Orientador: Lara Durães Sette / Resumo: As lacases têm sido alvo de investigação devido à capacidade de oxidar compostos aromáticos fenólicos e não fenólicos com a concomitante redução do oxigênio à agua. Embora possam ser sintetizadas por diversos organismos, sua produção se destaca em fungos de podridão branca. As lacases tem sido amplamente aplicada no campo industrial e ambiental. A fim de comparar o potencial catalítico das lacases dos fungos de ambiente marinho e terrestre, no presente estudo as lacases produzidas pelos basidiomicetos de origem marinha (Peniophora sp. CBMAI 1063 e Marasmiellus sp. CBMAI 1062) e terrestre (Peniophora cinerea CCIBt 2541 e Marasmiellus colocasiae CCIBt 3388) foram parcialmente purificadas (ultrafiltração e cromatografia de troca iônica) e caracterizadas bioquimicamente. Para a quantificação das laccases foram utilizados os substratos enzimáticos 2,2’-azino-bis (3- etilbenzotiazolina-6-sulfónico) (ABTS) e siringaldazina (SYG). Os fungos analisados apresentaram produção de lacases no meio utilizado, o qual foi previamente otimizado para a produção de lacases para o Peniophora sp. CBMAI 1063. Nestas condições de cultivo, as enzimas ligninoliticas Manganês Peroxidase (MnP) e Lignina Peroxidase (LiP) não foram produzidas. Com relação ao processo de purificação, a cada passo houve perda no rendimento, em proporções diferentes para o conjunto enzimático de cada fungo, com melhor recuperação para as lacases produzidas pelos fungos do gênero Marasmiellus. O zimograma revelou que Peniopho... (Resumo completo, clicar acesso eletrônico abaixo) / Abstract: Laccases have been under investigation due to their capacity to oxidize phenolic and non-phenolic aromatic compounds with concomitant reducing of oxygen to water. Although laccases can be synthetized by several organisms; their production is notable in white rot fungi. Laccases have been wide applied in industrial and environmental fields. Aiming to compare the catalytic potential of laccases in fungi from marine and terrestrial environments, in the present work laccases produced by marine basidiomycetes (Peniophora sp. CBMAI 1063 and Marasmiellus sp. CBMAI 1062) and the terrestrial (Peniophora cinerea CCIBt 2541 and Marasmiellus colocasiae CCIBt 3388) were partially purified (ultrafiltration and ionic chromatography) and biochemically characterized. For the laccases quantification were used 2,2’-azino-bis (3- ethilbenzotiazolina-6-sulphnic) (ABTS) and syringaldazine (SYG) as substrates. All studied fungi showed satisfactory laccases productions in the utilized medium, which was previously optimized to laccases production by Peniophora sp. CBMAI 1063. In these culture conditions ligninolytic enzymes Manganese Peroxidase (MnP) and Lignin Peroxidase (LiP) were not produced. Regarding the purification process, there was yield loss in each step, in different proportions to the enzymatic pool for each fungi, with better yielded the laccases produced by the fungi from Marasmiellus genus. Zymogram revealed that Peniophora sp. CBMAI 1063 has two laccase isoforms, P. cinerea CCIBt 254... (Complete abstract click electronic access below) / Mestre

