Ziel der vorliegenden Arbeit war es, Screening–Methoden zu prüfen, um auf einfache, kostensparende Weise und mit ausreichender statistischer Sicherheit festzustellen, ob der Erreger der Paratuberkulose (Mycobacterium avium ssp. paratuberculosis) in einer Herde vorhanden ist oder nicht. Dazu wurden zwei auf dem kulturellen Erregernachweis beruhende Verfahren, die Untersuchung individueller Kotproben auf der Basis von Stichproben und die Untersuchung von Umgebungskotproben, einem serologischen Untersuchungsansatz, dem Nachweis von MAP–Antikörpern nach Aufkonzentrierung in gepoolten Einzelmilchproben, gegenübergestellt. Als Referenzmethode diente die kulturelle Einzeltieruntersuchung aller über 24 Monate alten Tiere des jeweiligen Bestandes. In 20 Thüringer Milchviehherden mit bekannter Einzeltierprävalenz wurden 5063 Einzeltierkotproben, 200 Umgebungskotproben und 262 aufkonzentrierte Milchpools aus 4337 laktierenden Rindern untersucht. Zusätzlich wurde eine systematische retrospektive Stichprobenkalkulation (nStichprobe = 1458 Einzeltierkotproben) vorgenommen. Die Kultivierung der Einzeltierkotproben und der Umgebungskotproben erfolgte über 12 Wochen auf HEYM–Nährmedium mit anschließender Speziesidentifizierung durch PCR und Ziehl–Neelsen–Färbung. Die Umgebungskotproben wurden zu zwei Untersuchungszeitpunkten (Frühjahr und Sommer) an jeweils fünf Lokalisationen eines Betriebes entnommen: Abkalbebereich, Melkbereich einschließlich Vorwartehof, Laufbereich, Haupttriebweg, Übergang zum Kälberbereich. Die Untersuchung der Milchpools erfolgte nach vorheriger Aufkonzentrierung mittels zweier verschiedener ELISAs. Im Frühjahr entnommene Umgebungskotproben aus 16 MAP–positiven Betrieben detektierten das Vorhandensein des Erregers in neun Betrieben (56,3 %). Betriebe mit einer Einzeltierprävalenz von über 4,5 % wurden in neun von zehn Fällen (90 %) sicher erkannt. Im Sommer entnommene Umgebungskotproben fielen durch eine sehr starke Kontamination auf. Von den 16 MAP–positiven Beständen wurden 15 Herden (93,7 %) mittels Stichprobenuntersuchung als Bestand mit Paratuberkulosevorkommen identifiziert, wobei lediglich ein Bestand mit einer Einzeltierprävalenz von 0,49 % nicht detektiert wurde. Die serologische Untersuchung der Milchpools lieferte keine verwendbaren Ergebnisse. Mit Hilfe der Untersuchung von Umgebungskotproben lassen sich Herden mit einer durch kulturelle Untersuchung ermittelten Einzeltierprävalenz von 4,5 % und darüber mit hinreichender Sicherheit auffinden. Bei der Bewertung dieses Schwellenwertes ist zu beachten, dass bei Verwendung von nur einem Kulturröhrchen je Kotprobe von einer Sensitivität der Methode von 60 % im Vergleich zur Verwendung von drei Kulturröhrchen auszugehen ist. Für eine Überwachung unverdächtiger Herden ist die Sensitivität dieses Untersuchungsansatzes jedoch zu gering. Die individuelle kulturelle Untersuchung einer Stichprobe zeigte eine ausreichend hohe Sensitivität, um bei der Überwachung größerer unverdächtiger Herden eingesetzt werden zu können. Ein Einsatz serologischer Milchuntersuchung ist zur Bewertung von Beständen zur Ermittlung des MAP–Infektionsstatus gegenwärtig nicht zu empfehlen. Für die Überwachung größerer, als Paratuberkulose–unverdächtig anerkannter Bestände ist somit ein wechselnder Einsatz von Einzeltierkotproben aller Rinder über 24 Monaten und einer aussagekräftigen systematischer Stichprobenuntersuchung möglich und trägt damit zur Erleichterung der derzeit noch zeit– und kostenintensiven Paratuberkulose–Diagnostik bei.

Diss. (sammanfattning) Uppsala : Sveriges lantbruksuniversitet, 2008. / Härtill 4 uppsatser.

