Das Afrikanische Schweinepest-Virus (ASPV) verursacht eine tödliche Viruserkrankung bei Schweinen. Dieses hat sich weltweit fortlaufend verbreitet und wurde im September 2020 erstmalig in Deutschland nachgewiesen. Der Ausbruch der Seuche kann schwere wirtschaftliche Verluste nach sich ziehen. Bis heute ist kein Impfstoff zugelassen, daher sind Überwachung der epidemiologischen Situation und der frühzeitige Erregernachweis unerlässlich für die Bekämpfung der Afrikanischen Schweinepest als Tierseuche. Die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) gilt als Goldstandard für den Nachweis von ASPV und zeichnet sich durch eine hohe Sensitivität und Spezifität aus. Allerdings erfordert die PCR gut ausgestattete Testlabore und ist zeitintensiv. Point-of-Need-Tests können schnelle und zuverlässige direkt vor Ort liefern und stellen somit eine Alternative zum Goldstandard PCR dar. Ziel dieser Studie war es, einen Point-of-Need-Test zum Nachweis von ASPV zu entwickeln. Dieser beruht auf der Grundlage der Rekombinase-Polymerase-Amplifikation (RPA) und sollte vor Ort einsatzfähig sein. Es wurden drei Primersätze und eine Sonde auf der Grundlage des B646L-Gens, welches für das virale Kapsidprotein p72 vom ASP-Virus kodiert, entwickelt. Alle möglichen Kombinationen wurden getestet. Die analytische Sensitivität wurde mit acht Wiederholungen von Verdünnungsreihen des molekularen Standards (102-100 DNA-Kopien pro µl) ermittelt. Die Nachweisgrenze wurde anhand einer Probit-Analyse dieser Durchläufe berechnet. Die Spezifität wurde mit verschiedenen viralen Nukleinsäuren von anderen das Schwein infizierenden Erregern überprüft. Um den Test im Feld einsatzfähig zu gestalten, wurden mittels ASPV-RPA zwei verschiedene Extraktionsansätze mit allen 73 verfügbaren Schweineblutproben getestet: eine schnelle Hitze/Lysepuffer-Extraktionsmethode und ein standardisiertes Extraktionsverfahren auf Spin-Säule-Basis. Die diagnostische Sensitivität und Spezifität wurde für beide Testverfahren berechnet. Alle Ergebnisse wurden mit einer etablierten real-time PCR für ASPV verglichen. Eine kleine Pilotstudie zum Feldeinsatz des ASPV-RPA-Tests wurde in Uganda mit 20 Blutproben unter Verwendung des Kofferlabors durchgeführt. Die berechnete Nachweisgrenze von ASPV-RPA lag bei 3,5 DNA-Kopien pro µl. Alle untersuchten ASPV-Genotypen wurden detektiert, aber keine anderen viralen Nukleinsäuren. Bei Verwendung der standardisierten DNA-Extraktionsmethode mit anschließender Durchführung der ASPV-RPA lag die diagnostische Sensitivität und Spezifität bei 100%, wie auch mittels der real-time PCR. Auch das schnelle Hitze-/Lysepuffer Protokoll zeigte vielversprechende Ergebnisse und erreichte eine Positivrate von 97% mittels ASPV-RPA im Vergleich zu 38% bei der PCR. In Uganda wurden elf ASPV-RPA-Proben als positiv erkannt, darunter zwei fieberfreie asymptomatische Tiere. Der schnelle Erregernachweis stellt einen essenziellen Aspekt der ASP Seuchenbekämpfung dar. Die ASPV-RPA erwies sich als genauso empfindlich und spezifisch wie die Goldstandard-PCR zur Erregeridentifizierung. In Kombination mit dem Schritt der DNA-Extraktion durch Hitze/Lysepuffer benötigt der entwickelte Test etwa 25 Minuten von der Probenentnahme bis zum Ergebnis. Die Positivrate ist mit 97% vielversprechend, wobei die ASPV-RPA im Vergleich zur PCR eine höhere Toleranz gegenüber Inhibitoren aufwies. Wie die Pilot-Feldstudie in Uganda mit dem Kofferlabor zeigt, ist ASPV-RPA eine im Feld einsatzfähige Nachweismethode. Das Kofferlabor bedarf lediglich einer Grundausstattung und einer Solarbatterie. Somit stellt das Kofferlabor eine vielversprechende Diagnostikmethode dar, welche vor Ort in ressourcenarmen Umgebungen zum Nachweis des ASPV eingesetzt werden kann.:1. Introduction 2. Literature overview 2.1 African swine fever 2.1.1 Aetiology 2.1.1.1 Classification and taxonomy 2.1.1.2 Viral structure and genome 2.1.1.3 Genetic typing and antigenic variability 2.1.2 Epidemiology 2.1.2.1 Disease distribution 2.1.2.2 Host range and epidemiological cycles 2.1.2.2.1 Warthog-tick cycle 2.1.2.2.2 Domestic pig-tick cycle 2.1.2.2.3 Domestic pig cycle 2.1.2.2.4 Wild boar-environment cycle 2.1.2.3 Tenacity, transmission, and infectivity 2.1.3 Pathophysiology 2.1.3.1 Pathogenesis 2.1.3.2 Clinical signs and