L’un des challenges dans la délivrance intracellulaire de macromolécules biologiques est le développement de vecteurs adaptés et efficaces. Des études précédentes ont identifiés les dérivés lipidiques d’aminoglycosides comme étant d’excellents candidats pour la délivrance d’acides nucléiques et récemment de protéines. La délivrance intracellulaire de protéines thérapeutiques représente une approche originale pour le traitement de pathologies car elles ont la capacité d’agir sur des voies de signalisation intracellulaire. Dans cette étude, nous avons identifié les relations entre les caractéristiques physico-chimiques des vecteurs et leur capacité à délivrer efficacement les molécules biologiques au sein des cellules. Pour y parvenir nous avons mis en oeuvre une stratégie originale en étudiant les corrélations existantes par microscopie de fluorescence et électronique. Nous avons ainsi identifié un système micellaire à base d’aminoglycoside permettant la délivrance d’une protéine thérapeutique (anticorps K8-FITC) au sein de cellules vivantes. Les complexes lipide/anticorps sont internalisés par la voie macropinocytose et cavéoledépendant (CvME) dont cette dernière est majoritaire. Ensuite, les complexes concentriques et multilamellaires (25 nm et 1 μm de diamètre) se retrouvent dans des vésicules intracellulaires et sont libérés par un mécanisme de « flipflop ». La formation du couple lipides anioniques/cationiques permet le détachement de l’anticorps et sa libération dans le cytoplasme. Par microscopie corrélative et tomographie, il a été démontré que l’anticorps se distribuait dans l’ensemble de la cellule et restait fonctionnel, attesté par la fixation sur des filaments intermédiaires de cytokératine 8. / One of the challenges in the intracellular delivery of biological macromolecules is the development of suitable and efficient vectors. Previous studies have identified lipid derivatives of aminoglycosides as excellent candidates to the delivery of nucleic acids and recently proteins. The intracellular delivery of therapeutic proteins represents an original approach for the treatment of pathologies because they have the capacity to act on intracellular signaling pathways. In this study, we identified the relationships between physico-chemical characteristics of vectors and their ability to efficiently deliver biological molecules within cells. To achieve this, we have implemented an original strategy by studying the existing correlations by fluorescence and electron microscopy. We have thus identified an aminoglycoside-based micellar system allowing the delivery of a therapeutic protein (K8- FITC antibody) within living cells. The lipid/antibody complexes are internalized by the macropinocytosis and caveolae-dependent pathway (CvME), of which the latter is the majority. Then, the concentric and multilamellar complexes (25 nm and 1 μm in diameter) are found in intracellular vesicles and are released by a "flip-flop" mechanism. The formation of the anionic/cationic lipid couple allows detachment of the antibody and its release into the cytoplasm. By correlative microscopy and tomography, it was demonstrated that the antibody was distributed throughout the cell and remained functional, ascertained by the fixation on intermediate filaments of cytokeratin 8.

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Vacuolar-type ATPases (V-ATPases) are ubiquitous membrane-bound protein complexes present in the endo-membrane system of all eukaryotic cells. In eukaryotic cells, the reversible dissociation of the V1 and Vo regions is an essential mechanism for regulating V-ATPase activity. Therefore, knowledge of the structure of the dissociated V1-ATPase is necessary for understanding the regulation of V-ATPase activity. In this thesis, I showed that by introducing a 3xFLAG tag at the C terminus of different V1-ATPase subunits, highly purified V1-ATPase complex could be isolated. Electron cryomicroscopy (cryo-EM) was used for initial analysis of the intact V1-ATPase. In addition to the intact complex, partial V1-ATPase subcomplexes with different subunit compositions were isolated from yeast cells in late log phase. All of the isolated subcomplexes were found to contain the major V1-ATPase subunits A and B, but differed in the peripheral stalk subunit composition.

Vacuolar-type ATPases (V-ATPases) are ubiquitous membrane-bound protein complexes present in the endo-membrane system of all eukaryotic cells. In eukaryotic cells, the reversible dissociation of the V1 and Vo regions is an essential mechanism for regulating V-ATPase activity. Therefore, knowledge of the structure of the dissociated V1-ATPase is necessary for understanding the regulation of V-ATPase activity. In this thesis, I showed that by introducing a 3xFLAG tag at the C terminus of different V1-ATPase subunits, highly purified V1-ATPase complex could be isolated. Electron cryomicroscopy (cryo-EM) was used for initial analysis of the intact V1-ATPase. In addition to the intact complex, partial V1-ATPase subcomplexes with different subunit compositions were isolated from yeast cells in late log phase. All of the isolated subcomplexes were found to contain the major V1-ATPase subunits A and B, but differed in the peripheral stalk subunit composition.

