Objective: The aim of this study was to evaluate the antibacterial effect of Physalis peruviana on Streptococcus mutans (ATCC 25175) and Streptococcus sanguinis (ATCC 10556). Materials y Methods: The present in vitro experimental study was to determinate the antibacterial effect of the fruit of Physalis Peruviana’s methanolic extract against Streptococcus mutans (ATCC 25175) and Streptococcus sanguinis (ATCC 10556) and Clorhexidine (CHX) as control group, the minimum inhibitory concentration (MIC) and citotoxicity. For the antibacterial assay, 14 wells were prepared from the extract and Clorhexidine 0.12% as a positive control for each bacteria. The method used was agar diffusion test preparing wells with the experimental solutions cultivated in anaerobic conditions for 48 hours at 37ºC, after this time, the growth inhibition was analysed in milimiters. with wells. Results: It was found antibacterial effect of the metanolic extract of the fruit in Streptococcus mutans and Streptococcus sanguinis. In the first group, the inhibicion halo of the extract was 19.15mm ± 1.83 and for Clorhexidine 25.78mm ± 2.27, while for the group of Streptococcus sanguinis, the Physalis Peruviana’s extract had 18.56mm ± 1.59 for inhibicion halos and 22.92mm ± 1.96 for Clorhexidine. On the other hand, the extract’s MIC was 50mg/ml. Finally, the methanolic extract of Physalis peruviana inhibited 50% of viability cells (CC50) at 241.01ug/ml concentration. Conclusions: The methanolic extract of Physalis Peruviana had antibacterial effect against Streptococcus mutans and Streptococcus sanguinis. Besides, this fruit wasn’t citotoxic for Jurkat’s line cell. / Objetivo: evaluar in vitro el efecto antibacteriano del extracto metanólico de Physalis peruviana sobre cepas de Streptococcus mutans (ATCC 25175) y Streptococcus sanguinis (ATCC 10556). Materiales y Métodos: el presente estudio fue de tipo experimental in vitro. Se evaluó el efecto antibacteriano del extracto metanólico del fruto de Physalis peruviana frente a cepas de Streptococcus mutans (ATCC 25175) y Streptococcus sanguinis (ATCC 10556) y la Clorhexidina (CHX) como grupo control, determinando la concentración mínima inhibitoria (CMI) y citotoxicidad. Para realizar la actividad antibacteriana se trabajó con una muestra de 14 pocillos por grupo, mediante el método de difusión en agar con pocillos. Por otro lado, para la MIC se utilizó el método de dilución en caldo en medio Brain Heart infusión Broth (BHI) y para evaluar la citotoxicidad se empleó la línea celular Jurkat mediante el ensayo de MTT. Resultados: se observaron halos de inhibición de 19.15mm ± 1.83 para el extracto de physalis peruvina y 25.78mm ± 2.27 para la clorhexidina sobre Streptococcus mutans, mientras que para el grupo de Streptococcus sanguinis, se observaron halos de inhibición de 18.56mm ± 1.59 del extracto de la planta y 22.92mm ± 1.96 para la clorhexidina. Por otro lado, la MIC del extracto fue de 50mg/ml. Finalmente, el extracto metanólico de la Physalis peruviana inhibió la viabilidad celular al 50% (CC50) en una concentración de 241.01ug/ml. Conclusiones: el extracto metanólico de Physalis Peruviana tuvo efecto antibacteriano sobre cepas de Streptococcus mutans y Streptococcus sanguinis. Además, no fue citotóxico para la línea celular Jurkat. / Tesis
| Identifer | oai:union.ndltd.org:PERUUPC/oai:repositorioacademico.upc.edu.pe:10757/581919 |
| Date | 07 November 2015 |
| Creators | Huertas Campos, Mariana Cecilia |
| Contributors | Del Valle Mendoza, Juana Mercedes, Mayta Tovalino, Frank Roger |
| Publisher | Universidad Peruana de Ciencias Aplicadas (UPC) |
| Source Sets | Universidad Peruana de Ciencias Aplicadas (UPC) |
| Language | Spanish |
| Detected Language | Spanish |
| Type | info:eu-repo/semantics/bachelorThesis |
