Im Rahmen dieser Arbeit wurde gezeigt, dass fremde virale Hüllproteine wie das Env Protein des murinen Leukämievirus (MLV) oder das Glykoprotein des Virus der vesiklären Stomatitis (VSV) nicht in der Lage sind, die Funktion des homologen HFV Hüllproteins in Bezug auf die Viruspartikelfreisetzung des Humanen Foamyvirus zu übernehmen. Offenbar werden für die HFV Viruspartikelmorphogenese und -freisetzung spezifische Interaktionen zwischen dem Kapsid und dem homologen Hüllprotein benötigt. Mutationsanalysen ergaben, dass die membranspannende Domäne des HFV Hüllproteins in diesem Zusammenhang spezifische Aufgaben erfüllt, die nicht durch heterologe Formen der Membranverankerung übernommen werden können. Die Analyse der Fusionsaktivität verschiedener Hüllproteinmutanten zeigte, dass die zytoplasmatische Domäne des Proteins nicht essentiell für die Fusionsaktivität benötigt wird. Umfangreichere Deletionen, die auch Teile der langen membranspannenden Domäne des Proteins einschlossen, führten dagegen zum Verlust der Fusionseigenschaften des Hüllproteins. Innerhalb der membranspannenden Domäne des HFV Hüllproteins befindet sich ein konserviertes Lysin-Prolin Motiv, dessen Mutation sich auf den zellulären Transport und auf die Fusionsaktivität des Proteins auswirkte. Es zeichnet sich ab, dass die lange membranspannende Domäne des HFV Hüllproteins nicht nur als Membranverankerung dient, sondern zusätzlich für verschiedene Funktionen des Hüllproteins von Bedeutung ist. / In the course of these studies it was shown that heterologous viral envelope proteins like the Env protein of MLV (murine leukemia virus) and the glycoprotein of VSV (vesicular stomatitis virus) are not able to substitute for the HFV Env protein in HF virus (human foamy virus) particle morphogenesis. These data suggest that HFV capsids require specific interactions with their homologous envelope protein in order to be enveloped and released from the cell. A mutational analysis revealed that the long membrane-spanning domain (MSD) of HFV Env plays a key role in this respect, since it cannot be replaced by alternative forms of membrane anchorage. The analysis of fusion activity of various HFV env mutants showed that the cytoplasmic domain (CyD) is not required to mediate membrane fusion. However, fusogenicity was lost when C-terminal parts of the MSD were deleted. Furthermore, it was shown, that mutations of the conserved lysine-proline motif within the MSD result in altered transport and fusion activity of HFV Env. Together, these data imply that the MSD of HFV Env does not only function as a domain that anchors the protein in the lipid bilayer. Instead, it appears that it adopts a specific conformation that is required to mediate different functions of the HFV Env protein.

Als "surface-layer" (S-Layer, SL) bezeichnet man die regelmäßig strukturierten Hüllproteinlagen auf der Oberfläche von etwa 80 % aller bisher bekannten Bakterienspezies. Sie entstehen durch Selbstassemblierung von identischen Proteinuntereinheiten, die wiederum zumeist durch nichtkovalente Wechselwirkungen mit der darunterliegenden Zellwandkomponente verknüpft sind. Trotz ihrer Diversität auf der Ebene der Primärstruktur weisen S-Layer verschiedener Bakterienarten einheitliche physikochemische Merkmale auf. Dazu zählt u.a. die Wiedereinnahme einer hochgradig strukturierten, porösen Proteinschicht nach reversibler Denaturierung. Infolge der Reassemblierung entstehen sowohl in Lösung als auch an Phasengrenzen Proteinassemblate, deren Porenanordnungen die gleiche regelmäßige Symmetrie aufweisen, wie die nativen Hüllproteine auf der Bakterienzelle. Das in seiner Domänenstruktur aufgeklärte Hüllprotein SbsC des mesophilen Bakterienstammes Geobacillus (G.) stearothermophilus ATCC 12980 zeichnet sich durch eine ausgezeichnete Synthetisierbarkeit in E. coli aus. C-terminale Fusionen, die im Falle des verstärkt grün fluoreszierenden Proteins (EGFP) bis zu 240 Aminosäuren umfassen, führten nicht zu einem Verlust der Selbstassemblierung. Darüber hinaus zeigen in vitro gebildete SbsC-Assemblate eine außergewöhnliche Stabilität gegenüber hohen Ethanolkonzentrationen. Die durch gerichtete Mutagenese erzeugten SbsC-Fusionsproteine SbsC(aa 31-1099)-HspA und SbsC(aa 31-1099)-12His besitzen in assemblierter Form im Vergleich mit dem unmodifizierten Protein eine bis zu zweimal höhere Bindungsaffinität gegenüber Platinionen. In denaturierter Form waren beide Fusionsproteine in der Lage, Nickelionen zu komplexieren. In der vorliegenden Arbeit wurde erstmals ein SL-Protein in einem eukaryontischen Mikroorganismus produziert. Das in der Hefe S. cerevisiae gebildete Fusionsprotein SbsC(aa 31-1099)-EGFP assembliert dabei im Cytosol der Wirtszellen zu röhrenförmigen Assemblaten mit regelmäßiger Symmetrie. Das bisher unbekannte SL-Protein des Stammes G. stearothermophilus DSM 13240 wurde erfolgreich heterolog in E. coli exprimiert. Die Vorläuferform besitzt im Vergleich zum maturen Protein ein 31 aa umfassendes Sekretionssignal am extremen N-Terminus. Sowohl das authentische Protein als auch das heterolog in E. coli exprimierte Vorläuferprotein zeigen eine dem SbsC-Protein vergleichbare Reassemblierungscharakteristik. Im Gegensatz dazu führte die Verkürzung der N-terminalen 30 Aminosäuren des als S13240 bezeichneten Hüllproteins im heterologen System zu einem irreversiblen Verlust der Fähigkeit zur Selbstassemblierung.