In eukaryotic translation initiation, eIF2B, a 295 kDa multisubunit (from α to ε) complex,is the guanine nucleotide exchange factor (GEF) of eIF2, a GTP binding protein, and hasmultiple roles in regulating the level of active eIF2-GTP-Met-tRNAi ternary complexes inthe cytoplasm. Mutations in eIF2B subunits affect global protein synthesis and, in human,are responsible to cause a genetically inherited lethal childhood brain disease calledLeukoencephalopathy with Vanishing White Matter (VWM). Although the genetic aspectseIF2B have been widely studied over decades, detailed structural knowledge only becameavailable in recent years but is still limited. This study aims to gain structural insights intoyeast eIF2B by a range of electron microscopy techniques to improve our understandingtowards its GEF activity with eIF2 and regulatory response. By performing size-exclusion chromatography and multi-angle static light scattering (SECMALS), it was found that eIF2B is a stable dimer of pentamers (~600 kDa). Negativestaining (25.8 Å) and cryo-EM (12.1 Å) eIF2B decamer models that showed 2-foldrotational symmetry were generated by single particle reconstruction. Homology modelingof yeast eIF2B subunits revealed an eIF2B(αβδ)2 hexameric core and two separate arm-likeeIF2Bγε catalytic domains with potential flexibility. To constrain subunit position in thearm structure, Ni-NTA-Nanogold labeling against the multihistidine tag of eIF2Bγ wasperformed. In addition, genetic approaches were applied to eliminate synthesis of eIF2Bα(34 kDa) and eIF2B(βγδε)2 octamer complexes (532 kDa) were purified by SEC-MALSand analysed by negative staining single particle reconstruction. It was speculated thatdeletion of eIF2Bα might have triggered significant conformational rearrangement that ledto high uniformity in the 2D class averages. A hypothetical model was thus proposed forthe octamer where the two arm-like domains clamp together to form a compact structure.

Antibiotic resistance in bacteria is becoming a major threat to public health. Many of the antibiotics used today in the clinic target the process of protein synthesis performed by the ribosome. Recent prospects for blocking ribosome function are increasingly focusing on preventing the assembly of bacterial ribosomes. A number of ribosome assembly factors are emerging as attractive targets for novel antibiotics that work in new ways. YphC and YsxC are essential GTPases in Bacillus subtilis that facilitate the assembly of the 50S ribosomal subunit; however, their roles in this process are still uncharacterized. To explore their function, we biochemically and structurally characterized the 45SYphC and 44.5SYsxC precursor particles accumulated from strains depleted of YphC and YsxC, respectively. Quantitative mass spectrometry analysis and 5-6 Å resolution cryo-EM maps of the 45SYphC and 44.5SYsxC particles revealed that the two GTPases participate in maturation of functional sites of the 50S subunit. We also observed that YphC and YsxC bind specifically to the two immature particles. In addition, we characterized the structure of the 50S subunits in complex with the RbgA protein. The preliminary 3D structure shows that the RbgA protein binds to the P site of the 50S subunit and displaces h69. There are also missing densities in the structure for h68 and the uL16 ribosomal protein. We expect that the atomic resolution structure of the 50S.RbgA complex will reveal the function and molecular mechanisms of this assembly factor. The deep structural understanding of protein synthesis process done by the ribosome led to the optimization of over a hundred antibiotics that are currently used in thev clinic. In the same manner, work described in this thesis provides novel insights into understanding the maturation of the large ribosomal subunit, and is paving the way to use the bacterial ribosome biogenesis pathway as a target for the development of new antimicrobials. / Thesis / Doctor of Philosophy (PhD)

