korrelation BAT-Ergebnisse und Stichprovokation
5.6. Verlauf der serologischen Messdaten
5.7. Fehleranalysen
5.8. Ausblick in die zukünftige Forschung
6 Zusammenfassung
7 Literaturverzeichnis
8 Danksagung
Anhang A Curriculum vitae
Anhang B. Veröffentlichungen
Anhang C. Anlage 1 - Eröffnung Promotionsverfahren
Anhang D. Anlage 2 - Einhaltung gesetzlicher Vorgaben
Anhang E. Anlage 3 - Eidesstattliche Erklärung
Anhang F. Anlage 4 - Fragebogen
Anhang G. Anlage 5 - Experimentelle Daten
| Identifer | oai:union.ndltd.org:DRESDEN/oai:qucosa:de:qucosa:73243 |
| Date | 21 December 2020 |
| Creators | Reiß, Nadine |
| Contributors | Menschikowski, Mario, Koschel, Dirk, Technische Universität Dresden |
| Source Sets | Hochschulschriftenserver (HSSS) der SLUB Dresden |
| Language | German |
| Detected Language | German |
| Type | info:eu-repo/semantics/publishedVersion, doc-type:doctoralThesis, info:eu-repo/semantics/doctoralThesis, doc-type:Text |
| Rights | info:eu-repo/semantics/openAccess |
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