[pt] A interação entre bioreagentes e minerais vem sendo estudada por muitos anos. Os biossurfactantes de bactérias Rhodococcus opacus e Rhodococcus erythropolis podem se comportar como coletores e espumantes na flotação mineral. Este trabalho teve como objetivo avaliar a interação de diferentes porcentagens de misturas de Rhodococcus opacus e Rhodococcus erythropolis para recuperação de hematita de um rejeito minério de ferro de baixo teor, com o quartzo como principal mineral de ganga. A interação dos dois biossurfactantes foi investigada usando diferentes técnicas como a tensão superficial, o potencial zeta, o ângulo de contato (Ɵc) e a espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) para entender o comportamento nas diferentes interfaces. As análises de tensão superficial de cada biossurfactante em contato com a água atingiram o menor valor de 32.35 mN.m-1. (Rhodococcus opacus) e 31.41 mN.m-1. (Rhodococcus erythropolis) em meio ácido pH 3. As medições experimentais do potencial zeta revelaram a interação de ambos biossurfactantes nas superfícies da hematita e do quartzo. O ponto isoelétrico (IEP) da hematita foi próximo ao pH 3.40 e o ponto de reversão de carga depois de interagir com os biossurfactates Rhodococcus opacus e Rhodococcus erythropolis foi alcançado em pH 2.20 e pH 3.30. O IEP do quartzo ficou em torno de pH 2.12 e o potencial zeta diminuiu quando os dois biossurfactantes foram adicionados, não sendo possível obter o deslocamento do IEP após a interação com eles. O FTIR confirmou a afinidade da superfície da hematita com os dois biossurfactantes, ocorre o contrário no caso do quartzo, já que houve uma fraca adsorção na superfície. Finalmente o Ɵc da hematita (40°) após a interação por separado com biosurfactante do R. opacus mudou para 64° e com o biosurfactante R. erythropolis variou para 87°, estas mudanças mostraram uma boa hidrofobização da hematita. Os resultados dos testes de microflotação na célula modificada de Partridge-Smith revelaram que o aumento da proporção percentual de Rhodococcus erythropolis levou a um aumento na recuperação metalurgia de 48.07% e um teor de concentrado de ferro de 24.35%. / [en] The interaction between different bioreagents and minerals has been studied for many years. Rhodococcus opacus and Rhodococcus erythropolis biosurfactants can behave as collectors and frothers in mineral flotation. This work aims to evaluate the interaction between them mixed in different percentages for recovering hematite from an iron ore tailing composed of low grade of hematite and quartz as gangue. The interaction of these two biosurfactants was investigated using different techniques such surface tension, zeta potential, contact angle (Ɵc), and Fourier Transform Infrared (FTIR) to understand the behaviour at the different interfaces. The surface tension analyses of each biosurfactant in contact with water reached the lowest value in 32.35 mN.m-1 (Rhodococcus opacus) and 31.41 mN.m-1 (Rhodococcus erythropolis) at acidic conditions pH 3. The experimental zeta potential measurements revealed the positive interaction of both biosurfactants on the hematite surface. The isoelectric point (IEP) of hematite was near pH 3.40 and the charge reversal point of Rhodococcus opacus and Rhodococcus erythropolis was achieved in pH 2.20 and pH 3.30 respectively. The IEP of quartz was around pH 2.12 and the zeta potential decreased when both biosurfactants were added, it was not possible to get the displacement of the IEP after interaction with them. The FTIR analyses confirmed the affinity of hematite surface with both biosurfactants, the opposite happens in the case of quartz, there was weak adsorption on the surface. Finally, the Ɵc of hematite 40 ° after interaction with R. opacus biosurfactant increased to 64° and with R. erythropolis biosurfactant amplified to 87°. This changes indicate a good hydrophobization of hemtatite. The results of microflotation tests in the Partridge-Smith modified cell revealed that a huge percent proportion of R. erythropolis led to an increase in the metallurgic recovery of about 48.07% and 24.35 % of iron concentrate.

