Die Genregulation ist ein komplexer Prozess, bei dem Zellen die Menge der Genprodukte steuern, um ihre Identität auszubilden und auf Umweltveränderungen zu reagieren. Die CRISPR-Technologie hat genetische Screens revolutioniert und ermöglicht es, mehrere Transkripte gleichzeitig zu untersuchen. In dieser Arbeit werden die Vorteile und Herausforderungen gepoolter CRISPR-Screens zur Erforschung der Genregulation untersucht. Es wird ein CRISPR-ko-Screen in embryonalen Mausstammzellen (mESCs) beschrieben, der pluripotenzerhaltende Transkriptionsfaktoren identifiziert. Es zeigte sich, dass ein Screening mit einer kleinen Bibliothek den Großteil des biologischen Signals eines genomweiten Screens erfasst und die Identifizierung von Genkandidaten mit kleinen Effektgrößen verbessert. Nachfolgend wird CRISPTimeR, eine neue Methode für die Analyse von Zeitreihen von CRISPR-Screens, vorgestellt. Sie basiert auf gemischten linearen Modellen und ermöglicht es, Treffer zu identifizieren und gleichzeitig zeitlich zu klassifizieren. Als Nächstes wurde CRISPRi verwendet, um für die Pluripotenz von mESCs relevante lncRNAs zu untersuchen, was aufgrund ihrer schlechten Annotation und niedrigen Expressionsniveaus schwierig ist. Eine mögliche Lösung ist eine manuell verfeinerte Annotation von Transkriptionsstartstellen und kleinere Bibliotheks-Screens mit empfindlicherer phänotypischer Auslesung. Zudem wurde ein Sättigungsscreen genomischer Regionen rund um den PHOX2B-Lokus, zur Identifikation cis-regulierender Elemente, durchgeführt. Dabei wurden CRISPRa-reaktive Elemente identifiziert, die Gene in der PHOX2B-TAD regulieren, und mit diesen mittels Einzelzell RNA-seq in Verbindung gebracht. Zusammenfassend zeigt diese Arbeit den Wert gepoolter CRISPR-Screens für die Erforschung der Genregulation und Herausforderungen der Analyse nicht-kodierender Elemente. Zusätzlich beschreibt sie ein neues Tool für die Analyse von kodierenden und nicht-kodierenden CRISPR-Screens in Zeitreihen. / Gene regulation is a complex process in which cells control gene product levels to establish identity and respond to environmental changes. CRISPR technology has revolutionized genetic screening, enabling researchers to study multiple transcripts simultaneously. This thesis explores the advantages and challenges of using pooled CRISPR screens to study gene regulation. First, I describe a CRISPR-ko screen in mouse embryonic stem cells (mESCs) to identify transcription factors involved in pluripotency maintenance. I show that a small-library screen captures most of the biological signal observed in a genome-wide screen, and it improves the identification of candidate genes with small effect sizes. Next, introduce CRISPTimeR, a novel method for the analysis time-series CRISPR screens. CRISPTimeR is based on mixed linear models; it allows to use information from a time-series experiment to identify, and simultaneously perform temporal classification on, hits. Next, I use CRISPRi to study lncRNAs relevant to pluripotency in mESCs. Targeting lncRNAs poses challenges due to poor annotation and low expression levels. I suggest to address these issues by using a hand-refined annotation of transcription start sites and by designing small-library screens with more sensitive phenotypic readout. Finally, I describe a saturation screen targeting large genomic regions around the PHOX2B locus, to identify putative cis-regulatory elements. I identified CRISPRa responsive elements involved in regulating the expression of genes within the PHOX2B TAD, which were then matched with the genes they control using single-cell RNA-seq. Overall, in this thesis I demonstrate the value of CRISPR pooled screens for studying gene regulation, while highlighting the challenges associated with targeting non-coding elements and suggesting possible approaches to address these challenges. Moreover, I introduce a novel tool for the analysis of both coding and non-coding time-series CRISPR screens.