Als "surface-layer" (S-Layer, SL) bezeichnet man die regelmäßig strukturierten Hüllproteinlagen auf der Oberfläche von etwa 80 % aller bisher bekannten Bakterienspezies. Sie entstehen durch Selbstassemblierung von identischen Proteinuntereinheiten, die wiederum zumeist durch nichtkovalente Wechselwirkungen mit der darunterliegenden Zellwandkomponente verknüpft sind. Trotz ihrer Diversität auf der Ebene der Primärstruktur weisen S-Layer verschiedener Bakterienarten einheitliche physikochemische Merkmale auf. Dazu zählt u.a. die Wiedereinnahme einer hochgradig strukturierten, porösen Proteinschicht nach reversibler Denaturierung. Infolge der Reassemblierung entstehen sowohl in Lösung als auch an Phasengrenzen Proteinassemblate, deren Porenanordnungen die gleiche regelmäßige Symmetrie aufweisen, wie die nativen Hüllproteine auf der Bakterienzelle. Das in seiner Domänenstruktur aufgeklärte Hüllprotein SbsC des mesophilen Bakterienstammes Geobacillus (G.) stearothermophilus ATCC 12980 zeichnet sich durch eine ausgezeichnete Synthetisierbarkeit in E. coli aus. C-terminale Fusionen, die im Falle des verstärkt grün fluoreszierenden Proteins (EGFP) bis zu 240 Aminosäuren umfassen, führten nicht zu einem Verlust der Selbstassemblierung. Darüber hinaus zeigen in vitro gebildete SbsC-Assemblate eine außergewöhnliche Stabilität gegenüber hohen Ethanolkonzentrationen. Die durch gerichtete Mutagenese erzeugten SbsC-Fusionsproteine SbsC(aa 31-1099)-HspA und SbsC(aa 31-1099)-12His besitzen in assemblierter Form im Vergleich mit dem unmodifizierten Protein eine bis zu zweimal höhere Bindungsaffinität gegenüber Platinionen. In denaturierter Form waren beide Fusionsproteine in der Lage, Nickelionen zu komplexieren. In der vorliegenden Arbeit wurde erstmals ein SL-Protein in einem eukaryontischen Mikroorganismus produziert. Das in der Hefe S. cerevisiae gebildete Fusionsprotein SbsC(aa 31-1099)-EGFP assembliert dabei im Cytosol der Wirtszellen zu röhrenförmigen Assemblaten mit regelmäßiger Symmetrie. Das bisher unbekannte SL-Protein des Stammes G. stearothermophilus DSM 13240 wurde erfolgreich heterolog in E. coli exprimiert. Die Vorläuferform besitzt im Vergleich zum maturen Protein ein 31 aa umfassendes Sekretionssignal am extremen N-Terminus. Sowohl das authentische Protein als auch das heterolog in E. coli exprimierte Vorläuferprotein zeigen eine dem SbsC-Protein vergleichbare Reassemblierungscharakteristik. Im Gegensatz dazu führte die Verkürzung der N-terminalen 30 Aminosäuren des als S13240 bezeichneten Hüllproteins im heterologen System zu einem irreversiblen Verlust der Fähigkeit zur Selbstassemblierung.