pathological findings 2.1.3.3 Differential diagnosis 2.2 Available diagnostic tools for ASFV 2.1.4 Diagnosis based on immune response 2.1.5 Diagnosis based on agent identification 2.3 Gaps in African swine fever diagnostics 3. Publication 3.1 Statement of contribution 3.1.1 Publication 4. Discussion 5. Summary 6. Zusammenfassung 7. References 8. Appendix 9. Acknowledgements / African swine fever virus (ASFV) causes a deadly viral disease in pigs. The virus has gradually spread throughout the world and was reported in Germany in September 2020. ASF outbreak can lead to huge economical loss. No vaccine is commercially available and thus, surveillance and early detection play a pivotal role to control an ASF outbreak. Polymerase Chain Reaction (PCR) is considered the gold standard for ASFV detection due to its superior sensitivity and specificity. However, it is time-consuming and requires well-equipped laboratories. Point-of-need tests can offer an alternative, delivering fast and reliable results directly in the field. The aim of this study was to establish a field-deployable point-of-need test based on Recombinase Polymerase Amplification (RPA) to detect ASFV. Material and Methods: Three sets of primers and one probe based on the B646L gene which encodes for the viral capsid protein p72 were designed. All possible combinations were screened. Analytical sensitivity was tested with eight replicates of serial dilutions of the molecular standard (102-10° DNA copies per µl). The limit of detection was calculated using probit analysis. ASFV-RPA’s specificity was tested using various viral nucleic acids of pathogens infecting pigs. To allow the deployment at point of need, two different extraction approaches were tested in ASFV-RPA with all 73 pig blood samples included in this study: a rapid heat/lysis buffer extraction method and a standardized spin-column based extraction kit. Diagnostic sensitivity and specificity were calculated for both test approaches. All results were compared to an established real-time PCR for ASFV. A small pilot study for ASFV-RPA assay deployment was done in Uganda with 20 blood samples of a suspected outbreak using the field-deployable suitcaselab. The calculated limit of detection of ASFV-RPA was 3.5 DNA copies per µl. All screened ASFV genotypes were detected while no other viral nucleic acids were identified. Using the standardized DNA extraction method in ASFV-RPA, and compared to real-time PCR, diagnostic sensitivity and specificity were 100%. The rapid heat/lysis buffer protocol showed very promising results, achieving 97% of positivity rate compared to a 38% of the real-time PCR. In Uganda, ASFV-RPA detected 11 samples as positive, including two known afebrile animals. Immediate agent detection is a key aspect of ASF outbreak control. ASFV-RPA is as sensitive and specific as a gold standard PCR for ASFV identification. Combined with the heat/lysis buffer DNA isolation step, the duration of the assay is around 25 minutes from sample collection to result readout, with a promising positivity rate of 97% which indicates tolerance against inhibitors. ASFV-RPA is a portable detection method, as revealed during the pilot field study in Uganda. Only requiring basic equipment and solar batteries, the suitcase lab is a promising tool for on-site diagnostics in resource limited settings to detect ASFV.:1. Introduction 2. Literature overview 2.1 African swine fever 2.1.1 Aetiology 2.1.1.1 Classification and taxonomy 2.1.1.2 Viral structure and genome 2.1.1.3 Genetic typing and antigenic variability 2.1.2 Epidemiology 2.1.2.1 Disease distribution 2.1.2.2 Host range and epidemiological cycles 2.1.2.2.1 Warthog-tick cycle 2.1.2.2.2 Domestic pig-tick cycle 2.1.2.2.3 Domestic pig cycle 2.1.2.2.4 Wild boar-environment cycle 2.1.2.3 Tenacity, transmission, and infectivity 2.1.3 Pathophysiology 2.1.3.1 Pathogenesis 2.1.3.2 Clinical signs and pathological findings 2.1.3.3 Differential diagnosis 2.2 Available diagnostic tools for ASFV 2.1.4 Diagnosis based on immune response 2.1.5 Diagnosis based on agent identification 2.3 Gaps in African swine fever diagnostics 3. Publication 3.1 Statement of contribution 3.1.1 Publication 4. Discussion 5. Summary 6. Zusammenfassung 7. References 8. Appendix 9. Acknowledgements