Das Bodenbakterium Rhodococcus opacus 1CP ist für sein Potenzial bekannt, organische Schadstoffe abzubauen. In dieser Studie lag der Fokus auf zwei Genprodukten, den farbstoffabbauenden Peroxidasen DypA und DypB, welche unter Anwendung von Klonierungs- und Expressionsstrategien mit hohen spezifischen Aktivitäten in reiner Form gewonnen werden konnten. Eine umfassende biochemische Analyse zeigte, dass beide Enzyme in der Lage sind, Farbstoffe unterschiedlicher Klassen, insbesondere jedoch, die als schwer abbaubar geltenden Anthraquinone, strukturell anzugreifen. Damit stellen sie lohnenswerte enzymatische Systeme zum Abbau toxischer Farbstoffe beispielsweise in industriellen Abwässern dar.

Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden die Wechselwirkungen im System Bakterium –Tensid – Schadstoff mittels kalorimetrischer Untersuchungen (ITC, DSC) sowie mit XPS-Analysen und durch Zeta-Potential-Messungen an Bakterienoberflächen charakterisiert. Für die Untersuchungen wurden zwei Gram-positive Rhodococcus-Stämme und ein Gram-negativer Pseudomonas putida-Stamm verwendet. Als Biotenside wurden das Rhamnolipid JBR 425 und der von Rhodococcus erythropolis B7g produzierte Trehalosetetraester (THL-4) ausgewählt. Das synthetische Tensid SDS diente als Referenzsubstanz. Aus den kalorimetrischen Experimenten konnte eine starke Wechselwirkung zwischen den Tensiden und den aktiven Bakterienkulturen abgeleitet werden. THL-4 führte beim Wachstum der Rhodococcen auf n-Hexadecan zur Verkürzung der lag-Phase. SDS wies hingegen eine toxische Wirkung für die Bakterienstämme auf. Thermodynamische Betrachtungen ergaben, dass Wechselwirkungen des SDS mit den Bakterienzellen gegenüber der Mizellbildung bevorzugt werden.

Styrol-Monooxygenasen (SMOs) spielen im bakteriellen Abbau von Styrol eine wichtige Rolle. Sie epoxidieren den Kohlenwasserstoff zu (S)-Styroloxid und waren bis vor kurzem vor allem aus Gram-negativen Vertretern wie Pseudomonaden bekannt. Das Grampositive nocardioforme Bodenbakterium Rhodococcus opacus 1CP kann Styrol als Energie- und Kohlenstoffquelle nutzen und verfügt über zwei Typen von SMOs. Neben StyA2B, einer fusionierten FAD:NADH-Oxidoreduktase (StyB) und Monooxygenase (StyA2) findet sich eine weitere Monooxygenase StyA1, deren Gen direkt stromaufwärts zu styA2B lokalisiert ist. Zusätzlich zum natürlichen Fusionsprotein StyA2B gelang kürzlich die Konstruktion künstlicher Fusionen StyAL1B und StyAL2B aus Pseudomonas fluorescens ST. Um sowohl StyA1/StyA2B als auch die künstlichen Fusionen StyAL1B und StyAL2B für eine biotechnologische Anwendung nutzen zu können, wurde im Rahmen dieser Arbeit angestrebt, ihre spezifische Oxygenierungsaktivität (StyA1/StyA2B: 0,24 U/mg) mit Hilfe der error prone PCR zu erhöhen. Um Veränderungen der katalytischen Aktivität in einer großen Zahl von Mutanten schnell zu erkennen, ist ein einfacher Screeningtest erforderlich. Die Fähigkeit von SMOs zur Oxidation von Indol zu blauem Indigo bietet diese Möglichkeit. Allerdings ist hierfür die Expression löslicher Proteine eine wesentliche Voraussetzung. Versuche zur Veränderung der Gene styA2B und styA1A2B mit Hilfe eines kommerziellen error prone PCR Kits lieferten ca. 300 bis 1.200 mutmaßlich veränderte Klone, welche jedoch keinerlei Aktivität für den Indolumsatz zeigten. Als Ursache wurde eine Expression der Proteine in Form inaktiver Inclusion Bodies vermutet. Die Fusionsproteine StyAL1B und StyAL2B bilden lösliches Protein, welche Indol zum blauen Farbstoff Indigo umsetzen. Verschiedene Kultivierungsbedingungen wurden auf den Umsatz von Indol untersucht. Dabei wurde erkannt, dass die Klone sich nicht identisch bezüglich ihrer Proteinlöslichkeit verhalten. Mit Hilfe dieser Ergebnisse wurde ein Test für das Aktivitätsscreening von Styrol-Monooxygenasen auf Platte entwickelt. Die Erhöhung der NaCl-Konzentration im Medium steigerte die Indoloxidation, welche sich jedoch durch zusätzliche physiologisch Faktoren schwer beeinflussen lassen. Auch für die Fusionsproteine erfolgte die Durchführung einer error prone