Spumaretroviren, oder Foamyviren (FV), unterscheiden sich von Orthoretroviren durch mehrere Besonderheiten in ihrer Replikationsstrategie. Das Partikel-assoziierte Hüllglykoprotein (Env-Protein) des „Prototype Foamy Virus“ (PFV) ist im Vergleich zu anderen retroviralen Hüllglykoproteinen einzigartig. Die Koexpression des PFV Env-Proteins für die PFV-Partikelfreisetzung ist essenziell und die spezifische Funktion kann nicht von heterologen viralen Env-Proteinen übernommen werden. Das Env-Protein des PFV durchläuft eine für ein Membranglykoprotein ungewöhnliche Biosynthese. Das Env-Vorläuferprotein besitzt zu Beginn eine Typ-III-Membrantopologie, bei der der N- und der C-Terminus im Zytoplasma lokalisiert sind. Während des Transports zur Zelloberfläche wird es posttranslational durch bisher unbekannte zelluläre Proteasen in mindestens drei Untereinheiten gespalten. Das N-terminale Signalpeptid bzw. Leader-Peptid (LP) hat eine Typ-II-Membrantopologie, mit dem N-Terminus im Zytoplasma und dem C-Terminus im Lumen, wohingegen die Transmembran (TM)-Untereinheit eine Typ-IMembrantopologie besitzt, bei der der N-Terminus im Lumen und der C-Terminus im Zytoplasma lokalisiert sind. Die interne Oberflächen (SU)-Untereinheit assoziiert vermutlich im Lumen mit der extrazellulären Domäne der TM-Untereinheit. Im Rahmen dieser Arbeit wurde der Beweis erbracht, dass Furin oder Furin-ähnliche Proteasen und nicht der Signalpeptidase-Komplex für beide proteolytischen Spaltungen verantwortlich sind. Durch die N-terminale Sequenzierung der SU- und der TM-Untereinheit eines aufgereinigten PFV Env-Immunoadhäsionsproteins wurden N-terminal von beiden Spaltstellen Furin- Konsensussequenzen identifiziert. Mutationsanalysen von zwei sich in diesem Bereich überlappenden minimalen Furin-Konsensussequenzen an der PFV LP/SU-Spaltstelle im wildtypischen PFV Env-Protein bestätigten die Ergebnisse der N-terminalen Sequenzierung und bewiesen, dass nur die erste Spaltstelle genutzt wird. Obwohl diese Mutanten aufgrund geringerer Partikelfreisetzung einen signifikanten Verlust der Infektiosität zeigten, wurde keine Korrelation zur Inhibierung der Spaltung beobachtet, da andere Mutanten mit normaler LP/SU-Spaltung einen ähnlichen Defekt besaßen. Virale Env-Proteine initiieren den Eintritt membranumhüllter Viren in die Wirtszelle durch die Bindung an zelluläre Rezeptoren. Dabei führen Konformationsänderungen in den Env- Proteinen zum Verschmelzen der Virusmembran mit der Zellmembran und weiterhin zur Aufnahme des Kapsids in das Zytoplasma der Wirtszelle. Die foamyviralen Env-Proteine sind in dieser Hinsicht keine Ausnahme und vermitteln die Anheftung an die Wirtszelle durch die Bindung an den bisher unbekannten zellulären Rezeptor. Der zelluläre foamyvirale Rezeptor ist vermutlich ein ubiquitäres Molekül, denn bisher konnte keine Zelllinie identifiziert werden, die gegen FV-Infektionen resistent ist. Bislang existieren nur sehr wenig strukturelle und funktionelle Informationen der extrazellulären Domänen des PFV Env-Proteins. Deshalb wurde im Hauptteil dieser Arbeit die PFV Env-Rezeptorbindungsdomäne (RBD) charakterisiert. Hierfür wurden rekombinante PFV Env-Immunoadhäsionsproteine verwendet und deren Bindungskapazitäten an Zielzellen in der durchflusszytometrischen Analyse bestimmt. Untersuchungen zeigten, dass sowohl die extrazelluläre Domäne der C-terminalen TM-Untereinheit als auch der Transport der Immunoadhäsionsproteine durch das spezifische PFV Env LP zum sekretorischen Weg für die Bindung an Zielzellen entbehrlich sind und ließen vermuten, dass die PFV Env-RBD innerhalb der SU-Untereinheit lokalisiert ist. N- und C-terminale Deletionsanalysen der PFV Env SU-Untereinheit enthüllten eine minimale kontinuierliche RBD von AS 225 bis 555. Interne Deletionen im PFV Env-Protein von AS 397 bis 483 wurden im Gegensatz zu deletierten Regionen von AS 262 bis 300 und AS 342 bis 396 ohne signifikanten Einfluss auf die Wirtszellbindung in Immunoadhäsionsproteinen toleriert. Die Analyse der Immunoadhäsionsproteine mit einzelnen substituierten Cysteinen in der PFV Env SU-Untereinheit zeigten, dass nur die Immunoadhäsionsproteine, die in der nicht essenziellen Region von AS 397 bis 483 lokalisierte Cysteine ersetzt hatten, eine Restbindungskapazität behielten. Interessanterweise zeigte die Analyse von verschiedenen N-Glykosylierungsmutanten eine bedeutende Rolle der Kohlenhydratkette an Position N391 im PFV Env-Protein entweder hinsichtlich der direkten Interaktion mit dem zellulären Rezeptor oder für die korrekte Faltung