La difficulté et la nécessité d'étudier l'organisation dynamique du génome ont poussé ces dernières années les expérimentateurs et les théoriciens à collaborer au développement de modèles théoriques de l'architecture chromosomique. Notre travail s’inscrit dans cet effort. En collaboration avec David Holcman et Assaf Amitaï (ENS Paris), nous avons développé une nouvelle méthode d'analyse de la mobilité de sites chromosomiques marqués avec des protéines fluorescentes. Notre analyse a permis de comparer la mobilité des différents sites du génome afin de comprendre comment l’organisation du noyau influe sur la mobilité de la chromatine, puis dans un second temps nos résultats ont permis d’établir un lien entre les mécanismes de réparation de l’ADN et la mobilité. Il a déjà été prouvé récemment (K. Bloom, 2013) que la mobilité des chromosomes est limitée par leur ancrage au SPB via leur centromère, mais l’étude de l'impact de l’ancrage télomérique sur la mobilité des chromosomes méritait d’être approfondi. Contrairement à ce qui est communément admis, nos résultats ont montré que les télomères ne sont pas fortement ancrés à la membrane nucléaire, de plus il existe une grande variabilité de leur mobilité cellule à cellule. Dans la plupart des cellules, l'interaction télomérique avec la membrane nucléaire est en effet suffisamment forte pour modifier la localisation des locus sub-télomériques mais trop faible pour impacter sa mobilité. Nos résultats ont également montré que les loci sub-télomériques ont une mobilité supérieure à celle des locus situés au milieu du bras chromosomique. Dans les cellules mutantes, la perte de l'intégrité du chromosome lors de l'induction d'une CDB entraîne l'apparition d’extrémités libres sur la chromatine. De manière similaire aux locus sub-télomériques, les extrémités libres des CDB présentent une mobilité plus élevée que les CDB du chromosome dont l'intégrité est préservée, ceci qui pouvant s'expliquer par un degré de liberté de mouvement supérieur des extrémités de la chromatine. Les cassures double-brin de l’ADN sont parmi les lésions les plus toxiques. La non- réparation ou une mauvaise réparation de ces cassures conduit à la mort cellulaire ou à des réarrangements chromosomiques qui sont à l’origine du développement de cancers chez l’homme. Lorsque que la cassure de l’ADN se produit la molécule d’ADN porteuse de l’information génétique est rompue sur les deux brins mais les deux extrémités de la cassure sont maintenues ensemble ce qui préserve l’intégrité du chromosome. En effet l’observation des extrémités de la cassure par microscopie grâce à des tags fluorescents situés de chaque côté de la cassure montre que celles-ci sont maintenues à proximité l’une de l’autre. Il existe donc un ou plusieurs mécanismes permettant à la cellule de préserver l’intégrité du chromosome. Des travaux précédents ont identifié le complexe MRX comme étant l’un des acteurs essentiels de ce mécanisme. Nos travaux ont permis d’identifier une seconde voie, complémentaire de MRX permettant d’assurer le maintien de l’intégrité chromosomique. Nous avons aussi pu observer que nos observations statiques concernant la proportion de cellules présentant des extrémités séparées était en réalité à l’échelle de la cellule le résultat d'un processus dynamique, les extrémités des chromosomes pouvant au cours du temps plusieurs fois se retrouver puis se séparer à nouveau. Afin de mieux comprendre les mécanismes de cohésion entre extrémités, nous avons pensé qu'il était essentiel de comprendre l'impact du recrutement des cohésines sur l'organisation 3D de la chromatine autour de la cassure. En effet, le recrutement de cohésines sur des dizaines de kilobases autour de la rupture est susceptible de générer l'assemblage d'une grande structure capable de modifier l'organisation 3D du chromosome à grande échelle. / The difficulty and the need to study the dynamic organization of the genome have pushed in recent years, experimenters and theorists to collaborate in the development of theoretical models of chromosomal architecture. Our work is a part of this effort. In collaboration with David Holcman and Assaf Amitaï (ENS Paris), we developped a new method of data analysis for the study of chromosomal sites tagged with fluorescent proteins. This new method allows us to extract from miscroscopy analysis a parameter named Kc characterizing constraints that restrict the mobility of the chromosomal locus. This new analysis was used to compare the mobility of different sites in the genome in order to understand how organization of the nucleus impacts chromatin mobility with the final aim of understanding the impact of this mobility on the regulation of DNA repair mechanisms. It was already proven recently (K. Bloom, 2013) that mobility of chromosomes is constrained by their anchoring to SPB by their centromeres, but little was known about the impact of telomeric sequences to nuclear