PCR. Der Schritt der error prone PCR stellte kein Problem dar, jedoch die Einbindung des veränderten Genfragmentes in den Vektor, beziehungsweise dessen Transformation in E. coli. Alternative Strategien, wie die Nutzung alternativer DNA Polymerasen und eines konventionellen Konzepts, bei dem veränderte Gene in geschnittene Expressionsvektoren ligiert werden, führte zu keinen detektierbaren Klonen. Die Kultivierung von identischen Klonen auf Festmedium wirkte sich aufgrund nicht näher identifizierter Einflüsse auf das Verhalten bezüglich der Indoloxidation sehr unterschiedlich aus. Um diese Einflüsse zu minimieren, erfolgte die Untersuchung des Systems in einer Flüssigkultur. Im Blickpunkt stand hierbei die Indigoproduktion von E. coli BL21 (pET_StyAL2B) die in Abhängigkeit der optischen Dichte der Kultur untersucht wurde. / Styrene monooxygenases (SMOs) play an important role in the bacterial degradation of styrene. They epoxidize the hydrocarbon highly enantioselective to (S)-styrene oxide. Most of the styrene monooxygenases known so far were identified in Gram-negative microorganisms like pseudomonads. Rhodococcus opacus 1CP, a Gram-positive nocardioform actinobacterium, which uses styrene as energy and carbon source was recently found to possess a novel type of SMO, StyA2B. This protein represents a natural fusion between an FAD:NADH oxidoreductase (StyB) and a single monooxygenase subunit (StyA2) and might act in combination with another single oxygenase StyA1 in strain 1CP. Two artificial analogs to StyA2B, designated StyAL1B and StyAL2B, were recently prepared by a fusion of styA and styB of Pseudomonas fluorescens ST and both showed oxygenating activity. For StyA1/StyA2B as well as the artificial fusion proteins StyAL1B and StyAL2B, it was tried to enhance the specific oxygenation activity in order to support their biotechnological applicability. The method of error prone PCR was used for that purpose. In order to identify favorable modifications with increased catalytic activity from a high number of mutants, an easy and simple screening test is necessary. Therefore, it is reasonable to use the ability of SMOs to oxidize indole to the blue dye indigo. However, the expression of SMOs as soluble proteins is an important requirement for any activity screening. Attempts to modify the genes styA2B and styA1/styA2B by means of a commercial error prone PCR kit yielded 300 to 1,200 potential mutants. Unfortunately, none of the obtained colonies showed any indole-oxidizing activity and the formation of insoluble inclusion bodies was assumed to be a likely explanation. In contrast to StyA2B and StyA1, recombinant expression of the artificial fused SMOs StyAL1B und StyAL2B should yield detectable amounts of active proteins. In fact, cultivation of clones expressing both types of proteins showed a blue coloration. Since the coloration of clones from one single solid medium evolved in a non-uniform manner, cultivation conditions were varied in order to identify factors which promote a more uniform tendency for indole oxidation. Although a high NaCl concentration in the medium was shown to favor indole oxidation, the latter one seems to be influenced by additional physiological factors, hardly to control. For the artificially fused proteins an error prone PCR was carried out, too. Although the initial step of mutagenic PCR was found to be successful, completing the vector system by a second ll-up PCR reaction failed. Alternative strategies like the usage of alternative DNA polymerases as well as a conventional cloning approach of various genes into a digested expression vector did not lead to detectable clones. The cultivation of identical clones on petri dishes provided no uniform tendency for indole oxidation and thus did not allow the reliable comparison of mutants in respect of their specific SMO activities. Cultivation of mutants in liquid medium should lead to more reproducible conditions and for that purpose a method was successfully established to quantify indigo formation and cell density.