der PFV Env-RBD. Diese Ergebnisse weisen darauf hin, dass ein diskontinuierliches Sequenzmotiv von AS 225 bis 396 und AS 484 bis 555 für die Bildung der PFV Env-RBD essenziell ist und die darin lokalisierte potenzielle achte N-Glykosylierungsstelle eine entscheidende Rolle bei der Wirtszellbindung spielt. / Spumaretroviruses or foamy viruses (FVs) use a replication pathway with features distinctive from orthoretroviruses. The particle-associated envelope (Env) glycoprotein of prototype foamy virus (PFV) is unique compared to other retroviral envelope proteins since its coexpression is strictly required for the FV particle release process and its function cannot be replaced by heterologous viral glycoproteins. The PFV Env glycoprotein shows a highly unusual biosynthesis. Its precursor protein has a type III membrane topology with both the N-and C-terminus located in the cytoplasm. During its transport to the cell surface, it is posttranslationally processed by yet-unidentified cellular proteases into at least three subunits. The N-terminal signal or leader peptide (LP) has a type II membrane topology, whereas the C-terminal transmembrane (TM) subunit has a type I membrane topology. The internal surface (SU) subunit presumably associates with extracellular domains of TM on the luminal side. Here we provide strong evidence that furin itself or furin-like proteases and not the signal peptidase complex are responsible for both processing events. N-terminal protein sequencing of the SU and TM subunits of purified PFV Env-immunoglobulin immunoadhesin identified furin consensus sequences upstream of both cleavage sites. Mutagenesis analysis of two overlapping minimal furin consensus sequences at the PFV LP/SU cleavage site in the wild-type protein confirmed the sequencing data and demonstrated utilization of only the first site. Although these mutants displayed a significant loss in infectivity as a result of reduced particle release, no correlation to processing inhibition was observed, since another mutant having normal LP/SU processing had a similar defect. Viral Env proteins initiate entry of membrane enveloped viruses into cells by binding to cell surface receptors followed by conformational changes leading to membrane fusion and delivery of the genome containing viral capsid to the cytoplasm. The Env glycoproteins of FVs are no exception and mediate attachment to host cells through binding to an yet unknown ubiquitous cellular receptor molecule because no cell type is currently known that is resistant to FV entry. Little structural and functional information on the extracellular domains of PFV Env is available. In this study we characterized the PFV Env receptor-binding-domain (RBD) by flow-cytometric analysis of recombinant PFV Env immunoadhesin binding to target cells. Analysis showed that the extracellular domains of the C-terminal TM subunit as well as targeting of the recombinant immunoadhesins by the cognate LP to the secretory pathway were dispensable for target cell binding suggesting that the PFV Env RBD is contained within the SU subunit. N- and C- terminal deletion analysis of the SU domain revealed an minimal continuous RBD spanning aa 225-555, however internal deletions covering the region from aa 397-483, but not aa 262-300 or aa 342-396, were tolerated without significant influence on host cell binding. Analysis of individual cysteine point mutants in PFV Env SU revealed that only most of those located in the non-essential region from aa 397-483 retained residual binding activity. Interestingly, analysis of various N-glycosylation site mutants suggests an important role of the carbohydrate chain attached to N391 either for direct interaction with the cellular receptor or for correct folding of the PFV Env RBD. Taken together these results suggest that a bipartite sequence motif spanning aa 225-396 and aa 484-555 is essential for formation of the PFV Env RBD, with N-glycosylation site 8 playing a crucial role for host cell binding.