Orientador: Eleni Gomes / Resumo: O grande acumulo de biomassa lignocelulósica oriunda da produção de etanol no Brasil contribui para um aumento em pesquisas para utilização para etanol de segunda geração e produção de enzimas com maior valor agregado. Considerando que o grupo de pesquisa ao qual esse trabalho está vinculado tem desenvolvido pesquisas com celulases, hemicelulases, ligninases, pectinases, esse estudo teve por objetivo selecionar leveduras produtoras dessas enzimas, realizar a caracterização físico-química e a purificação enzimática. Diversos trabalhos tem sido desenvolvidos a fim do reaproveitamento de material lignocelulósico oriundo da produção de etanol por cana-de-açúcar para a produção de enzimas de interesse comercial e sua principal aplicação na produção de etanol de segunda geração. Foi selecionado duas leveduras entre 30 escolhidas da coleção do Laboratório de Bioquímica e Microbiologia Aplicadas UNESP/IBILCE: A. pullulans LB 3.1 e A. leucospermi LB 86 e que foram cultivadas com farelo de trigo. Ambas foram capazes de produzir xilanase, β-xilosidase e β-glicosidase, sendo a maior atividade de xilanase de 72 U ml-1 para LB 3.1 de 5,5 U ml-1 para LB 86, bem como a atividade de β-xilosidase que foi (6,7 U ml-1 ) para LB 3.1 e (4,0 U ml-1 ). Com relação à influência do pH na atividade enzimática foi observado perfis similares para xilanase e βxilosidase produzidas pela levedura A. pullulans LB 3.1, com uma maior atividade na faixa de pH 2,5 a 3,5. Essa característica foi observada também ... (Resumo completo, clicar acesso eletrônico abaixo) / Abstract: The large accumulation of lignocellulosic biomass from ethanol production in Brazil contributes to an increase in research for use for second generation ethanol and the production of enzymes with greater added value. Considering that the research group to which this work is linked has developed research with cellulases, hemicellulases, ligninases, pectinases, this study aimed to select yeasts that produce these enzymes, perform physical-chemical characterization and enzymatic purification. Several works have been developed in order to reuse lignocellulosic material from the production of ethanol by sugarcane for the production of enzymes of commercial interest and its main application in the production of second generation ethanol. Two yeasts were selected from 30 chosen from the collection of the Laboratory of Applied Biochemistry and Microbiology UNESP / IBILCE: A. pullulans LB 3.1 and A. leucospermi LB 86 and which were grown with wheat bran. Both were able to produce xylanase, β-xylosidase and β-glycosidase, with the highest xylanase activity being 72 U ml-1 for LB 3.1 and 5.5 U ml-1 for LB 86, as well as the activity of β-xylidasidase which was (6.7 U ml-1) for LB 3.1 and (4.0 U ml-1). Regarding the influence of pH on enzyme activity, similar profiles were observed for xylanase and β-xylosidase produced by the yeast A. pullulans LB 3.1, with a greater activity in the pH range 2.5 to 3.5. This characteristic was also observed for the βxylosidase of A. leucospermi LB 86, w... (Complete abstract click electronic access below) / Doutor

Não consta resumo na publicação. / Pectinesterase (E C 3.1.1.11) was extracted from papaya (Carica papaya L.) tissue and purified 4,48 fold by fractionated ammonium sulphate precipitation, dialysis and chromatography on DEAE-celulose and Sephadex G-100. Extraction conditions of enzyme were studied and their properties characterized. The increase on the activity of pectinesterase was practically followed by increase on the content of soluble pectin, during ripening. The molecular weight of the enzyme eluted in one peak of activity was 53.000 daltons. The pectinesterase has its maximum activity at pH 8,0 and at 0,2 M of NaCl. Optimum temperature for the enzyme assay was 60°C. The enzymatic reaction was linear with the time and protein concentration. With citric pectin as substrate, pectinesterase had a Km of 0,012% and was inhibited competitively by polygalacturonic acid with a Ki of 0,007%. Papaya pectinesterase was inhibited by sucrose, glucose and glicerol.