Les microtubules (MTs) sont des constituants hautement dynamiques du cytosquelette, impliqués dans de nombreux processus cellulaires tels que la division cellulaire ou le transport d'organites. Leur comportement dynamique est régulé par différents facteurs tels que les +TIPs, qui présentent la particularité de cibler les extrémités en croissance des MTs. Une de ces protéines, EB1, cible de façon autonome ces extrémités et y recrute un grand nombre d'autres +TIPs. Néanmoins, les mécanismes moléculaires impliqués dans cette reconnaissance restent imprécis. Afin de mettre en évidence une caractéristique structurale présente à l'extrémité des MTs en croissance et préférentiellement reconnue par EB1, nous avons utilisé deux approches de cryo-microscopie électronique. Nous avons tout d'abord utilisé une approche d'analyse par particules isolées, dans le but de comparer les reconstructions 3D de MTs assemblés en présence de GTP ou de GMPCPP, analogue lentement hydrolysable du GTP. Par la suite, nous avons utilisé la cryo-tomographie électronique couplée au marquage d'EB1 avec des nanoparticules d'or fonctionnalisées. Nos résultats nous permettent de proposer un modèle de ciblage impliquant une relocalisation de l'extrémité C-terminale d'EB1 lors de la fermeture des feuillets en tube. Cette relocalisation permettrait de recruter les autres +TIPs, et entraînerait une perte d'affinité d'EB1 pour la paroi des microtubules. La comparaison de ces résultats avec des études récentes effectuées par d'autres équipes, et concernant le rôle de l'hydrolyse du GTP dans la liaison d'EB1 avec les MTs, nous permet de proposer un modèle global incluant l'ensemble de ces données. / Microtubules (MTs) are highly dynamic cytoskeleton polymers, involved in many cellular processes, including cell division and intracellular transport. Their dynamic behavior is regulated by numerous factors, such as +TIPs that preferentially target MT growing ends.

Single particle electron microscopy (EM) allows us to examine the molecular world and gain insights into protein structures implicated in human disease. Visualizing the 3D architecture of the macromolecules can inform drug design and preventative care. While X-ray crystallography and NMR are able to resolve atomic structures, the methodology is better suited for smaller structures with limited flexibility. Single particle EM allows us analyze larger structures that have inherent flexibility. Protein structures can broadly be categorized as symmetry or asymmetric. There are computational advantages when analyzing symmetrical structures. Specifically, structural information can be extrapolated from fewer vantage points. Thus, symmetrical macromolecules are an advantageous for pioneering new methodologies in single particle EM. Rotavirus double layered particles (DLPs) are large macromolecular complexes that display icosahedral symmetry. Previous studies have led to a high resolution structure of transcriptionally inactive rotavirus frozen in time. However, to more fully understand rotavirus we need to examine the structure under transcriptionally active conditions. To expand our understanding, we first evaluated these viral assemblies using cryo-EM under active and inactive conditions. We found both internal and external structural differences. Based on these findings we sought to further our understanding of these nano-machines by developing a liquid cell environment to evaluate their dynamics over time. Our research not only developed a new methodology to evaluate active particles over time, we also found that the mobility of the DLPs were directly correlated to the level of transcriptional activity. When analyzing asymmetrical and flexible protein complexes previous studies have utilized methodologies to limit the proteins' conformational variability. While this does allow for a higher resolution structure, it limits our understanding to a specific orientation and compromises the biological insights. BRCA1 is an asymmetric protein containing a large flexible region and is important in the prevention of breast cancer. We utilize silicon nitride microchips with integrated wells and decorated with a lipid monolayer to capture and image BRCA1 complexes. This imaging platform minimizes heterogeneity and ensures the sample quality while not biasing confirmation. Thus, allowing for high resolution cryo-EM imaging