Die hier vorliegende Arbeit beschäftigt sich mit Eignung bakterieller Hüllproteine als Bindungsmatrix für die Kopplung funktionaler Moleküle mit dem Ziel, sensorische Schichten zu erzeugen. Bakterielle Hüllproteine sind biologische SAMs, anderen Oberfläche sich modifizierbare COOH-, NH2- und OH-Gruppen befinden. Die Ausbildung polymerer Strukturen erfolgt dabei in wässrigen Systemen und auf Oberflächen. Im Zuge der boomenden Entwicklung von Biosensoren werden insbesondere Biotemplate gesucht, die zwischen biologischer Komponente und Sensoroberfläche vermitteln. Bakterielle Hüllproteine stellen eine solche Zwischenschicht dar. Als Anwendungsbeispiel wurden die Proteine daher mit einem FRET-Paar und Thrombin und Kanamycin-Aptameren modifiziert. Hierbei wurden das FRET-Paar H488 und H555 an die bakteriellen Hüllproteine der beiden Haldenisolate A12 und B53 mittels EDC mit einer Modifizierungsrate von 0,54 molFarbstoff/molProtein kovalent gebunden. Bei der vorhandenen p4-Symmetrie bedeutet dies, dass ein FRET-Paar pro Einheitszelle vorhanden war. Der Nachweis eines Energietransfers zwischen den beiden am Protein gebundenen Fluoreszenzfarbstoffen H488 und H555 erfolgte mittels statischer und zeitaufgelöster Fluoreszenzmessung. Die Ergebnisse zeigten, dass ein Energietransfer nur möglich war, wenn die Proteine in polymerer Form vorlagen, unabhängig davon, ob sich die Proteine immobilisiert an einer Oberfläche oder in wässriger Lösung befanden. Mittels Variieren des Donor-Akzeptor-Verhältnisses konnte ein maximaler Energietransfer von 40 % generiert werden, wenn das Verhältnis der Fluoreszenzfarbstoffe von Donor und Akzeptor 4 betrug. Die Fluoreszenzintensität der Fluorophore wurde durch die Bindung an die Proteine nicht verringert oder gelöscht. Dies legt nahe, dass die Farbstoffe in den hydrophoben Poren immobilisiert wurden und die Poren die Fluoreszenzfarbstoffe schützen. Um weitere Aussagen über die Lage der gebundenen Fluoreszenzfarbstoffe zu erhalten, wurden die bakteriellen Hüllproteine der Stämme A12 und B53 enzymatisch verdaut und die Fragmente mittels SEC und SDS-PAGE untersucht. Dabei zeigten sich je nach Enzym und Protein unterschiedliche Bandenmuster bezüglich modifizierter und nativer Hüllproteine. Dies belegt, dass die Fluoreszenzfarbstoffe an NH2-und COOH-Gruppen der Proteine gebunden wurden und so teilweise den enzymatischen Verdau hinderten. Die SEC deutet an, dass die Fluoreszenzfarbstoffe an verschiedenen Stellen am Protein gebunden wurden. In einem zweiten Beispiel wurde das bakterielle Hüllprotein von A12 mit einem Aptamer modifiziert. Aptamere sind kurze einzelsträngige Oligonukleotide, die u.a. mittels ihrer ausgebildeten 3D-Struktur spezifisch Zielstrukturen reversibel binden können. Die hier verwendeten Aptamere binden spezifisch Thrombin und Kanamycin. Die Aptamere wurden mit Hilfe einer der beiden Vernetzer PMPI oder Sulfo-SMCC an die bakteriellen Hüllproteine kovalent gebunden. Nach dem Modifizieren der Proteine wurden diese auf entsprechenden Sensorchips immobilisiert und die Aktivität des gekoppelten Aptamers mittels Affinitätsmessungen, SPR-Spektroskopie und QCM-D-Messungen analysiert. Die Funktion des gebundenen Thrombinaptamers konnte mittels Affinitätsmessungen und QCM-D nachgewiesen werden und entspricht in beiden Fällen einer Bindung von 2 nmol Thrombin pro Quadratzentimeter. Die Funktionalität des Kanamycinaptamers sollte mittels SPR bestimmt werden, jedoch konnte keine Funktionalität des gekoppelten Kanamycinaptamers nachgewiesen werden. Alle Messungen bestätigten jedoch, dass die Bindungsmatrix aus bakteriellen Hüllproteinen keinerlei oder nur ein sehr geringes Hintergrundsignal liefert. Werden nun beide Komponenten, FRET-Paar und Aptamere, an das Protein gebunden, ist es möglich, eine sensorische Schicht zu erzeugen. Die Zielstruktur, welche detektiert werden soll, wird an das Aptamer gebunden und so in räumliche Nähe zur Sensorfläche gebracht. Stell die Zielstruktur einen Fluoreszenzlöscher dar, so wird der Energietransfer durch die räumliche Nähe des Fluoreszenzlöscher gestört. Die Detektion des Zielmoleküls erfolgt nun über die Änderung von Fluoreszenzintensitäten. Die hier vorgelegte Arbeit soll einen Grundstein legen für die Entwicklung eines solchen Sensors und insbesondere die Detektion eines Energietransfers optimieren und Schwachstellen in der Detektion nachweisen. Die systematische Untersuchung der Fluoreszenzfarbstoffe auf dem Protein ermöglichen es, in zukünftigen Arbeiten einen FRET zweifelsfrei zu detektieren. Die Modifizierung von bakteriellen Hüllproteinen von A12 mit Aptameren und die Detektion der Funktionalität der Aptamere mittels verschiedener Methoden zeigte auf, dass die bakteriellen Hüllproteine als universelle Bindungsmatrix für sensorische Moleküle dienen können, bei denen Affinitätsmessungen, SPR- oder QCM-D-Messungen genutzt werden. Besonders hervorzuheben ist, dass bakterielle Hüllproteine nahezu kein Hintergrundsignal liefern und aufgrund ihrer dünnen Monolage von etwa 6 - 9 nm die Sensitivität der Messungen nur gering beeinträchtigen.