Sementes de Sesbania virgata (Cav.) Pers. acumulam suas reservas de carbono no endosperma na forma de um polissacarídeo de parede celular, o galactomanano. Os galactomananos são polissacarídeos constituídos de uma cadeia principal de resíduos de D-manose ligadas β-1,4, ramificada por resíduos de D-galactose α-1,6 ligados. A mobilização deste ocorre após a germinação e envolve três enzimas hidrolíticas (α-galactosidase, endo-β-mananase e exo-β-manosidase). A α-galactosidase é a primeira enzima atuar sobre o galactomanano hidrolisando as ligações α-1,6 das galactoses ramificadas a cadeia principal de manano (ligados β-1,4), permitindo a ação da endo-β-mananase, que hidrolisará o polissacarídeo a oligossacarídeos, onde a β-manosidase atuará (ligações β-1,4), transformando oligossacarídeos a monossacarídeos a serem utilizados no desenvolvimento do embrião. Buscando a compreensão das características da α-galactosidase e modo de ação sobre o galactomanano, procedeu-se com a purificação, em três etapas,e caracterização bioquímica (pH ótimo, temperatura ótima e aspectos cinéticos) da α-galactosidase de sementes de Sesbania virgata (Cav.) Pers. Além disso, visando evidenciar a modulação da enzima endo-β-mananase pela distribuição de ramificações de galactose no galactomanano (estrutura fina do galactomanano), procedeu-se com hidrólises enzimáticas do galactomanano de Sesbania virgata (Cav.) Pers. utilizando a enzima endo-β-mananase de Aspergillus niger (Megazyme®) somente ou em conjunto com a α-galactosidase semipurificada de Sesbania virgata (Cav.) Pers. (Capítulo 1) ou com a α-galactosidase comercial de Cyamopsis tetragonoloba (Megazyme®), seguido de análise dos oligossacarídeos por HPAEC-PAD (High Performance Anion Exchange Chromatography with Pulsed Amperometric Detection). Também procedeu-se com hidrólises enzimáticas de galactomananos de 6 espécies com razão manose:galactose variando de 1:1 a 150:1 com endo-β-mananase de Aspergillus niger (Megazyme®) e análise dos oligossacarídeos produzidos por HPAEC-PAD. A α-galactosidase semipurificada possui, aproximadamente, 42 kDa de peso molecular em condições desnaturantes e, aproximadamente 72 kDa de peso molecular na forma nativa, sugerindo que a enzima assuma estrutura quartenária. A temperatura ótima apresentada se encontra na faixa de 50°C a 55°C, pH ótimo na faixa de 4,4 a 5,4, Km= 1,8276 mM e a velocidade máxima de 0,5024 μmolGal.min-1.mgprot-1. A espectrometria de massas gerou os fragmentos: ALADYV-HSK-RMPGSLGHEE-QDAK-TT-GDIEDNWNSM-TSIADS NDKW-ASYAGPGGWN-DPDMLEVGNG-GMTTEEYR-AP-LLVGCDIR-VAVIL-WNR, estando a proteína referente a esta sequência relacionada à mobilização de reserva. Durante a purificação e sequenciamento interno da α-galactosidase e demais proteínas foram detectadas isoformas da α-galactosidase de pesos moleculares variados (42 kDa a 20 kDa). Sugere-se que estas isoformas encontradas inicialmente na purificação estejam relacionadas com outras funções da α-galactosidase, enquanto as isoformas encontradas após todas as etapas de purificação e identificação por espectrometria de massas estejam relacionadas com ativação e adaptação da α-galactosidase durante todo o processo de mobilização de reservas. Os dados gerados das comparações dos oligossacarídeos produzidos em cada hidrólise sugerem que as ramificações do galactomanano podem modular o reconhecimento de sítios de clivagem pela endo-β-mananase: (1) existe a produção de oligossacarídeos limites de digestão F1, F2 e F3 após hidrólise do galactomanano com endo-β-mananase, como demonstrado para xiloglucanos; (2) os oligossacarídeos F1 possuem proporções distintas quando da hidrólise do galactomanano com endo-β-mananase em diferentes concentrações (ExP I e EXP IV), evidenciando preferência por sítios com menor grau de galactosilação; (3) a presença da α-galactosidase diminui a produção dos oligossacarídeos F2 e F3, mostrando que estes não possuem resistência intrínseca a hidrólise e que a reação atinge o equilíbrio mesmo quando ainda existem sítios de clivagem ainda disponíveis (EXP III); (4) polissacarídeos com estruturas diferentes, razão manose:galactose variando entre 150:1 a 1:1, são digeridos em diferentes taxas de hidrólise pela mesma enzima, evidenciando