| Format | application/pdf, application/pdf |
| Source | Universidad Peruana de Ciencias Aplicadas (UPC), Repositorio Académico - UPC |
| Rights | info:eu-repo/semantics/openAccess, http://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/ |
| Relation | 1. Baulies G, Torres R. Conceptos de fitoterapia. Act Med Fam 2008; 4(10): 542-5. 2. Pamo OG. Características de los trabajos publicados sobre las propiedades de las plantas en revistas médicas peruanas. Rev Perú Med Exp Salud Pública 2009; 26(3):314-23. 3. Puente LA, Pinto-Muñoz CA, Castro ES, Cortés M. Physalis peruviana Linnaeus, the multiple properties of a highly functional fruit: a review. Food Res Int 2011; 44:1733-40. 4. Peña JF, Ayala JD, Fischer G, Cháves B, Cárdenas JF, Almanza PJ. Relaciones semilla-fruto en tres ecotipos de uchuva. Rev Col Cien Hort 2010; 4(1): 43-54. 5. Perea EJ. La flora de la boca en la era de la biología molecular. Oral patol Oral Cir Bucal 2004; 9: 1-10. 6. Flórez LT, Concha SC. Actinomyces sp. en muestras de placa bacteriana de personas adultas jóvenes y adultas mayores. Revista CES Odontología 2009; 22(2):9-17. 7. Organización mundial de la Salud [Internet]. Disponible en: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs134/es/ [citado: 13/4/2013] 8. Rodríguez SL, Rodríguez EM. Efecto de la ingesta de Physalis peruviana (aguaymanto) sobre la glicemia postprandial en adultos jóvenes. Rev Med Vallejiana 2007; 4(1): 43-53. 9. Aas JA, Paster BJ, Stokes LN, Olsen I, Dewhirst FE. Defining the Normal Bacterial Flora of the Oral Cavity. J Clin Microbiol 2005; 43(11): 5721-32. 10. Organización mundial de la Salud [Internet]. Disponible en: http://www.who.int/mediacentre/news/releases/2004/pr15/es/ [citado: 13/4/2013] 11. Corzo DC. Evaluación de la actividad antimicrobiana del extracto etanólico. Rev Mex Cienc Farm 2012; 43(3): 81-6. 12. Suárez C, Gil LM, Marco J, Medina JE, Ortega P, Trinidad J. Tratado de otorrinolaringología y cirugía de cabeza y cuello. 2da ed. Argentina: Médica Panamericana 2007; 148-50. 13. Montoya HH. Microbiología básica para el área de la salud y afines. 2da ed. Colombia: Universidad de Antioquia 2008; 222. 14. Stella L, Marin D. Metodologías para evaluar in vitro la actividad antibacteriana de compuestos de origen vegetal. Scientia et Technica 2009; 42: 263-68. 15. Cruz Carrillo A, Rodriguez N, Rodriguez C. Evaluación in vitro del efecto antibacteriano de los extractos Bidens Pilosa, Lantana camara, Schinus molle y Silybum marianum. Rev. U. D. C. A Act & Div. Cient 2010; 13 (2):117-24. 16. Fentem J.H. The use of human tissues in in vitro toxicology, Summary of general discussions. Human Experimental Toxicology 1994; 13 (2):445-449. 17. Ramadan MF. Bioactive phytochemical, nutrional value, and functional properties of cape gooseberry (Physalis peruviana). Food Res Int 2011; 44: 1830-6 18. Mazorra MF, Quintana AP, Miranda D, Fischer G, Chaparro M. Act Biol Colom 2012; 11(1): 69-81. 19. Mendoza JH, Rodríguez A, Millán P. Caracterización físico química de la uchuva (physalis peruviana) en la región de Silvia Cauca. Rev Bio Agro 2012; 10(2): 188- 96. 20. Palomer L. Caries dental en el niño. Una enfermedad contagiosa. Rev chil pediatr. 2006; 77(1). 56-60. 21. Hamada S, Slade H. Biology, immunology, and cariogenicity of Streptococcus mutans. Microbiol Rev 1980; 44(2): 331–384. 22. Evans K, Stone V, Chen L, Ge X, XU P. Systematic study of genes influencing cellular chain length in Streptococcus sanguinis. Microbiol. 2014; 160:307-315 23. Yamaguchi M, Terao Y, Ogawa T, Takashi T, Hamada S, Kawabata S. Role of Streptococcus sanguinis sortase A in bacterial colonization. Microbes Infect 2006: 2191-2796. 24. Caufield P, Dasanayake A, Li Y, Pan Y, Hsu J, Hardin M. Natural History of Streptococcus sanguinis in the Oral Cavity of Infants: Evidence for a Discrete Window of Infectivity. Infect Immun 2000; 68(7): 4018-23. 