of flexible native proteins. We were able to examine BRCA1 complexes from cells at both the primary and metastatic sites. Our ability to visualize these proteins in their native form provide insights into the variability of BRCA1 in disease progression. We found that BRCA1 complexes isolated from metastatic cells have additional density in the C-terminal domain. Our data suggests this density it due an interaction with p53. Overall, our methodologies highlight the power of single particle EM for studying protein complexes. Furthermore, our findings emphasize the importance of examining protein complexes in their native state. / PHD / Single particle electron microscopy (EM) allows us to examine the molecular world and gain insights into protein structures implicated in human disease. Visualizing the 3D architecture of macromolecules can inform drug design and preventative care. While X-ray crystallography and NMR are able to resolve atomic structures, the methodology is better suited for smaller structures with limited flexibility. Single particle EM allow us analyze larger structures that have inherent flexibility. Protein structures can broadly be categorized as symmetry or asymmetric. There are computational advantages when analyzing symmetrical structures. Specifically, structural information can be extrapolated from fewer vantage points. Thus, symmetrical macromolecules are an advantageous for pioneering new methodologies in single particle EM. Rotavirus double layered particles (DLPs) are large, highly symmetrical macromolecular complexes that represent an ideal model system for developing technology. Previous studies have led to a high resolution structure of inactive rotavirus DLP frozen in time. However, to more fully understand rotavirus we need to examine the structure under active conditions. To expand our understanding, we first evaluated these viral assemblies using cryo-EM under active and inactive conditions. We found structural differences. Based on these findings we sought to further our understanding of these nano-machines by developing a liquid cell environment to evaluate their dynamics over time. Our new methodology revealed new insights into the mobility of the DLPs. When analyzing asymmetrical and flexible protein complexes previous studies have utilized methodologies to limit the proteins’ movement. While this does allow for a higher resolution structure, it limits our understanding to a specific orientation and compromises the biological insights. BRCA1 is a highly flexible asymmetric protein implicated in the development of breast cancer. We utilize specialized microchips to capture and image BRCA1 complexes. This imaging platform ensures sample quality and allows for high resolution cryoEM imaging of flexible native proteins. We were able to examine BRCA1 complexes from cells at both the primary and metastatic sites. Our ability to visualize these proteins in their native form provide insights into the variability of BRCA1 in disease progression. Our data found that BRCA1 complexes isolated from metastatic cells are structurally different than those at the primary site. Overall, our methodologies highlight the power of single particle EM for studying protein complexes. Furthermore, our findings emphasize the importance of examining protein complexes in their native state.

Die Kryo-Elektronentomographie (Kryo-ET) ermöglicht als einzigartige Methode die dreidimensionale Visualisierung der makromolekularen Struktur von Eis-eingebetteten Zellen in ihrem nativen Zustand [Baumeister 2005; Leis et al. 2009]. Ziel dieser Arbeit war es einen universellen Einsatz der Kryo-ET bei eukaryotischen Zellen zu ermöglichen. Dazu wurden neue Ansätze entwickelt bzw. bestehende Methoden optimiert. Da bei der Anwendung der Tomographie die Probendicke mit jedem Kippwinkel zunimmt, gilt momentan die Probendicke (< 1 µm) als limitierender Faktor bei der Kryo-ET. Während prokaryotische Zellen nahezu routinemäßig mittels Kryo-ET untersucht werden können, ist dies bei eukaryotischen Zellen nur partiell in peripheren Arealen oder Ausläufern der Zelle möglich. Dies konnte anhand der Untersuchung von intakten, pluripotenten