Styrol-Monooxygenasen (SMOs) spielen im bakteriellen Abbau von Styrol eine wichtige Rolle. Sie epoxidieren den Kohlenwasserstoff zu (S)-Styroloxid und waren bis vor kurzem vor allem aus Gram-negativen Vertretern wie Pseudomonaden bekannt. Das Grampositive nocardioforme Bodenbakterium Rhodococcus opacus 1CP kann Styrol als Energie- und Kohlenstoffquelle nutzen und verfügt über zwei Typen von SMOs. Neben StyA2B, einer fusionierten FAD:NADH-Oxidoreduktase (StyB) und Monooxygenase (StyA2) findet sich eine weitere Monooxygenase StyA1, deren Gen direkt stromaufwärts zu styA2B lokalisiert ist. Zusätzlich zum natürlichen Fusionsprotein StyA2B gelang kürzlich die Konstruktion künstlicher Fusionen StyAL1B und StyAL2B aus Pseudomonas fluorescens ST. Um sowohl StyA1/StyA2B als auch die künstlichen Fusionen StyAL1B und StyAL2B für eine biotechnologische Anwendung nutzen zu können, wurde im Rahmen dieser Arbeit angestrebt, ihre spezifische Oxygenierungsaktivität (StyA1/StyA2B: 0,24 U/mg) mit Hilfe der error prone PCR zu erhöhen. Um Veränderungen der katalytischen Aktivität in einer großen Zahl von Mutanten schnell zu erkennen, ist ein einfacher Screeningtest erforderlich. Die Fähigkeit von SMOs zur Oxidation von Indol zu blauem Indigo bietet diese Möglichkeit. Allerdings ist hierfür die Expression löslicher Proteine eine wesentliche Voraussetzung. Versuche zur Veränderung der Gene styA2B und styA1A2B mit Hilfe eines kommerziellen error prone PCR Kits lieferten ca. 300 bis 1.200 mutmaßlich veränderte Klone, welche jedoch keinerlei Aktivität für den Indolumsatz zeigten. Als Ursache wurde eine Expression der Proteine in Form inaktiver Inclusion Bodies vermutet. Die Fusionsproteine StyAL1B und StyAL2B bilden lösliches Protein, welche Indol zum blauen Farbstoff Indigo umsetzen. Verschiedene Kultivierungsbedingungen wurden auf den Umsatz von Indol untersucht. Dabei wurde erkannt, dass die Klone sich nicht identisch bezüglich ihrer Proteinlöslichkeit verhalten. Mit Hilfe dieser Ergebnisse wurde ein Test für das Aktivitätsscreening von Styrol-Monooxygenasen auf Platte entwickelt. Die Erhöhung der NaCl-Konzentration im Medium steigerte die Indoloxidation, welche sich jedoch durch zusätzliche physiologisch Faktoren schwer beeinflussen lassen. Auch für die Fusionsproteine erfolgte die Durchführung einer error prone PCR. Der Schritt der error prone PCR stellte kein Problem dar, jedoch die Einbindung des veränderten Genfragmentes in den Vektor, beziehungsweise dessen Transformation in E. coli. Alternative Strategien, wie die Nutzung alternativer DNA Polymerasen und eines konventionellen Konzepts, bei dem veränderte Gene in geschnittene Expressionsvektoren ligiert werden, führte zu keinen detektierbaren Klonen. Die Kultivierung von identischen Klonen auf Festmedium wirkte sich aufgrund nicht näher identifizierter Einflüsse auf das Verhalten bezüglich der Indoloxidation sehr unterschiedlich aus. Um diese Einflüsse zu minimieren, erfolgte die Untersuchung des Systems in einer Flüssigkultur. Im Blickpunkt stand hierbei die Indigoproduktion von E. coli BL21 (pET_StyAL2B) die in Abhängigkeit der optischen Dichte der Kultur untersucht wurde.:Eidesstattliche Erklärung II Danksagung III Zusammenfassung IV Abstract VI Abbildungsverzeichnis XI Tabellenverzeichnis XIII Abkürzungsverzeichnis XIV 1 Einleitung 1 1.1 Styrol - ein Produkt der Industrie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1 1.2 Styrol-Monooxygenasen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 1.2.1 Abbauwege von Styrol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 1.2.2 Struktur, Vorkommen und Eigenschaften klassischer Zweikomponenten Styrol-Monooxygenasen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4 1.2.3 Das neuartige Styrol-Monooxygenase-System StyA1/StyA2B aus Rhodococcus opacus 1CP . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 1.2.4 Künstlich verlinkte SMO aus Pseudomonas uorescens ST . . . . . 7 1.2.5 Biotechnologischer Einsatz von Styrol-Monooxygenasen . . . . . . . 8 1.3 Strategien des Protein-Engineering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 1.3.1 Arbeitsmethoden zur Veränderung von DNA . . . . . . . . . . . . . 