Spumaretroviren, oder Foamyviren (FV), unterscheiden sich von Orthoretroviren durch mehrere Besonderheiten in ihrer Replikationsstrategie. Das Partikel-assoziierte Hüllglykoprotein (Env-Protein) des „Prototype Foamy Virus“ (PFV) ist im Vergleich zu anderen retroviralen Hüllglykoproteinen einzigartig. Die Koexpression des PFV Env-Proteins für die PFV-Partikelfreisetzung ist essenziell und die spezifische Funktion kann nicht von heterologen viralen Env-Proteinen übernommen werden. Das Env-Protein des PFV durchläuft eine für ein Membranglykoprotein ungewöhnliche Biosynthese. Das Env-Vorläuferprotein besitzt zu Beginn eine Typ-III-Membrantopologie, bei der der N- und der C-Terminus im Zytoplasma lokalisiert sind. Während des Transports zur Zelloberfläche wird es posttranslational durch bisher unbekannte zelluläre Proteasen in mindestens drei Untereinheiten gespalten. Das N-terminale Signalpeptid bzw. Leader-Peptid (LP) hat eine Typ-II-Membrantopologie, mit dem N-Terminus im Zytoplasma und dem C-Terminus im Lumen, wohingegen die Transmembran (TM)-Untereinheit eine Typ-IMembrantopologie besitzt, bei der der N-Terminus im Lumen und der C-Terminus im Zytoplasma lokalisiert sind. Die interne Oberflächen (SU)-Untereinheit assoziiert vermutlich im Lumen mit der extrazellulären Domäne der TM-Untereinheit. Im Rahmen dieser Arbeit wurde der Beweis erbracht, dass Furin oder Furin-ähnliche Proteasen und nicht der Signalpeptidase-Komplex für beide proteolytischen Spaltungen verantwortlich sind. Durch die N-terminale Sequenzierung der SU- und der TM-Untereinheit eines aufgereinigten PFV Env-Immunoadhäsionsproteins wurden N-terminal von beiden Spaltstellen Furin- Konsensussequenzen identifiziert. Mutationsanalysen von zwei sich in diesem Bereich überlappenden minimalen Furin-Konsensussequenzen an der PFV LP/SU-Spaltstelle im wildtypischen PFV Env-Protein bestätigten die Ergebnisse der N-terminalen Sequenzierung und bewiesen, dass nur die erste Spaltstelle genutzt wird. Obwohl diese Mutanten aufgrund geringerer Partikelfreisetzung einen signifikanten Verlust der Infektiosität zeigten, wurde keine Korrelation zur Inhibierung der Spaltung beobachtet, da andere Mutanten mit normaler LP/SU-Spaltung einen ähnlichen Defekt besaßen. Virale Env-Proteine initiieren den Eintritt membranumhüllter Viren in die Wirtszelle durch die Bindung an zelluläre Rezeptoren. Dabei führen Konformationsänderungen in den Env- Proteinen zum Verschmelzen der Virusmembran mit der Zellmembran und weiterhin zur Aufnahme des Kapsids in das Zytoplasma der Wirtszelle. Die foamyviralen Env-Proteine sind in dieser Hinsicht keine Ausnahme und vermitteln die Anheftung an die Wirtszelle durch die Bindung an den bisher unbekannten zellulären Rezeptor. Der zelluläre foamyvirale Rezeptor ist vermutlich ein ubiquitäres Molekül, denn bisher konnte keine Zelllinie identifiziert werden, die gegen FV-Infektionen resistent ist. Bislang existieren nur sehr wenig strukturelle und funktionelle Informationen der extrazellulären Domänen des PFV Env-Proteins. Deshalb wurde im Hauptteil dieser Arbeit die PFV Env-Rezeptorbindungsdomäne (RBD) charakterisiert. Hierfür wurden rekombinante PFV Env-Immunoadhäsionsproteine verwendet und deren Bindungskapazitäten an Zielzellen in der durchflusszytometrischen Analyse bestimmt. Untersuchungen zeigten, dass sowohl die extrazelluläre Domäne der C-terminalen TM-Untereinheit als auch der Transport der Immunoadhäsionsproteine durch das spezifische PFV Env LP zum sekretorischen Weg für die Bindung an Zielzellen entbehrlich sind und ließen vermuten, dass die PFV Env-RBD innerhalb der SU-Untereinheit lokalisiert ist. N- und C-terminale Deletionsanalysen der PFV Env SU-Untereinheit enthüllten eine minimale kontinuierliche RBD von AS 225 bis 555. Interne Deletionen im PFV Env-Protein von AS 397 bis 483 wurden im Gegensatz zu deletierten Regionen von AS 262 bis 300 und AS 342 bis 396 ohne signifikanten Einfluss auf die Wirtszellbindung in Immunoadhäsionsproteinen toleriert. Die Analyse der Immunoadhäsionsproteine mit einzelnen substituierten Cysteinen in der PFV Env SU-Untereinheit zeigten, dass nur die Immunoadhäsionsproteine, die in der nicht essenziellen Region von AS 397 bis 483 lokalisierte Cysteine ersetzt hatten, eine Restbindungskapazität