Thèse numérisée par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

PP2A is a major phosphatase in the cell that participates in multiple cell signaling pathways. It is a heterotrimer of a core dimer and variable regulatory subunits. Details of its structure, function and regulation are slowly emerging. Here, the structure of two regulators of PP2A are de-scribed; PTPA and B56γ. PTPA is a highly conserved enzyme that plays a crucial role in PP2A activity but whose biochemical function is still unclear. B56γ is a PP2A regulatory subunit linked to cancer and the structure presented here of B56γ in its free form is particularly valuable in light of the recent structures of the PP2A holoenzyme and core dimer. Protein production is a major bottleneck in structural genomic projects. Here, we describe two novel methods for improved protein production. The first is a colony based screening method where any DNA library can be screened for soluble expression of recombinant proteins in E.coli. The second method involves improvements of the well established IMAC purification method. We have seen that a low molecular weight component of E.coli lysate decreases the binding capacity of IMAC columns and by removing the low molecular weight components, recombinant proteins only present at low levels in E.coli lysate can be purified, which has previously been believed to be unfeasible.

Protein phosphorylation is an essential post-translational modification used in cells for regulating multiple biological processes in all organisms. Particularly, mitotic onset is regulated in all eukaryotes by an increase in cyclin-dependent kinase 1 (Cdk1) activity caused by the dephosphorylation of Cdk1 on a conserved tyrosine residue. PP2ARts1 is a phosphatase that participates in dephosphorylating the conserved tyrosine residue, tyrosine-19 (Y19). PP2ARts1 dephosphorylates phosphorylated serine and threonine residues. However, in vitro experiments suggest that in conjunction with the mammalian PP2A phosphatase activator (PTPA), PP2A gains phosphotyrosine specificity. My work indicates that Rrd1 and Rrd2 (the budding yeast homologs of PTPA) genetically interact with PP2ARts1 and the absence of these proteins cause a Swe1-dependent delay in mitosis. In parallel, utilizing a candidate approach to identify additional phosphatases specific to Cdk1-Y19, my work indicates that Ych1 and Arr2 act redundantly with Mih1 and Ptp1, and Ych1 may act downstream of PP2ARts1. In summation, my work provides the groundwork for how PP2ARts1 functions to dephosphorylate the conserved Y19 residue on Cdk1 and will lead to a better understanding of its role in regulating mitotic progression.

Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Chez Saccharomyces cerevisiae, les souches mutantes pour Rrd1, une protéine qui possède une activité de peptidyl prolyl cis/trans isomérase, montrent une résistance marquée à la rapamycine et sont sensibles au 4-nitroquinoline 1-oxide, un agent causant des dommages à l’ADN. PTPA, l’homologue de Rrd1 chez les mammifères, est reconnu en tant qu’activateur de protéine phosphatase 2A. Notre laboratoire a précédemment démontré que la surexpression de PTPA mène à l’apoptose de façon indépendante des protéines phosphatase 2A. La fonction moléculaire de Rrd1/PTPA était encore largement inconnue au départ de mon projet de doctorat. Mes recherches ont d’abord montré que Rrd1 est associé à la chromatine ainsi qu’à l’ARN polymérase II. L’analyse in vitro et in vivo par dichroïsme circulaire a révélé que Rrd1 est responsable de changements au niveau de la structure du domaine C-terminal de la grande sous-unité de l’ARN polymérase II, Rpb1, en réponse à la rapamycine et au 4-nitroquinoline 1-oxide. Nous avons également démontré que Rrd1 est requis pour modifier l’occupation de l’ARN polymérase II sur des gènes répondant à un traitement à la rapamycine. Finalement, nous avons montré que suite