Stammzellen (P19 Zellen) bestätigt werden. Aufgrund ihrer neuronen-ähnlichen dendritischen Morphologie können diese dünnen Bereiche mit dem Elektronenstrahl durchdrungen werden. So konnte in der 3D-Rekonstruktion eines Zellausläufers ein Mitochondrium in seiner nativen Umgebung visualisiert werden. Zudem wurden mehrere ATP-Synthasen in der Cristaemembran identifiziert, die erstmalig die Existenz von ATP-Synthasedimeren in situ bestätigen. Für die Untersuchung von zellmittigen (dicken) Bereichen müssen jedoch andere Methoden angewendet werden. So ermöglicht die Kryo-Ultramikrotomie das Herstellen von Dünnschnitten (< 100 nm) Eis-eingebetteter Proben. Mit Hilfe dieser Methode wurden in dieser Arbeit Kryo-Schnitte von HL-1 Kardiomyozyten erstellt und tomographisch analysiert. Da die Probe sehr heterogen verteilt ist, ist die Suche nach der Zielstruktur im Elektronenmikroskop sehr zeitaufwendig. Gleichzeitig ist die strahlenempfindliche Probe während der Suche dem Elektronenstrahl ausgesetzt, was die Struktur beeinträchtigen kann. Um die ‚Effizienz’ der Kryo-ET an Kryo-Schnitten zu erhöhen, wurden zwei neue Verfahren implementiert: Einerseits die korrelative Kryo-Fluoreszenzmikroskopie, welche sich zur Suche und Identifikation von Mitochondrien innerhalb des Dünnschnittes unter Flüssigstickstoff (LN2)-Temperatur eignet und andererseits eine neue Methode, die das Aufbringen von Goldkolloiden auf Kryo-Schnitten zum späteren Alignieren der Kippserie ermöglicht. Letztere setzt eine Synthese von 10 nm großem, kolloidalem Gold in Toluol voraus. Nach Zugabe von Isopentan werden die auf dem EM-Trägernetzchen (Grid) angehefteten Kryo-Schnitte bei einer Temperatur von -150°C in diese Suspension getaucht. Des Weiteren wurden verschiedene Trägermaterialien zur Kultivierung von Kardiomyozyten getestet und Osmolalitätsmessungen von unterschiedlichen Kryo-Schutz¬lösungen, welche für das Hochdruck-Verfahren notwendig sind, durchgeführt. Auch hier konnten in den 3D-Rekonstruktionen von Kardiomyozyten die ATP-Synthasen eindeutig in Kryo-Schnitten identifiziert werden. Darüber hinaus gelang die 3D-Visualisierung von zwei Mitochondrien, die sich in der Teilungs- oder Fusionsphase befanden. In einem dieser Mitochondrien sind inorganische Ablagerungen sichtbar. Im Verlauf dieser Dissertation wurde zusätzlich die Methode des Cryo-Planings entwickelt; eine Variante der Kryo-Ultramikrotomie. Bei dieser Technik wird die vitrifizierte Probe direkt auf dem EM-Grid gedünnt. Dieses Verfahren ermöglicht es, Material vom vitrifizierten Eisfilm mittels eines Diamantmessers zu entfernen. Dafür wurde ein spezieller Halter für das Kryo-Ultramikrotom konzipiert und hergestellt. Der Halter erlaubt das Zentrieren und Klemmen eines EM-Grids. Um das Abtragen kleinerer Bereiche der Eisoberfläche zu ermöglichen, wurde ein 1 mm breites Diamantmesser angefertigt. Die Analyse der gedünnten Proben mittels Kryo-Scanning Electron Microscopy (SEM) zeigte eine gleichmäßig abgetragene Oberfläche. Schneideartefakte, wie sie bei der Kryo-Ultramikrotomie auftreten, wurden nicht beobachtet. Zudem sind die zellulären Proben im gedünnten Bereich des Eisfilms sehr leicht identifizierbar. Brüche, die möglicherweise durch den Probeneinbau im Eisfilm entstehen, konnten mittels Kryo-SEM bis dato nicht beobachtet werden. Die theoretischen Betrachtungen ergaben, dass unter Verwendung des Cryo-Planings als alleinige Methode elektronentransparente Bereiche (< 1 µm Dicke) hergestellt werden können. Bisher konnte jedoch keine elektronentomographische Untersuchung einer geplanten Probe erfolgen, da sie sich als zu dick erwies. Dies ist darauf zurückzuführen, dass mit dem Stereomikroskop nur eine sehr grobe Abschätzung der tatsächlichen Dicke des abgetragenen Bereichs möglich ist.