que a ramificação com galactose dificulta a ação da endo-β-mananase. Dessa forma, sugere-se que a estrutura do polissacarídeo galactomanano também contenha, pelo menos, parte da informação requerida para seu próprio metabolismo, código para a sua degradação, estando esta informação contida na distribuição das ramificações com resíduos de D-galactose. Sendo assim, sugere-se que as diferentes isoformas da α-galactosidase relacionadas à degradação da reserva de galactomanano de sementes de Sesbania virgata (Cav.) Pers. seriam produto da ação proteolítica da própria enzima a fim de melhorar a afinidade da α-galactosidase ao substrato durante o processo de mobilização de reserva. O aumento da afinidade da α-galactosidase ao substrato durante todo o processo de mobilização garantiria a liberação das ramificações com galactose de forma contínua, permitindo e aumentando a eficiência da ação da enzima endo-β-mananase aos sítios de clivagem, garantindo a degradação do polissacarídeo a oligossacarídeos de forma regulada, passível de bloqueio, pelo acúmulo de oligossacarídeos e galactose livre que inibem a ação das enzimas endo-β-mananase e α-galactosidase, respectivamente, e dificultando a ação de microorganismos, propiciando ao embrião a maior quantidade de açúcares para o seu desenvolvimento, aumentando as chances de sucesso no estabelecimento da plântula / The seeds of Sesbania virgata (Cav.) Pers. have an endosperm which accumulates galactomannan as a storage polysaccharide in the cell walls. Galactomannans are composed of a linear backbone of β-(1,4)-linked D-mannose residues with D-galactose α-(1,6)-linkages substitutions. The galactomannans are hydrolysed after protrusion of the radicle. This process is perfomed by three enzymes (α-galactosidase, endo-β-mannanase and exo-β-manosidase). The α-galactosidase is the first enzyme to cleave the polysaccharides, removing the D-galactose residues, allowing the performance of the endo-β-mannanase, which hydrolyses the mannan backbone to mannan oligosaccharides. The last part of the process includes exo-β-manoside, that cleaves the mannan oligosaccharides to mannose residues, which could be used by the embryo during growth. Aiming at understanding the function of ?-galactosidase in the process of galatomanannan degradation, we studied its mode of action on mannans and galactomannans. The α-galactosidase of Sesbania virgata (Cav.) Pers. was purified and characterized (pH and temperature optimum and the enzyme kinetics). We found that the semipurified α-galactosidase molecular weight was 42kDa at denaturating conditions, but in native conditions was 72kDa, suggesting that the enzyme has a quaternary structure. The enzyme optimum pH was between 4,4-5,4, optimum temperature between 50°C-55°C, Km= 1,8276 mM and Vmáx= 0,5024 μmolGal.min-1.mgprot-1. Mass spectrometry measures resulted the following fragments: ALADYV-HSK-RMPGSLGHEE-QDAK-TT-GDIEDNWNSMTSIADS-NDKW-ASYAGPGGWN-DPDMLEVGNG-GMTTEEYR-AP-LLVGCDIR-VAVIL-WNR, being the protein from this sequence related with storage mobilization. Possible α-galactosidase isoforms were detected during the purification, suggesting other functions for the enzyme. The α-galactosidase isoforms detected after all purification steps and with measured mass spectrometry (from 42kDa to 20kDa) should be related to the storage mobilization. We suggest that the α-galactosidase isoforms in Sesbania virgata (Cav.) Pers. seeds represents products of the enzyme self-digestion, this process being correlated with the enzyme/polysaccharide affinity and at last, correlated to the galactomannan mobilization. An extract semipurified from Sesbania virgata (Cav.) Pers. and enriched with α-galactosidase activity, was used along with endo-β-mannanase from Aspergillus niger (Megazyme®) or both endo-β-mannanase and α-galactosidase (semipurified from Sesbania virgata seeds - Chapter 1- or commercial enzyme from Cyamopsis tetragonoloba - Megazyme®) were used to study the fine structure of galactomannans. Hydrolysis of galactomannans from six species with different mannose:galactose (1:1 to 150:1) ratio were performed with endo-β-mananase from Aspergillus niger. The oligosaccharides from all hydrolysis were analyzed by HPAEC-PAD (High