à un traitement avec la rapamycine, Rrd1 médie la dégradation de l’ARN polymérase II et que ce mécanisme est indépendant de l’ubiquitine. La dernière partie de mon projet était d’acquérir une meilleure connaissance de la fonction de PTPA, l’homologue de Rrd1 chez les mammifères. Nos résultats montrent que le «knockdown» de PTPA n’affecte pas la sensibilité des cellules à différentes drogues telles que la rapamycine, le 4-nitroquinoline 1-oxide ou le peroxyde d’hydrogène (H2O2). Nous avons également tenté d’identifier des partenaires protéiques pour PTPA grâce à la méthode TAP, mais nous ne sommes pas parvenus à identifier de partenaires stables. Nous avons démontré que la surexpression de la protéine PTPA catalytiquement inactive n’induisait pas l’apoptose indiquant que l’activité de PTPA est requise pour produire cet effet. Finalement, nous avons tenté d’étudier PTPA dans un modèle de souris. Dans un premier lieu, nous avons déterminé que PTPA était exprimé surtout au niveau des tissus suivants : la moelle osseuse, le thymus et le cerveau. Nous avons également généré avec succès plusieurs souris chimères dans le but de créer une souris «knockout» pour PTPA, mais l’allèle mutante ne s’est pas transférée au niveau des cellules germinales. Mes résultats ainsi que ceux obtenus par mon laboratoire sur la levure suggèrent un rôle général pour Rrd1 au niveau de la régulation des gènes. La question demeure toujours toutefois à savoir si PTPA peut effectuer un rôle similaire chez les mammifères et une vision différente pour déterminer la fonction de cette protéine sera requise pour adresser adéquatement cette question dans le futur. / In Saccharomyces cerevisiae, mutants devoid of Rrd1, a protein possessing in vitro peptidyl prolyl cis/trans isomerase activity, display striking resistance to rapamycin and show sensitivity to the DNA damaging agent 4-nitroquinoline 1-oxide. PTPA, the mammalian homolog of Rrd1, has been shown to activate protein phosphatase 2A. Our laboratory previously found that overexpression of PTPA leads to apoptosis independently of PP2A. At the outset of my thesis work, the molecular function of Rrd1/PTPA was largely unknown. My work has shown that Rrd1 is associated with the chromatin and interacts with RNA polymerase II. In vitro and in vivo analysis with circular dichroism revealed that Rrd1 mediates structural changes of the C-terminal domain of the large subunit of RNA pol II, Rpb1, in response to rapamycin and 4-nitroquinoline 1-oxide. Consistent with this, we demonstrated that Rrd1 is required to alter RNA pol II occupancy on rapamycin responsive genes. We also showed that upon rapamycin exposure Rrd1 mediates the degradation of RNA polymerase II and that this mechanism is ubiquitin-independent. Another part of my work was to gain insight into the function of PTPA, the mammalian counterpart of Rrd1. PTPA knockdown did not affect sensitivity to rapamycin, 4-nitroquinoline 1-oxide or H2O2. We also attempted to find protein interaction partners for PTPA using tandem affinity purification, but no stable partners for PTPA were found. We also demonstrated that overexpression of a catalytically inactive PTPA mutant did not induce apoptosis, indicating that PTPA activity is required to produce this effect. Finally, we attempted to study PTPA in a mouse model. We first determined that PTPA was expressed in a tissue-specific manner and was most abundant in bone marrow, thymus and brain. We pursued creation of a knockout mouse and successfully generated chimeras, but the mutated allele was not transmitted to the germline. My data and other data from our laboratory regarding the yeast work suggest a general role for Rrd1 in regulation of gene transcription. Whether PTPA has a similar function in mammalian cells remains unknown, and a different vision of what the protein does in mammalian cells will be required to adequately address this question in the future.

