Le mélanome métastatique est le cancer de la peau le plus agressif. Bien que son taux d’incidence soit inférieur à 1%, plus de 75% des décès associés à un cancer de la peau lui sont attribués. Au cours des dernières années, de nouvelles stratégies thérapeutiques ont permis d’améliorer la survie des patients. Cependant, des mécanismes de résistance à ces traitements se développent dans la majorité des cas, conduisant à une phase de rechute, et une survie à 5 ans inférieure à 20%. Des modèles d’étude expérimentaux sont nécessaires afin de comprendre les mécanismes impliqués dans l’apparition de ces résistances et développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Différents modèles in vitro sont actuellement utilisés pour le développement de drogues anti-tumorales, tels que celui du sphéroïde. Bien qu’il permette de reproduire l’organisation tridimensionnelle d’une tumeur, l’absence de microenvironnement tumoral empêche l’étude des interactions entre les cellules tumorales et celui-ci alors que ces facteurs jouent un rôle primordial dans la croissance tumorale et le développement de métastases. Dans ce contexte, mes travaux ont porté sur le développement et la caractérisation d’un modèle ex vivo de mélanome humain complet permettant l’étude de l’évolution d’une tumeur dans le tissu sain et l’évaluation de composés pharmacologiques. Les travaux réalisés ont tout d’abord conduit au développement d’un modèle de cancer cutané basé sur la combinaison d’un modèle de sphéroïde de lignée cellulaire de mélanome humain et du modèle de peau humaine ex vivo NativeSkin®, développé par la société Genoskin. Une procédure a été développée et validée pour permettre l’implantation reproductible d’un sphéroïde dans le derme des explants de peau. Parallèlement, j’ai développé une approche d’imagerie in situ par microscopie à feuille de lumière après transparisation des modèles. J’ai également développé une stratégie d’analyse d’images permettant la caractérisation quantitative de l'évolution du sphéroïde implanté en 3 dimensions et de suivre la dispersion des cellules du tumorales au sein de l’explant de peau. La caractérisation histologique du modèle implanté a révélé de façon très inattendue une perte progressive de l’intégrité du sphéroïde après implantation, associée à une diminution rapide de la prolifération des cellules le constituant et l’apoptose massive des cellules situées à sa périphérie. Ce phénomène a été observé de façon similaire lors de l’implantation de sphéroïdes produits à partir de différents types cellulaires. Afin de comprendre ces résultats, j’ai étudié l’implication potentielle de différents paramètres dans l’induction de la mortalité cellulaire observée tels que les conditions d’implantation, les facteurs synthétisés par le modèle et la contrainte mécanique exercée par le derme. Les résultats obtenus suggèrent que les facteurs sécrétés par les modèles après implantation du sphéroïde ont un effet antiprolifératif sur les sphéroïdes de mélanome et qu’ils induisent la mortalité des cellules situées à sa périphérie. Par ailleurs, l’application d’une contrainte mécanique extérieure sur les sphéroïdes de mélanome entraîne la perte de la cohésion de leur structure. Enfin, l’implantation de sphéroïdes dans le derme de biopsies de peau préalablement desséchées, induisant une perte de la viabilité cellulaire, a conduit à des résultats opposés à ceux observés avec de la peau normale : la structure des sphéroïdes reste cohésive et la prolifération des cellules est maintenue en périphérie du sphéroïde sans qu’aucune apoptose massive ne soit observée. L'ensemble de ces travaux semble suggérer que la mortalité du sphéroïde pourrait être, en partie, la conséquence d’une contrainte mécanique exercée par la peau sur le sphéroïde et/ou de facteurs produits par la peau durant sa culture. Ces données ouvrent des perspectives intéressantes dans le domaine de l’ingénierie tissulaire