Performance Anion Exchange Chromatography with Pulsed Amperometric Detection). The hydrolysis fragments data (HPAEC-PAD) suggest that the side-chains of the polysaccharides can modulate the hydrolytic sites recognition on the galactomannan by the endo-β-mannanase. This conclusion is supported by: (1) the presence of limited digest oligosaccharides F1 and dimmers (F2) and trimers (F3) of the F1 oligosaccharides; (2) the presence of different F1 oligosaccharides proportions after hydrolysis with endo-β-mannanase at different concentrations, showing preference on less-branched hydrolytic sites; (3) the α-galactosidase digestion avoided the accumulation of oligosaccharides F2 and F3, showing that these oligosaccharides do not present intrinsic resistance to hydrolysis and that the reaction reaches an equilibrium even when sites of hydrolysis are still available; (4) polymers with different fine structure (ratio mannose:galactose 1:1 to 150:1) were hydrolysed at different rates by the endo-β-mannanase, showing that galactose branching interferes on the enzyme action. Considering that, the branching pattern of the polysaccharide seems to have direct influence on the interaction of the enzyme with substrate; we suggest that the structure of the galactomannan holds part of information required for its own degradation. The higher enzyme x substrate affinity, ensure the galactose branches digestion, improving the endo-β-mannanase action, ensuring the degradation of the polysaccharides to oligosaccharides. This highly regulated degradation process prevents microorganisms predation and increases the plantlet establishement

Sementes de Sesbania virgata (Cav.) Pers. acumulam suas reservas de carbono no endosperma na forma de um polissacarídeo de parede celular, o galactomanano. Os galactomananos são polissacarídeos constituídos de uma cadeia principal de resíduos de D-manose ligadas β-1,4, ramificada por resíduos de D-galactose α-1,6 ligados. A mobilização deste ocorre após a germinação e envolve três enzimas hidrolíticas (α-galactosidase, endo-β-mananase e exo-β-manosidase). A α-galactosidase é a primeira enzima atuar sobre o galactomanano hidrolisando as ligações α-1,6 das galactoses ramificadas a cadeia principal de manano (ligados β-1,4), permitindo a ação da endo-β-mananase, que hidrolisará o polissacarídeo a oligossacarídeos, onde a β-manosidase atuará (ligações β-1,4), transformando oligossacarídeos a monossacarídeos a serem utilizados no desenvolvimento do embrião. Buscando a compreensão das características da α-galactosidase e modo de ação sobre o galactomanano, procedeu-se com a purificação, em três etapas,e caracterização bioquímica (pH ótimo, temperatura ótima e aspectos cinéticos) da α-galactosidase de sementes de Sesbania virgata (Cav.) Pers. Além disso, visando evidenciar a modulação da enzima endo-β-mananase pela distribuição de ramificações de galactose no galactomanano (estrutura fina do galactomanano), procedeu-se com hidrólises enzimáticas do galactomanano de Sesbania virgata (Cav.) Pers. utilizando a enzima endo-β-mananase de Aspergillus niger (Megazyme®) somente ou em conjunto com a α-galactosidase semipurificada de Sesbania virgata (Cav.) Pers. (Capítulo 1) ou com a α-galactosidase comercial de Cyamopsis tetragonoloba (Megazyme®), seguido de análise dos oligossacarídeos por HPAEC-PAD (High Performance Anion Exchange Chromatography with Pulsed Amperometric Detection). Também procedeu-se com hidrólises enzimáticas de galactomananos de 6 espécies com razão manose:galactose variando de 1:1 a 150:1 com endo-β-mananase de Aspergillus niger (Megazyme®) e análise dos oligossacarídeos produzidos por HPAEC-PAD. A α-galactosidase semipurificada possui, aproximadamente, 42 kDa de peso molecular em condições desnaturantes e, aproximadamente 72 kDa de peso molecular na forma nativa, sugerindo que a enzima assuma estrutura quartenária. A temperatura ótima apresentada se encontra na faixa de 50°C a 55°C, pH ótimo na faixa de 4,4 a 5,4, Km= 1,8276 mM e a velocidade máxima de 0,5024 μmolGal.min-1.mgprot-1. A espectrometria de massas gerou os fragmentos: ALADYV-HSK-RMPGSLGHEE-QDAK-TT-GDIEDNWNSM-TSIADS NDKW-ASYAGPGGWN-DPDMLEVGNG-GMTTEEYR-AP-LLVGCDIR-VAVIL-WNR, estando a proteína