It is shown here that the ability of B lymphocytes to act as supportive host cells for virus infections requires they be activated from the resting Gostage of the cell cycle. I have used a series of activation regimens, which allow B cells to progress to different stages in their activation/differentiation pathway toward antibody secretion, in order to evaluate the extent of activation required to support vesicular stomatitis or Newcastle disease virus infections. At least three distinct phases during B cell activation which affected VSV infection were defined. Freshly isolated resting murine splenic B cells in the Go phase of the cell cycle do not support VSV, assessed by protein synthesis, infectious center formation, and PFU production. Small B cells cultured for 48 hours without stimulation still do not support VSV. B cells stimulated with the lymphokines found in Con A activated supernatants from splenic T cells or cloned T cell lines transited into the G1 phase of the cell cycle but remain refractory to VSV. These VSV non-supportive B cell populations do take up virus particles and transcribe viral mRNAs which can be translated in vitro, suggesting a translational block to VSV. B cells stimulated into the S phase of the cell cycle with anti-immunoglobulin synthesize VSV proteins and increased numbers of infectious centers, but only low level PFU synthesis (center) is observed. Co-stimulation with anti-Ig and lymphokines, which supports differentiation to antibody secretion, enhanced PFU synthesis without further increasing the number of infected B cells. LPS, which activates B cells directly to antibody secretion by a pathway different from anti-Ig, induced infectious centers, and PFUs at levels comparable to those seen when stably transformed permissive cell lines are infected. Co-stimulation of LPS activated B cells with the same lymphokine populations that enhance PFU production when anti-Ig is used as a stimulator suppresses PFU production completely, suggesting that anti-Ig and LPS activated B cells are differentially responsive to lymphokines. NDV infection of murine B cells differed markedly from VSV infection, as all B cell populations examined gave a similar response pattern. NDV viral proteins were synthesized by B cells in each of the activation states previously described, even freshly isolated B cells. Infectious center formation increased up to 5-fold over the levels observed with unstimulated B cells after anti-Ig or LPS activation. However, PFU synthesis was low (center) for all B cell populations. These results suggest that these two similar viruses may be dependent on different host cell factors and that these factors are induced for VSV but not NDV by the B cell activators employed here or that the process of infection of B cell by these two viruses induces different cellular responses.

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Channel catfish virus disease (CCVD) is the principal viral disease in the United States catfish industry. The CCVD is caused by channel catfish virus (CCV), with mortality reaching up to 100% in fingerlings. CCV is assigned taxonomically to the family Alloherpesviridae, genus Ictalurivirus, species Ictalurid herpesvirus 1 (IcHV-1). To date, virulence, immunogenicity, and genome plasticity of the CCV field isolates have not been investigated. Three genotypes of CCV (IcHV-1A, IcHV-1B, and BCAHV) were identified using restriction fragment length polymorphism (RFLP) analysis. Virulence assessment of three representative isolates of RFLP groups suggests that IcHV-1B (pooled survival [mean ± SE]: 58.3% ± 2.6) showed significantly lower survival than IcHV-1A (68.6% ± 2.4). Re-exposure of the survivors with a representative of IcHV-1A and IcHV-1B isolates indicates a robust cross-protective effect (relative percent survival [RPS]: 80-100%). Antigenic determinants against anti-CCV monoclonal antibody Mab-95 were conserved among IcHV-1A, and IcHV-1B; however, BCAHV possesses antigenically distinct epitopes (Neutralization index [NI] = 0). Although BCAHV and CCV have nearly colinear genomes (except for the absence of ORF16A in CCV), they represent distinct species, given that nucleotide identity is 93.9%. Moreover, infectivity trials indicated that channel and hybrid catfish fingerlings might be refractive to LD50 (1.3×105 TCID50/L) dosage of BCAHV. However, previous exposure to BCAHV has protected the channel and hybrid catfish against the subsequent infection with the ATCC strain of CCV (RPS:100%). Next, two discriminatory duplex probe-based qPCR assays were designed and validated to diagnose latent IcHV-1A and IcHV-1B. Spatio-temporal survey of six Mississippi catfish hatcheries indicated that the prevalence of latent CCV genotypes varied between 25-100%. Lastly, twenty one reference quality genomes of CCV field isolates were assembled, and phylogenomic analyses supported the monophyly of the CCV field isolates with BCAHV as their closest relative. The phylogenomic analyses confirmed the two distinct genotypes (IcHV-1A and IcHV-1B) identified in RFLP analysis and further allowed the segregation of the IcHV-1A genotype into two subgroups, IcHV-1A1 and IcHV-1A2. Results from the current studies lay the foundation for future research and will help formulate efficient management strategies to reduce the economic impact of CCV in the catfish industry.

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