9 1.3.2 Error prone PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 1.4 Arbeitsziele . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 12 2 Material und Methoden 13 2.1 Bakterienstämme und Plasmide . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13 2.2 Kultivierungsmedien und -bedingungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14 2.2.1 Kultivierungsmedien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14 2.2.2 Kultivierungstemperaturen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14 2.3 Polymerase-Kettenreaktion (PCR) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16 2.3.1 Primer und Primerdesign . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16 2.3.2 Standard-PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16 2.4 Fehlerbehaftete Polymerase-Kettenreaktion (epPCR) . . . . . . . . . . . . 17 2.4.1 Synthese der mutagenen Megaprimer . . . . . . . . . . . . . . . . . 18 2.4.2 EZClone Reaktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19 2.4.3 Transformation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19 2.4.4 Modi zierung des Protokolls des EZClone Reaktion Schrittes . . . . 20 2.5 Aufreinigung von PCR-Produkten aus der Lösung . . . . . . . . . . . . . . 20 2.6 TAE-Agarose-Gelelektrophorese . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20 2.7 DNA-Extraktion aus Agarosegelen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 2.8 Bestimmung der DNA-Konzentration . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 2.9 Restriktionsverdau von DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 2.10 Ligation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22 2.11 Herstellung von kompetenten Zellen (E.coli DH5ff, E. coli BL21) . . . . . 23 2.11.1 Chemisch kompetente Zellen nach der CaCl2-Methode (42) . . . . . 23 2.11.2 TOP10 chemischkompetente Zellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23 2.12 Transformation nach der Hitzeschock-Methode (19) . . . . . . . . . . . . . 24 2.13 Plasmidpräparation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24 2.14 Bestimmung der Indigobildung durch Klone mit mutmaÿlicher SMO-Aktivität 24 2.14.1 Abschätzung der Indigobildung durch Augenschein . . . . . . . . . 25 2.14.2 Quanti zierung der Indigobildung mittels UV/Vis-Spektrophotometrie 25 2.14.3 Quanti zierung der Indigobildung aus Flüssigkulturen . . . . . . . . 26 3 Ergebnisse 27 3.1 Versuche der error prone PCR von StyA2B aus Rhodococcus opacus 1CP . 27 3.1.1 Isolation von Templat-DNA und Durchführung der error prone PCR 28 3.1.2 Screening von Transformanden auf Fähigkeit zur Indol-Oxidation . 29 3.1.3 Herstellung und Aktivitätsscreening von E. coli DH5ff pET_StyA2B 30 3.2 Versuche der error prone PCR von styA1/styA2B aus Rhodococcus opacus 1CP . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30 3.2.1 Durchführung der error prone PCR und Aktivitätsscreening von StyA1/StyA2B in pBluescript KS(+) . . . . . . . . . . . . . . . . . 31 3.2.2 Durchführung des Aktivitätsscreening von StyA1/StyA2B in pET16bP 32 3.3 Fusionsproteine StyAL1B und StyAL2B aus Pseudomonas uorescens ST . 33 3.3.1 Optimierung der Zusammensetzung des LB-Mediums für das Aktivitätsscreenings von pET_StyAL2B in E. coli BL21 nach einer Transformation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33 3.3.2 Ein uss der Belüftung auf die Neigung von E. coli BL21 (pET_StyAL2B) Kolonien zur Oxidation von Indol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38 3.3.3 Bestimmung der Indigobildung mittels UV/Vis-Spektroskopie . . . 40 3.3.4 Zeitliche Entwicklung der Indigokonzentration einer Flüssigkultur von E. coli BL21 (pET_StyAL2B) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42 3.3.5 Error prone PCR von pET_StyAL2B mit Gene Morph II EZ Clone Kit. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44 3.3.6 Error prone PCR nach der klassischen Methode mit pET_StyAL1B und pET_StyAL2B . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46 4 Diskussion der Ergebnisse 49 4.1 Die error prone PCR als attraktive Methodik zur Optimierung von Styrol- Monooxygenasen hinsichtlich katalytischer Eigenschaften . . . . . . . . . . 