Chez Saccharomyces cerevisiae, les souches mutantes pour Rrd1, une protéine qui possède une activité de peptidyl prolyl cis/trans isomérase, montrent une résistance marquée à la rapamycine et sont sensibles au 4-nitroquinoline 1-oxide, un agent causant des dommages à l’ADN. PTPA, l’homologue de Rrd1 chez les mammifères, est reconnu en tant qu’activateur de protéine phosphatase 2A. Notre laboratoire a précédemment démontré que la surexpression de PTPA mène à l’apoptose de façon indépendante des protéines phosphatase 2A. La fonction moléculaire de Rrd1/PTPA était encore largement inconnue au départ de mon projet de doctorat. Mes recherches ont d’abord montré que Rrd1 est associé à la chromatine ainsi qu’à l’ARN polymérase II. L’analyse in vitro et in vivo par dichroïsme circulaire a révélé que Rrd1 est responsable de changements au niveau de la structure du domaine C-terminal de la grande sous-unité de l’ARN polymérase II, Rpb1, en réponse à la rapamycine et au 4-nitroquinoline 1-oxide. Nous avons également démontré que Rrd1 est requis pour modifier l’occupation de l’ARN polymérase II sur des gènes répondant à un traitement à la rapamycine. Finalement, nous avons montré que suite à un traitement avec la rapamycine, Rrd1 médie la dégradation de l’ARN polymérase II et que ce mécanisme est indépendant de l’ubiquitine. La dernière partie de mon projet était d’acquérir une meilleure connaissance de la fonction de PTPA, l’homologue de Rrd1 chez les mammifères. Nos résultats montrent que le «knockdown» de PTPA n’affecte pas la sensibilité des cellules à différentes drogues telles que la rapamycine, le 4-nitroquinoline 1-oxide ou le peroxyde d’hydrogène (H2O2). Nous avons également tenté d’identifier des partenaires protéiques pour PTPA grâce à la méthode TAP, mais nous ne sommes pas parvenus à identifier de partenaires stables. Nous avons démontré que la surexpression de la protéine PTPA catalytiquement inactive n’induisait pas l’apoptose indiquant que l’activité de PTPA est requise pour produire cet effet. Finalement, nous avons tenté d’étudier PTPA dans un modèle de souris. Dans un premier lieu, nous avons déterminé que PTPA était exprimé surtout au niveau des tissus suivants : la moelle osseuse, le thymus et le cerveau. Nous avons également généré avec succès plusieurs souris chimères dans le but de créer une souris «knockout» pour PTPA, mais l’allèle mutante ne s’est pas transférée au niveau des cellules germinales. Mes résultats ainsi que ceux obtenus par mon laboratoire sur la levure suggèrent un rôle général pour Rrd1 au niveau de la régulation des gènes. La question demeure toujours toutefois à savoir si PTPA peut effectuer un rôle similaire chez les mammifères et une vision différente pour déterminer la fonction de cette protéine sera requise pour adresser adéquatement cette question dans le futur. / In Saccharomyces cerevisiae, mutants devoid of Rrd1, a protein possessing in vitro peptidyl prolyl cis/trans isomerase activity, display striking resistance to rapamycin and show sensitivity to the DNA damaging agent 4-nitroquinoline 1-oxide. PTPA, the mammalian homolog of Rrd1, has been shown to activate protein phosphatase 2A. Our laboratory previously found that overexpression of PTPA leads to apoptosis independently of PP2A. At the outset of my thesis work, the molecular function of Rrd1/PTPA was largely unknown. My work has shown that Rrd1 is associated with the chromatin and interacts with RNA polymerase II. In vitro and in vivo analysis with circular dichroism revealed that Rrd1 mediates structural changes of the C-terminal domain of the large subunit of RNA pol II, Rpb1, in response to rapamycin and 4-nitroquinoline 1-oxide. Consistent with this, we demonstrated that Rrd1 is required to alter RNA pol II occupancy on rapamycin responsive genes. We also showed that upon rapamycin exposure Rrd1 mediates the degradation of RNA polymerase II and that this mechanism is ubiquitin-independent. Another part of my work was to gain insight into the function of PTPA, the mammalian counterpart of Rrd1. PTPA knockdown did not affect sensitivity to rapamycin, 4-nitroquinoline 1-oxide or H2O2. We also attempted to find protein interaction partners for PTPA using tandem affinity purification, but no stable partners for PTPA were found. We also demonstrated that overexpression of a catalytically inactive PTPA mutant did not induce apoptosis, indicating that PTPA activity is required to produce this effect. Finally, we attempted to study PTPA in a mouse model. We first determined that PTPA was expressed in a tissue-specific manner and was most abundant in bone marrow, thymus and brain. We pursued creation of a knockout mouse and successfully generated chimeras, but the mutated allele was not transmitted to the germline. My data and other data from our laboratory regarding the yeast work suggest a general role for Rrd1 in regulation of gene transcription. Whether PTPA has a similar function in mammalian cells remains unknown, and a different vision of what the protein does in mammalian cells will be required to adequately address this question in the future.