referente a esta sequência relacionada à mobilização de reserva. Durante a purificação e sequenciamento interno da α-galactosidase e demais proteínas foram detectadas isoformas da α-galactosidase de pesos moleculares variados (42 kDa a 20 kDa). Sugere-se que estas isoformas encontradas inicialmente na purificação estejam relacionadas com outras funções da α-galactosidase, enquanto as isoformas encontradas após todas as etapas de purificação e identificação por espectrometria de massas estejam relacionadas com ativação e adaptação da α-galactosidase durante todo o processo de mobilização de reservas. Os dados gerados das comparações dos oligossacarídeos produzidos em cada hidrólise sugerem que as ramificações do galactomanano podem modular o reconhecimento de sítios de clivagem pela endo-β-mananase: (1) existe a produção de oligossacarídeos limites de digestão F1, F2 e F3 após hidrólise do galactomanano com endo-β-mananase, como demonstrado para xiloglucanos; (2) os oligossacarídeos F1 possuem proporções distintas quando da hidrólise do galactomanano com endo-β-mananase em diferentes concentrações (ExP I e EXP IV), evidenciando preferência por sítios com menor grau de galactosilação; (3) a presença da α-galactosidase diminui a produção dos oligossacarídeos F2 e F3, mostrando que estes não possuem resistência intrínseca a hidrólise e que a reação atinge o equilíbrio mesmo quando ainda existem sítios de clivagem ainda disponíveis (EXP III); (4) polissacarídeos com estruturas diferentes, razão manose:galactose variando entre 150:1 a 1:1, são digeridos em diferentes taxas de hidrólise pela mesma enzima, evidenciando que a ramificação com galactose dificulta a ação da endo-β-mananase. Dessa forma, sugere-se que a estrutura do polissacarídeo galactomanano também contenha, pelo menos, parte da informação requerida para seu próprio metabolismo, código para a sua degradação, estando esta informação contida na distribuição das ramificações com resíduos de D-galactose. Sendo assim, sugere-se que as diferentes isoformas da α-galactosidase relacionadas à degradação da reserva de galactomanano de sementes de Sesbania virgata (Cav.) Pers. seriam produto da ação proteolítica da própria enzima a fim de melhorar a afinidade da α-galactosidase ao substrato durante o processo de mobilização de reserva. O aumento da afinidade da α-galactosidase ao substrato durante todo o processo de mobilização garantiria a liberação das ramificações com galactose de forma contínua, permitindo e aumentando a eficiência da ação da enzima endo-β-mananase aos sítios de clivagem, garantindo a degradação do polissacarídeo a oligossacarídeos de forma regulada, passível de bloqueio, pelo acúmulo de oligossacarídeos e galactose livre que inibem a ação das enzimas endo-β-mananase e α-galactosidase, respectivamente, e dificultando a ação de microorganismos, propiciando ao embrião a maior quantidade de açúcares para o seu desenvolvimento, aumentando as chances de sucesso no estabelecimento da plântula / The seeds of Sesbania virgata (Cav.) Pers. have an endosperm which accumulates galactomannan as a storage polysaccharide in the cell walls. Galactomannans are composed of a linear backbone of β-(1,4)-linked D-mannose residues with D-galactose α-(1,6)-linkages substitutions. The galactomannans are hydrolysed after protrusion of the radicle. This process is perfomed by three enzymes (α-galactosidase, endo-β-mannanase and exo-β-manosidase). The α-galactosidase is the first enzyme to cleave the polysaccharides, removing the D-galactose residues, allowing the performance of the endo-β-mannanase, which hydrolyses the mannan backbone to mannan oligosaccharides. The last part of the process includes exo-β-manoside, that cleaves the mannan oligosaccharides to mannose residues, which could be used by the embryo during growth. Aiming at understanding the function of ?