membrane on chromosome mobility. Contrary to what is commonly accepted, our results showed that telomeres are not strongly anchored to the nuclear membrane. Within a cell population, it exists a high variability in telomere mobility, indeed most of the cells the telomeric interaction with the nuclear membrane is indeed strong enough to change the location of sub-telomeric loci but too weak to impact its mobility. Our results also showed that sub-telomeric loci have a higher mobility than loci located in the middle of the same chromosome arm. In mutant cells the loss of chromosom integrity upon the induction of a double-strand break leads to the apparition chromatin free extremities. Similarly to sub-telomerics loci, DSBs free extremities exhibit a higher mobility than DSBs in chromosome with a preserved integrity. In summary our study has shown that free ends of a chromatin fiber have a higher mobility than other monomers in the chain. This higher mobility is due to the higher level of freedom that chromatin extremities have. When DNA double strand break (DSB) is generated, the chromosome ends should become physically totally dissociated from one to another, making ensuing repair difficult. To overcome this dramatic event, the DNA damage response (DDR) takes in charge the implementation of a protein bridge that holds the two chromosome ends together and so preserve its integrity. In S. cerevisiae the MRX complex was already known for playing critical functions in early DSB extremities tethering. Several studies showed that a single DSB induces the formation of a ≈100 kb cohesin domain around the lesion. Our study suggests the late role played by cohesins in the emergence of an intra-chromosomal cohesive structure capable to maintain chromosomal integrity. The way of DSB extremities cohesion is established, is consistent with what is published on the recruitment of cohesins at DSBs. Our study also highlight the dynamical behavior of DSB extremities at the cell scale. Indeed once DSB extremities are separated, they alternate during several hours between a tethered and a separated state. We also analysed the impact of cohesins recruitment at DSBs at the chromosome scale. Our results establish a positive correlation between the level of cohesins loaded on the chromosome and the level of folding of the chromatin fiber. The analysis of the chronology of events leading to the preservation of chromosomal integrity upon DSB suggests that chromatin has an intrinsic property (not related to DNA damage response) preserving its integrity despite the apparition of DSBs. This property could potentially be due to short-range inter-nucleosomal interactions or to the presence of secondary structures formed by cohesines in the interphase genome. All these hypothesis should be further tested experimentally.

Investigating the arrangement of the packed DNA inside the nucleus has revealed the essential role of genome organisation in controlling genome function. Furthermore, genome architecture is highly dynamic and significant chromatin re-organisation occurs in response to environmental changes. However, the mechanisms that drive the 3D organisation of the genome remain largely unknown. To understand the effect of biophysical properties of chromatin on the dynamics and structure of chromosomes, I developed a 3D computational model of the nucleus of the yeast S. cerevisiae during interphase. In the model, each chromosome was a hetero-polymer informed by our bioinformatics analysis for heterogeneous occupancy of chromatin-associated proteins across the genome. Two different conditions were modelled, normal growth (25°C) and heat shock (37°C), where a concerted redistribution of proteins was observed upon transition from one temperature to the other. Movement of chromatin segments was based on Langevin dynamics and each segment had a mobility according to their protein occupancy and the expression level of their corresponding genes. The model provides a significantly improved match with quantitative microscopy measurements of telomere positions, the distributions of 3D distances between pairs of different loci, and the mean squared displacement of a labelled locus. The quantified contacts between chromosomal segments were similar to the observed Hi-C data. At both 25°C and 37°C conditions, the segments that were highly occupied by proteins had high number of interactions with each other, and the highly transcribed genes had lower contacts with other segments. In addition, similar to the experimental observations, heat-shock genes were found to be located closer to the nuclear periphery upon activation in the simulations. It was also shown that the determined distribution of proteins along the genome is crucial to achieve the correct genome organisation. Hence, the heterogeneous binding of proteins, which results in differential mobility of chromatin segments, leads to 3D self-organisation.