behielten. Interessanterweise zeigte die Analyse von verschiedenen N-Glykosylierungsmutanten eine bedeutende Rolle der Kohlenhydratkette an Position N391 im PFV Env-Protein entweder hinsichtlich der direkten Interaktion mit dem zellulären Rezeptor oder für die korrekte Faltung der PFV Env-RBD. Diese Ergebnisse weisen darauf hin, dass ein diskontinuierliches Sequenzmotiv von AS 225 bis 396 und AS 484 bis 555 für die Bildung der PFV Env-RBD essenziell ist und die darin lokalisierte potenzielle achte N-Glykosylierungsstelle eine entscheidende Rolle bei der Wirtszellbindung spielt. / Spumaretroviruses or foamy viruses (FVs) use a replication pathway with features distinctive from orthoretroviruses. The particle-associated envelope (Env) glycoprotein of prototype foamy virus (PFV) is unique compared to other retroviral envelope proteins since its coexpression is strictly required for the FV particle release process and its function cannot be replaced by heterologous viral glycoproteins. The PFV Env glycoprotein shows a highly unusual biosynthesis. Its precursor protein has a type III membrane topology with both the N-and C-terminus located in the cytoplasm. During its transport to the cell surface, it is posttranslationally processed by yet-unidentified cellular proteases into at least three subunits. The N-terminal signal or leader peptide (LP) has a type II membrane topology, whereas the C-terminal transmembrane (TM) subunit has a type I membrane topology. The internal surface (SU) subunit presumably associates with extracellular domains of TM on the luminal side. Here we provide strong evidence that furin itself or furin-like proteases and not the signal peptidase complex are responsible for both processing events. N-terminal protein sequencing of the SU and TM subunits of purified PFV Env-immunoglobulin immunoadhesin identified furin consensus sequences upstream of both cleavage sites. Mutagenesis analysis of two overlapping minimal furin consensus sequences at the PFV LP/SU cleavage site in the wild-type protein confirmed the sequencing data and demonstrated utilization of only the first site. Although these mutants displayed a significant loss in infectivity as a result of reduced particle release, no correlation to processing inhibition was observed, since another mutant having normal LP/SU processing had a similar defect. Viral Env proteins initiate entry of membrane enveloped viruses into cells by binding to cell surface receptors followed by conformational changes leading to membrane fusion and delivery of the genome containing viral capsid to the cytoplasm. The Env glycoproteins of FVs are no exception and mediate attachment to host cells through binding to an yet unknown ubiquitous cellular receptor molecule because no cell type is currently known that is resistant to FV entry. Little structural and functional information on the extracellular domains of PFV Env is available. In this study we characterized the PFV Env receptor-binding-domain (RBD) by flow-cytometric analysis of recombinant PFV Env immunoadhesin binding to target cells. Analysis showed that the extracellular domains of the C-terminal TM subunit as well as targeting of the recombinant immunoadhesins by the cognate LP to the secretory pathway were dispensable for target cell binding suggesting that the PFV Env RBD is contained within the SU subunit. N- and C- terminal deletion analysis of the SU domain revealed an minimal continuous RBD spanning aa 225-555, however internal deletions covering the region from aa 397-483, but not aa 262-300 or aa 342-396, were tolerated without significant influence on host cell binding. Analysis of individual cysteine point mutants in PFV Env SU revealed that only most of those located in the non-essential region from aa 397-483 retained residual binding activity. Interestingly, analysis of various N-glycosylation site mutants suggests an important role of the carbohydrate chain attached to N391 either for direct interaction with the cellular receptor or for correct folding of the PFV Env RBD. Taken together these results suggest that a bipartite sequence motif spanning aa 225-396 and aa 484-555 is essential for formation of the PFV Env RBD, with N-glycosylation site 8 playing a crucial role for host cell binding.