-galactosidase in the process of galatomanannan degradation, we studied its mode of action on mannans and galactomannans. The α-galactosidase of Sesbania virgata (Cav.) Pers. was purified and characterized (pH and temperature optimum and the enzyme kinetics). We found that the semipurified α-galactosidase molecular weight was 42kDa at denaturating conditions, but in native conditions was 72kDa, suggesting that the enzyme has a quaternary structure. The enzyme optimum pH was between 4,4-5,4, optimum temperature between 50°C-55°C, Km= 1,8276 mM and Vmáx= 0,5024 μmolGal.min-1.mgprot-1. Mass spectrometry measures resulted the following fragments: ALADYV-HSK-RMPGSLGHEE-QDAK-TT-GDIEDNWNSMTSIADS-NDKW-ASYAGPGGWN-DPDMLEVGNG-GMTTEEYR-AP-LLVGCDIR-VAVIL-WNR, being the protein from this sequence related with storage mobilization. Possible α-galactosidase isoforms were detected during the purification, suggesting other functions for the enzyme. The α-galactosidase isoforms detected after all purification steps and with measured mass spectrometry (from 42kDa to 20kDa) should be related to the storage mobilization. We suggest that the α-galactosidase isoforms in Sesbania virgata (Cav.) Pers. seeds represents products of the enzyme self-digestion, this process being correlated with the enzyme/polysaccharide affinity and at last, correlated to the galactomannan mobilization. An extract semipurified from Sesbania virgata (Cav.) Pers. and enriched with α-galactosidase activity, was used along with endo-β-mannanase from Aspergillus niger (Megazyme®) or both endo-β-mannanase and α-galactosidase (semipurified from Sesbania virgata seeds - Chapter 1- or commercial enzyme from Cyamopsis tetragonoloba - Megazyme®) were used to study the fine structure of galactomannans. Hydrolysis of galactomannans from six species with different mannose:galactose (1:1 to 150:1) ratio were performed with endo-β-mananase from Aspergillus niger. The oligosaccharides from all hydrolysis were analyzed by HPAEC-PAD (High Performance Anion Exchange Chromatography with Pulsed Amperometric Detection). The hydrolysis fragments data (HPAEC-PAD) suggest that the side-chains of the polysaccharides can modulate the hydrolytic sites recognition on the galactomannan by the endo-β-mannanase. This conclusion is supported by: (1) the presence of limited digest oligosaccharides F1 and dimmers (F2) and trimers (F3) of the F1 oligosaccharides; (2) the presence of different F1 oligosaccharides proportions after hydrolysis with endo-β-mannanase at different concentrations, showing preference on less-branched hydrolytic sites; (3) the α-galactosidase digestion avoided the accumulation of oligosaccharides F2 and F3, showing that these oligosaccharides do not present intrinsic resistance to hydrolysis and that the reaction reaches an equilibrium even when sites of hydrolysis are still available; (4) polymers with different fine structure (ratio mannose:galactose 1:1 to 150:1) were hydrolysed at different rates by the endo-β-mannanase, showing that galactose branching interferes on the enzyme action. Considering that, the branching pattern of the polysaccharide seems to have direct influence on the interaction of the enzyme with substrate; we suggest that the structure of the galactomannan holds part of information required for its own degradation. The higher enzyme x substrate affinity, ensure the galactose branches digestion, improving the endo-β-mannanase action, ensuring the degradation of the polysaccharides to oligosaccharides. This highly regulated degradation process prevents microorganisms predation and increases the plantlet establishement

Não consta resumo na publicação. / Pectinesterase (E C 3.1.1.11) was extracted from papaya (Carica papaya L.) tissue and purified 4,48 fold by fractionated ammonium sulphate precipitation, dialysis and chromatography on DEAE-celulose and Sephadex G-100. Extraction conditions of enzyme were studied and their properties characterized. The increase on the activity of pectinesterase was practically followed by increase on the content of soluble pectin, during ripening. The molecular weight of the enzyme eluted in one peak of activity was 53.000 daltons. The pectinesterase has its maximum activity at pH 8,0 and at 0,2 M of NaCl. Optimum temperature for the enzyme assay was 60°C. The enzymatic reaction was linear with the time and protein concentration. With citric pectin as substrate, pectinesterase had a Km of 0,012% and was inhibited competitively by polygalacturonic acid with a Ki of 0,007%. Papaya pectinesterase was inhibited by sucrose, glucose and glicerol.