25. Negroni M. Microbiología estomatológica. Fundamentos y guía práctica 2a ed. Buenos Aires, Argentina: Panamericana; 2009. p. 237-9. 26. Loesche W. Role of Streptpcoccus mutans in Human Dental Decay. Microbiol Rev 1986; 50(4): 353–380. 27. Ojeda JC, Oviedo E, Salas LA. Streptococcus mutans and dental caries. Ces Odontol. 2013; 26(1):44-56. 28. Sanabria A, Mendoza A, Lucía A. Actividad antimicrobiana in vitro de angiospermas colombianas. Rev. Col. Cienc. Quím Farm 1998; 27: 47-51. 29. Zavala D, Quispe A, Posso M, Rojas J, VAisberg A. Efecto citotóxico de Physalis peruviana (capulí) en cáncer de colon y leucemia mieloide crónica. An Fac Med 2006; 67(4): 283-9. 30. Quispe A, Callacondo D, Rojas J, Zavala D, POsso M, Vaisberg A. Actividad citotóxica de Physalis peruviana (Aguaymanto) en cultivos celulares de Adenocarcinoma Colorectal, Próstata y Leucemia mieloide crónica. Rev Gastroenterol 2009; 29(3): 239-46. 31. Martínez W, Ospina LF, Granados D, Delgado G. In vitro studies on the relationship between the anti-inflamatory activity of Physalis peruviana extracts and the phagocytic process. Inmunopharm Inmunotox 2010; 32(1): 63-73. 32. Jaca TP, Kambizi L. Antibacterial properties of some wild leafy vegetables of the Eastern Cape Province. J. Med. Plant. Res 2011; 5(13): 2624-8. 33. Franco LA, Matiz GE, Pájaro IB, Gómez HA. Actividad antibacteriana in vitro de extractos y fracciones de Physalis peruviana y Caesalpinia pulcherrima. Bol Latinoam Carie Plant Med Aromat 2012; 12(3): 230-7. 34. Álvarez MA, Isaza G, Echeverry HM. Efecto antibacteriano in vitro de Austroeupatorium inulaefolium H.B.K. (Salvia amarga) y Ludwigia polygonoides H.B.K. (Clavo de laguna). Biosalud 2005; 14: 45-55. 35. Maobe M, Rotich H, Karanka D, Votha D, Wambugu J, Muingai C. Antimicrobial activities of eight selected medicinal herbs used for the treatment of diabetes, malaria and pneumonia in Kisii región. Global J. Pharmacol 2013; 7 (1): 25-33. 36. Cockerill FR, Wikler MA, Alder J, Dudley MN, Eliopoulus EM, Ferraro MJ, Hardy DJ, Hecht DW. Methods for dilution antimicrobial susceptibility tests for bacteria that grow aerobically. CLSI 2012; 32(3): 1-44. 37. Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 1983; 65(1-2): 55-63. 38. Carmichael, J., W. G. DeGraff, A. F. Gazdar, J. D. Minna and J. B. Mitchell. Evaluation of a tetrazolium-based semiautomated colorimetric assay: assessment of radiosensitivity. Cancer Res 1987; 47: 943-46. 39. Takeuchi H, Baba M, Shigeta S. An application of tetrazolium (MTT) colorimetric assay for the screening of anti-herpes simplex virus compounds. J Virol Methods 1991; 33 (1-2): 61-71. 40. Wyde PR, Ambrose MW, Meyerson LR, Gilbert BE. The antiviral activity of SP- 303, a natural polyphenolic polymer, against respiratory syncytial and parainfluenza type 3 viruses in cotton rats. Antiviral Res 1993; 20 (2):145-5. 41. Zuang V. The neutral red release assay: a review. Alternatives to Laboratory Animals 2001; 29:575-599. 42. Eisenbrand G, Pool-Zobel B, Baker V, Balls M, Blaauboer B.J, Boobis A. Methods of in vitro toxicology. Food Chem Toxicol 2002; 40(2):193-236. 43. Balantyne B, Marrs T, Syversen T. General and applied toxicology. USA: Grove’s dictionaries Inc; 1999. p.178-182. 44. Pronadica Micro y Molecular biology [Internet]. Disponible en: http://www.condalab.com/pdf/1400.pdf [citado: 30/10/14] 45. Arancibia DF, Rosario LA, Curvero DL. Principales ensayos para determinar la citotoxicidad de una sustancia, algunas consideraciones y su utilidad. Rev Toxicol 2003: 40-52. 46. Celoromis [Internet]. Disponible en: http://www.celeromics.com/es/Soporte/celllines/ jurkat.php [citado: 30/10/14] |
Page generated in 0.0036 seconds