49 4.2 Der Aktivitätsnachweis als mutmaÿlich limitierender Schritt in der Modi- zierung von StyA2B und StyA1/StyA2B mit Hilfe der error prone PCR . 51 4.3 Die künstlich fusionierten Styrol-Monooxygenasen StyAL2B und StyAL1B erlauben ein Aktivitätsscreening auf Platte . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53 4.4 Die Entwicklung einer Methodik zur Quanti zierung der spezi schen Indigobildung eines Expressionsklons der Styrol-Monooxygenase StyAL2B . . . 58 4.5 Fehleranalyse zur error prone PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59 4.5.1 Fehler in der klassischen error prone PCR für pET_StyAL1B und pET_StyAL2B . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62 Literaturverzeichnis 65 / Styrene monooxygenases (SMOs) play an important role in the bacterial degradation of styrene. They epoxidize the hydrocarbon highly enantioselective to (S)-styrene oxide. Most of the styrene monooxygenases known so far were identified in Gram-negative microorganisms like pseudomonads. Rhodococcus opacus 1CP, a Gram-positive nocardioform actinobacterium, which uses styrene as energy and carbon source was recently found to possess a novel type of SMO, StyA2B. This protein represents a natural fusion between an FAD:NADH oxidoreductase (StyB) and a single monooxygenase subunit (StyA2) and might act in combination with another single oxygenase StyA1 in strain 1CP. Two artificial analogs to StyA2B, designated StyAL1B and StyAL2B, were recently prepared by a fusion of styA and styB of Pseudomonas fluorescens ST and both showed oxygenating activity. For StyA1/StyA2B as well as the artificial fusion proteins StyAL1B and StyAL2B, it was tried to enhance the specific oxygenation activity in order to support their biotechnological applicability. The method of error prone PCR was used for that purpose. In order to identify favorable modifications with increased catalytic activity from a high number of mutants, an easy and simple screening test is necessary. Therefore, it is reasonable to use the ability of SMOs to oxidize indole to the blue dye indigo. However, the expression of SMOs as soluble proteins is an important requirement for any activity screening. Attempts to modify the genes styA2B and styA1/styA2B by means of a commercial error prone PCR kit yielded 300 to 1,200 potential mutants. Unfortunately, none of the obtained colonies showed any indole-oxidizing activity and the formation of insoluble inclusion bodies was assumed to be a likely explanation. In contrast to StyA2B and StyA1, recombinant expression of the artificial fused SMOs StyAL1B und StyAL2B should yield detectable amounts of active proteins. In fact, cultivation of clones expressing both types of proteins showed a blue coloration. Since the coloration of clones from one single solid medium evolved in a non-uniform manner, cultivation conditions were varied in order to identify factors which promote a more uniform tendency for indole oxidation. Although a high NaCl concentration in the medium was shown to favor indole oxidation, the latter one seems to be influenced by additional physiological factors, hardly to control. For the artificially fused proteins an error prone PCR was carried out, too. Although the initial step of mutagenic PCR was found to be successful, completing the vector system by a second ll-up PCR reaction failed. Alternative strategies like the usage of alternative DNA polymerases as well as a conventional cloning approach of various genes into a digested expression vector did not lead to detectable clones. The cultivation of identical clones on petri dishes provided no uniform tendency for indole oxidation and thus did not allow the reliable comparison of mutants in respect of their specific SMO activities. Cultivation of mutants in liquid medium should lead to more reproducible conditions and for that purpose a method was successfully established to quantify indigo formation and cell density.:Eidesstattliche Erklärung II Danksagung III Zusammenfassung IV Abstract VI Abbildungsverzeichnis XI Tabellenverzeichnis XIII Abkürzungsverzeichnis XIV 1 Einleitung 1 1.1 Styrol - ein Produkt der Industrie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1 1.2 Styrol-Monooxygenasen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 1.2.1 Abbauwege von Styrol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 1.2.2 Struktur, Vorkommen und Eigenschaften klassischer Zweikomponenten Styrol-Monooxygenasen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4 1.2.3 Das neuartige Styrol-Monooxygenase-System StyA1/StyA2B aus Rhodococcus opacus 1CP . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 1.2.4 Künstlich verlinkte SMO aus Pseudomonas uorescens ST . . . . . 7 1.2.5 Biotechnologischer Einsatz von Styrol-Monooxygenasen . . . . . . . 8 1.3 Strategien des Protein-Engineering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 1.3.1 Arbeitsmethoden zur Veränderung von DNA . . . . . . . . . . . . . 9 1.3.2 Error prone PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 1.4 Arbeitsziele . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 12 2 Material und Methoden 13 2.1 Bakterienstämme und Plasmide . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13 2.2 Kultivierungsmedien und -bedingungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14 2.2.1 Kultivierungsmedien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14 2.2.2 Kultivierungstemperaturen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14 2.3 Polymerase-Kettenreaktion (PCR) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16 2.3.1 Primer und Primerdesign . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16 2.3.2 Standard-PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16 2.4 Fehlerbehaftete Polymerase-Kettenreaktion (epPCR) . . . . . . . . . . . . 17 2.4.1 Synthese der mutagenen Megaprimer . . . . . . . . . . . . . . . . . 18 2.4.2 EZClone Reaktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19 2.4.3 Transformation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19 2.4.4 Modi zierung des Protokolls des EZClone Reaktion Schrittes . . . . 20 2.5 Aufreinigung von PCR-Produkten aus der Lösung . . . . . . . . . . . . . . 20 2.6 TAE-Agarose-Gelelektrophorese . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20 2.7 DNA-Extraktion aus Agarosegelen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 2.8 Bestimmung der DNA-Konzentration . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 2.9 Restriktionsverdau von DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 2.10 Ligation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22 2.11 Herstellung von kompetenten Zellen (E.coli DH5ff, E. coli BL21) . . . . . 23 2.11.1 Chemisch kompetente Zellen nach der CaCl2-Methode (42) . . . . . 23 2.11.2 TOP10 chemischkompetente Zellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23 2.12 Transformation nach der Hitzeschock-Methode (19) . . . . . . . . . . . . . 24 2.13 Plasmidpräparation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24 2.14 Bestimmung der Indigobildung durch Klone mit mutmaÿlicher SMO-Aktivität 24 2.14.1 Abschätzung der Indigobildung durch Augenschein . . . . . . . . . 25 2.14.2 Quanti zierung der Indigobildung mittels UV/Vis-Spektrophotometrie 25 2.14.3 Quanti zierung der Indigobildung aus Flüssigkulturen . . . . . . . . 26 3 Ergebnisse 27 3.1 Versuche der error prone PCR von StyA2B aus Rhodococcus opacus 1CP . 27 3.1.1 Isolation von Templat-DNA und Durchführung der error prone PCR 28 3.1.2 Screening von Transformanden auf Fähigkeit zur Indol-Oxidation . 29 3.1.3 Herstellung und Aktivitätsscreening von E. coli DH5ff pET_StyA2B 30 3.2 Versuche der error prone PCR von styA1/styA2B aus Rhodococcus opacus 1CP . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30 3.2.1 Durchführung der error prone PCR und Aktivitätsscreening von StyA1/StyA2B in pBluescript KS(+) . . . . . . . . . . . . . . . . . 31 3.2.2 Durchführung des Aktivitätsscreening von StyA1/StyA2B in pET16bP 32 3.3 Fusionsproteine StyAL1B und StyAL2B aus Pseudomonas uorescens ST . 33 3.3.1 Optimierung der Zusammensetzung des LB-Mediums für das Aktivitätsscreenings von pET_StyAL2B in E. coli BL21 nach einer Transformation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33 3.3.2 Ein uss der Belüftung auf die Neigung von E. coli BL21 (pET_StyAL2B) Kolonien zur Oxidation von Indol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38 3.3.3 Bestimmung der Indigobildung mittels UV/Vis-Spektroskopie . . . 