Die Kryo-Elektronentomographie (Kryo-ET) ermöglicht als einzigartige Methode die dreidimensionale Visualisierung der makromolekularen Struktur von Eis-eingebetteten Zellen in ihrem nativen Zustand [Baumeister 2005; Leis et al. 2009]. Ziel dieser Arbeit war es einen universellen Einsatz der Kryo-ET bei eukaryotischen Zellen zu ermöglichen. Dazu wurden neue Ansätze entwickelt bzw. bestehende Methoden optimiert. Da bei der Anwendung der Tomographie die Probendicke mit jedem Kippwinkel zunimmt, gilt momentan die Probendicke (< 1 µm) als limitierender Faktor bei der Kryo-ET. Während prokaryotische Zellen nahezu routinemäßig mittels Kryo-ET untersucht werden können, ist dies bei eukaryotischen Zellen nur partiell in peripheren Arealen oder Ausläufern der Zelle möglich. Dies konnte anhand der Untersuchung von intakten, pluripotenten Stammzellen (P19 Zellen) bestätigt werden. Aufgrund ihrer neuronen-ähnlichen dendritischen Morphologie können diese dünnen Bereiche mit dem Elektronenstrahl durchdrungen werden. So konnte in der 3D-Rekonstruktion eines Zellausläufers ein Mitochondrium in seiner nativen Umgebung visualisiert werden. Zudem wurden mehrere ATP-Synthasen in der Cristaemembran identifiziert, die erstmalig die Existenz von ATP-Synthasedimeren in situ bestätigen. Für die Untersuchung von zellmittigen (dicken) Bereichen müssen jedoch andere Methoden angewendet werden. So ermöglicht die Kryo-Ultramikrotomie das Herstellen von Dünnschnitten (< 100 nm) Eis-eingebetteter Proben. Mit Hilfe dieser Methode wurden in dieser Arbeit Kryo-Schnitte von HL-1 Kardiomyozyten erstellt und tomographisch analysiert. Da die Probe sehr heterogen verteilt ist, ist die Suche nach der Zielstruktur im Elektronenmikroskop sehr zeitaufwendig. Gleichzeitig ist die strahlenempfindliche Probe während der Suche dem Elektronenstrahl ausgesetzt, was die Struktur beeinträchtigen kann. Um die ‚Effizienz’ der Kryo-ET an Kryo-Schnitten zu erhöhen, wurden zwei neue Verfahren implementiert: Einerseits die korrelative Kryo-Fluoreszenzmikroskopie, welche sich zur Suche und Identifikation von Mitochondrien innerhalb des Dünnschnittes unter Flüssigstickstoff (LN2)-Temperatur eignet und andererseits eine neue Methode, die das Aufbringen von Goldkolloiden auf Kryo-Schnitten zum späteren Alignieren der Kippserie ermöglicht. Letztere setzt eine Synthese von 10 nm großem, kolloidalem Gold in Toluol voraus. Nach Zugabe von Isopentan werden die auf dem EM-Trägernetzchen (Grid) angehefteten Kryo-Schnitte bei einer Temperatur von -150°C in diese Suspension getaucht. Des Weiteren wurden verschiedene Trägermaterialien zur Kultivierung von Kardiomyozyten getestet und Osmolalitätsmessungen von unterschiedlichen Kryo-Schutz¬lösungen, welche für das Hochdruck-Verfahren notwendig sind, durchgeführt. Auch hier konnten in den 3D-Rekonstruktionen von Kardiomyozyten die ATP-Synthasen eindeutig in Kryo-Schnitten identifiziert werden. Darüber hinaus gelang die 3D-Visualisierung von zwei Mitochondrien, die sich in der Teilungs- oder Fusionsphase befanden. In einem dieser Mitochondrien sind inorganische Ablagerungen sichtbar. Im Verlauf dieser Dissertation wurde zusätzlich die Methode des Cryo-Planings entwickelt; eine Variante der Kryo-Ultramikrotomie. Bei dieser Technik wird die vitrifizierte Probe direkt auf dem EM-Grid gedünnt. Dieses Verfahren ermöglicht es, Material vom vitrifizierten Eisfilm mittels eines Diamantmessers zu entfernen. Dafür wurde ein spezieller Halter für das Kryo-Ultramikrotom konzipiert und hergestellt. Der Halter erlaubt das Zentrieren und Klemmen eines EM-Grids. Um das Abtragen kleinerer Bereiche der Eisoberfläche zu ermöglichen, wurde ein 1 mm breites Diamantmesser angefertigt. Die Analyse der gedünnten Proben mittels Kryo-Scanning Electron Microscopy (SEM) zeigte eine gleichmäßig abgetragene Oberfläche. Schneideartefakte, wie sie bei der Kryo-Ultramikrotomie auftreten, wurden nicht beobachtet. Zudem sind die zellulären Proben im gedünnten Bereich des Eisfilms sehr leicht identifizierbar. Brüche, die möglicherweise durch den Probeneinbau im Eisfilm entstehen, konnten mittels Kryo-SEM bis dato nicht beobachtet werden. Die theoretischen Betrachtungen ergaben, dass unter Verwendung des Cryo-Planings als alleinige Methode elektronentransparente Bereiche (< 1 µm Dicke) hergestellt werden können. Bisher konnte jedoch keine elektronentomographische Untersuchung einer geplanten Probe erfolgen, da sie sich als zu dick erwies. Dies ist darauf zurückzuführen, dass mit dem Stereomikroskop nur eine sehr grobe Abschätzung der tatsächlichen Dicke des abgetragenen Bereichs möglich ist.