Die hier vorliegende Arbeit beschäftigt sich mit Eignung bakterieller Hüllproteine als Bindungsmatrix für die Kopplung funktionaler Moleküle mit dem Ziel, sensorische Schichten zu erzeugen. Bakterielle Hüllproteine sind biologische SAMs, anderen Oberfläche sich modifizierbare COOH-, NH2- und OH-Gruppen befinden. Die Ausbildung polymerer Strukturen erfolgt dabei in wässrigen Systemen und auf Oberflächen. Im Zuge der boomenden Entwicklung von Biosensoren werden insbesondere Biotemplate gesucht, die zwischen biologischer Komponente und Sensoroberfläche vermitteln. Bakterielle Hüllproteine stellen eine solche Zwischenschicht dar. Als Anwendungsbeispiel wurden die Proteine daher mit einem FRET-Paar und Thrombin und Kanamycin-Aptameren modifiziert. Hierbei wurden das FRET-Paar H488 und H555 an die bakteriellen Hüllproteine der beiden Haldenisolate A12 und B53 mittels EDC mit einer Modifizierungsrate von 0,54 molFarbstoff/molProtein kovalent gebunden. Bei der vorhandenen p4-Symmetrie bedeutet dies, dass ein FRET-Paar pro Einheitszelle vorhanden war. Der Nachweis eines Energietransfers zwischen den beiden am Protein gebundenen Fluoreszenzfarbstoffen H488 und H555 erfolgte mittels statischer und zeitaufgelöster Fluoreszenzmessung. Die Ergebnisse zeigten, dass ein Energietransfer nur möglich war, wenn die Proteine in polymerer Form vorlagen, unabhängig davon, ob sich die Proteine immobilisiert an einer Oberfläche oder in wässriger Lösung befanden. Mittels Variieren des Donor-Akzeptor-Verhältnisses konnte ein maximaler Energietransfer von 40 % generiert werden, wenn das Verhältnis der Fluoreszenzfarbstoffe von Donor und Akzeptor 4 betrug. Die Fluoreszenzintensität der Fluorophore wurde durch die Bindung an die Proteine nicht verringert oder gelöscht. Dies legt nahe, dass die Farbstoffe in den hydrophoben Poren immobilisiert wurden und die Poren die Fluoreszenzfarbstoffe schützen. Um weitere Aussagen über die Lage der gebundenen Fluoreszenzfarbstoffe zu erhalten, wurden die bakteriellen Hüllproteine der Stämme A12 und B53 enzymatisch verdaut und die Fragmente mittels SEC und SDS-PAGE untersucht. Dabei zeigten sich je nach Enzym und Protein unterschiedliche Bandenmuster bezüglich modifizierter und nativer Hüllproteine. Dies belegt, dass die Fluoreszenzfarbstoffe an NH2-und COOH-Gruppen der Proteine gebunden wurden und so teilweise den enzymatischen Verdau hinderten. Die SEC deutet an, dass die Fluoreszenzfarbstoffe an verschiedenen Stellen am Protein gebunden wurden. In einem zweiten Beispiel wurde das bakterielle Hüllprotein von A12 mit einem Aptamer modifiziert. Aptamere sind kurze einzelsträngige Oligonukleotide, die u.a. mittels ihrer ausgebildeten 3D-Struktur spezifisch Zielstrukturen reversibel binden können. Die hier verwendeten Aptamere binden spezifisch Thrombin und Kanamycin. Die Aptamere wurden mit Hilfe einer der beiden Vernetzer PMPI oder Sulfo-SMCC an die bakteriellen Hüllproteine kovalent gebunden. Nach dem Modifizieren der Proteine wurden diese auf entsprechenden Sensorchips immobilisiert und die Aktivität des gekoppelten Aptamers mittels Affinitätsmessungen, SPR-Spektroskopie und QCM-D-Messungen analysiert. Die Funktion des gebundenen Thrombinaptamers konnte mittels Affinitätsmessungen und QCM-D nachgewiesen werden und entspricht in beiden Fällen einer Bindung von 2 nmol Thrombin pro Quadratzentimeter. Die Funktionalität des Kanamycinaptamers sollte mittels SPR bestimmt werden, jedoch konnte keine Funktionalität des gekoppelten Kanamycinaptamers nachgewiesen werden. Alle Messungen bestätigten jedoch, dass die Bindungsmatrix aus bakteriellen Hüllproteinen keinerlei oder nur ein sehr geringes Hintergrundsignal liefert. Werden nun beide Komponenten, FRET-Paar und Aptamere, an das Protein gebunden, ist es möglich, eine sensorische Schicht zu erzeugen. Die Zielstruktur, welche detektiert werden soll, wird an das Aptamer gebunden und so in räumliche Nähe zur Sensorfläche gebracht. Stell die Zielstruktur einen Fluoreszenzlöscher dar, so wird der Energietransfer durch die räumliche Nähe des Fluoreszenzlöscher gestört. Die Detektion des Zielmoleküls erfolgt nun über die Änderung von Fluoreszenzintensitäten. Die hier vorgelegte Arbeit soll einen Grundstein legen für die Entwicklung eines solchen Sensors und insbesondere die Detektion eines Energietransfers optimieren und Schwachstellen in der Detektion nachweisen. Die systematische Untersuchung der Fluoreszenzfarbstoffe auf dem Protein ermöglichen es, in zukünftigen Arbeiten einen FRET zweifelsfrei zu detektieren. Die Modifizierung von bakteriellen Hüllproteinen von A12 mit Aptameren und die Detektion der Funktionalität der Aptamere mittels verschiedener Methoden zeigte auf, dass die bakteriellen Hüllproteine als universelle Bindungsmatrix für sensorische Moleküle dienen können, bei denen Affinitätsmessungen, SPR- oder QCM-D-Messungen genutzt werden. Besonders hervorzuheben ist, dass bakterielle Hüllproteine nahezu kein Hintergrundsignal liefern und aufgrund ihrer dünnen Monolage von etwa 6 - 9 nm die Sensitivität der Messungen nur gering beeinträchtigen.