pour l’évaluation pharmacologique de composés thérapeutiques. / Malignant melanoma is the most aggressive form of skin cancer. Although it only occurs in less than 1%, it is responsible for more than 75% of skin cancer-related deaths. Furthermore, melanoma incidence has constantly increased during the last decades. New therapies such as targeted therapy and immunotherapy have emerged over the past years, significantly improving the overall survival rates of patients with advanced melanoma stages. However, resistance to those treatments develops in most cases, leading to relapse with a 5-years survival of those patients under 20%. Experimental models are needed in order to better understand the molecular events underlying these resistance mechanisms, and to develop new therapeutic strategies. MultiCellular Tumor spheroid is an increasingly recognized 3D in vitro model for pharmacological evaluation. Although this model accurately reproduces the 3D architecture, cell-cell interaction and cell heterogeneity found in microtumor in vivo, spheroids lack tumor-microenvironment interactions, which play a key role in tumor growth and metastasis development. In this context, the aim of my project was to develop and characterize a fully ex vivo human melanoma model for the study of tumor growth within the skin and the evaluation of antitumor drugs. Our approach relies on the combination of human melanoma cell lines grown in Multicellular Tumor Spheroids and the NativeSkin® model, an ex vivo human skin model produced by the biotechnology company Genoskin. Hence, I developed and validated a method to reproducibly implant one spheroid into the dermal compartment of skin explants cultured ex vivo. In parallel I have developed in situ imaging strategies based on light-sheet microscopy (SPIM, “Selective Plane Illumination Microscopy”) after optical clearing of the implanted skin biopsies. I also developed analytic methods to allow for the quantitative characterization of the spheroids evolution in 3 dimensions as well as tumor cells dispersal within the dermis of skin explants. Histological characterization of the implanted models over time revealed a progressive loss of the spheroids integrity after implantation associated with a rapid decrease in cell proliferation and massive apoptosis of the cells located in the peripheral layers. These results were shared by implanted spheroids made from different cell types. Further experiments were conducted in order to better understand these results and evaluate the impact of different parameters on the implanted microtumors viability such as the implantation procedure conditions, factors synthesized by the model after spheroid implantation and external mechanical stress. Results suggest that factors produced by the implanted models have an antiproliferative effect on melanoma spheroids and induce mortality in the peripheral layers of the spheroids. Moreover, results show that mechanical stress applied on melanoma spheroids induces loss of their cohesion. Finally, implantation of spheroids within the dermis of previously dessicated biopsies for 7 days, causing loss of skin cells viability, led to opposite results than in normal skin: spheroids maintain both a cohesive structure and proliferation in the peripheral cells without any massive apoptosis. Overall, this work led to the validation of a methodology to reproducibly implant spheroids into an ex vivo skin explant and the setup of an optical clearing technique necessary for in situ imaging of the implanted spheroid. Histological characterization unexpectedly revealed spheroids cells death following their implantation. Results suggest that this mortality could be partly related to mechanical stress exerted on the spheroids by the skin and/or by factors produced by the skin during culture. These data open new perspectives in the research field of tissue engineering for antitumoral pharmacology.

Bien que reconnu comme une étape importante vers une meilleur compréhension de l’évolution des tumeurs, de la morphogénèse des tissus et des tests hauts débits de médicaments, l’utilisation de tests cellulaires in vitro en trois dimensions est toujours limitée et ce surtout par la difficulté d’établir un protocole simple et robuste pour leur formation. Dans ce travail, nous présentons d'abord une nouvelle méthode microfluidique pour la formation des sphéroïdes multicellulaires. Cette technologie des Capsules cellulaire est basée sur l'encapsulation et la croissance des cellules à l'intérieur de micro- sphères creuses, perméable, élastiques. Deuxièmement, nous montrons que ces microcapsules servent de capteurs mécaniques pour mesurer la pression exercée par les sphéroïdes expansion. En imagerie en temps réel multi- photons, on observe en outre que le confinement induit une organisation cellulaire stratifiée, avec un noyau nécrotique, solide et dense, entouré d'un rebord de cellules périphériques hyper-mobiles, qui présentent des propriétés invasives. Troisièmement, nous avons adapté la technologie des capsules cellulaires pour former des tubes creux. Cette géométrie cylindrique nous permet d'étudier l'impact de la libération partielle de confinement (le long de l'axe du tube principal) sur la cinétique de croissance d’agrégats cellulaires pseudo-unidimensionnel (nommé cylindroids). Nos données de microscopie et l’analyse d'images suggèrent un mécanisme de croissance par pointe et la prouvent la génération d’une contrainte radiale. La combinaison des configurations sphériques et cylindriques tend vers l'image globale du confinement qui déclenche la motilité cellulaire et l'invasion par la périphérie de l'agrégat cellulaire tandis que la prolifération des cellules est inhibée dans le noyau lorsque la pression augmente. Quatrièmement, nous utilisons l’alginate comme moule pour concevoir des coquilles et tubes multicouches perméables. En particulier, une légère adaptation du protocole nous permet d'ancrer une fine couche de Matrigel (utilisé comme une membrane basale artificielle) sur la paroi interne de l'alginate. Par l'utilisation de ces capsules sphériques décorés de Matrigel, nous montrons que les monocouches sphériques fermés de cellules épithéliales, ou des kystes, peuvent être facilement conçus avec des tailles qui sont imposées par la taille des capsules. De même, les capsules tubulaires décorées de Matrigel sont utilisées pour la formation des organoïds cultivés à partir de cellules extraites des cryptes du côlon de la souris. Enfin, notre technologie offre une nouvelle voie pour produire dans les tests cellulaires in vitro utiles pour développer de nouvelles thérapies anticancéreuses ou des approches d'ingénierie tissulaire et d'étudier l'interaction entre la mécanique et de la croissance dans les agrégats cellulaires in vitro. / Although recognized as an important step towards better understanding of tumor progression, tissue morphogenesis and high throughput screening of drugs, the use of three dimensional in vitro cellular assays is still limited, especially due to the difficulty in establishing simple and robust protocols for their formation. In this work, we first present a novel microfluidics-assisted method for multicellular spheroids formation. This Cellular Capsules technology is based on the encapsulation and growth of cells inside permeable, elastic, hollow micro-spheres. Second, we show that these microcapsules serve as unique mechanical sensors to measure the pressure exerted by the expanding spheroids. By multiphoton live imaging, we additionally observe that confinement induces a layered cellular organization, with a dense, solid, necrotic core surrounded by a rim of hyper-motile peripheral cells, which exhibit enhanced invasive properties. Third, we adapt the Cellular Capsules technology to form hollow tubes. This cylindrical geometry allows us to investigate the impact of partial confinement release (along the main tube axis) on the growth kinetics of pseudo-one dimensional cellular aggregates (named cylindroids). Our microscopy data and image analyses suggest a tip-growing mechanism and evidence radial stress generation. The combination of the spherical and cylindrical configurations leads to the overall picture that confinement triggers cell motility and invasion at the periphery of the cellular aggregate while cell proliferation is inhibited in the core as pressure builds up. Fourth, we use alginate as a template to design multilayered permeable shells and tubes. In particular, slight adaptation of the protocol allows us to anchor a thin layer of Matrigel (used as an artificial basement membrane) to the alginate inner wall. Using these Matrigel-decorated spherical capsules, we show that closed spherical monolayers of epithelial cells, or cysts, can be readily engineered with sizes that are imposed by the size of the capsules. Similarly, Matrigel-decorated tubular capsules are shown to be convenient for the formation of organoids grown from cells extracted from the cypts of mouse colon. Finally, our technology offers a new avenue to produce in vitro cell-based assays useful for developing new anti-cancer therapies or tissue engineering approaches and to investigate the interplay between mechanics and growth of in vitro cellular assemblies.