40 3.3.4 Zeitliche Entwicklung der Indigokonzentration einer Flüssigkultur von E. coli BL21 (pET_StyAL2B) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42 3.3.5 Error prone PCR von pET_StyAL2B mit Gene Morph II EZ Clone Kit. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44 3.3.6 Error prone PCR nach der klassischen Methode mit pET_StyAL1B und pET_StyAL2B . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46 4 Diskussion der Ergebnisse 49 4.1 Die error prone PCR als attraktive Methodik zur Optimierung von Styrol- Monooxygenasen hinsichtlich katalytischer Eigenschaften . . . . . . . . . . 49 4.2 Der Aktivitätsnachweis als mutmaÿlich limitierender Schritt in der Modi- zierung von StyA2B und StyA1/StyA2B mit Hilfe der error prone PCR . 51 4.3 Die künstlich fusionierten Styrol-Monooxygenasen StyAL2B und StyAL1B erlauben ein Aktivitätsscreening auf Platte . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53 4.4 Die Entwicklung einer Methodik zur Quanti zierung der spezi schen Indigobildung eines Expressionsklons der Styrol-Monooxygenase StyAL2B . . . 58 4.5 Fehleranalyse zur error prone PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59 4.5.1 Fehler in der klassischen error prone PCR für pET_StyAL1B und pET_StyAL2B . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62 Literaturverzeichnis 65

Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden die Wechselwirkungen im System Bakterium –Tensid – Schadstoff mittels kalorimetrischer Untersuchungen (ITC, DSC) sowie mit XPS-Analysen und durch Zeta-Potential-Messungen an Bakterienoberflächen charakterisiert. Für die Untersuchungen wurden zwei Gram-positive Rhodococcus-Stämme und ein Gram-negativer Pseudomonas putida-Stamm verwendet. Als Biotenside wurden das Rhamnolipid JBR 425 und der von Rhodococcus erythropolis B7g produzierte Trehalosetetraester (THL-4) ausgewählt. Das synthetische Tensid SDS diente als Referenzsubstanz. Aus den kalorimetrischen Experimenten konnte eine starke Wechselwirkung zwischen den Tensiden und den aktiven Bakterienkulturen abgeleitet werden. THL-4 führte beim Wachstum der Rhodococcen auf n-Hexadecan zur Verkürzung der lag-Phase. SDS wies hingegen eine toxische Wirkung für die Bakterienstämme auf. Thermodynamische Betrachtungen ergaben, dass Wechselwirkungen des SDS mit den Bakterienzellen gegenüber der Mizellbildung bevorzugt werden.

Ziel der vorliegenden Arbeit war die Charakterisierung des Wachstumsverhaltens von Mikroorganismen auf Alkanen am Beispiel des Bodenbakteriums Rhodococcus opacus 1CP. Unter Einsatz kalorimetrischer Methoden konnte das Wachstumsverhalten von 1CP auf Glucose und Alkanen mit sehr guter Reproduzierbarkeit aufgezeichnet werden. In Abhängigkeit der Substrateigenschaften wurden Änderungen der Wachstumskinetik registriert, welche auf die Aggregation der Zellkultur zurückgeführt werden konnten. Die kalorimetrischen Befunde zum Aggregationsverhalten wurden mittels Gaschromatographie und Partikelgrößenbestimmung bestätigt. Durch Biotensidquantifizierung in kalorimetrisch aufgezeichneten Kultivierungen von 1CP auf Alkanen konnte eine wachstumsassoziierte Biotensidbildung nachgewiesen werden. Elementaranalytische Untersuchungen ergaben eine Variation der Biomassezusammensetzung von 1CP in Abhängigkeit der C-Quelle. Unter Berücksichtigung von Biomasse- und Biotensidbildung wurden Summenreaktionen für die Wachstumsprozesse formuliert und durch Verifikation mit kalorimetrisch ermittelten Enthalpien des Substratumsatzes bestätigt.

Ziel der vorliegenden Arbeit war die Charakterisierung des Wachstumsverhaltens von Mikroorganismen auf Alkanen am Beispiel des Bodenbakteriums Rhodococcus opacus 1CP. Unter Einsatz kalorimetrischer Methoden konnte das Wachstumsverhalten von 1CP auf Glucose und Alkanen mit sehr guter Reproduzierbarkeit aufgezeichnet werden. In Abhängigkeit der Substrateigenschaften wurden Änderungen der Wachstumskinetik registriert, welche auf die Aggregation der Zellkultur zurückgeführt werden konnten. Die kalorimetrischen Befunde zum Aggregationsverhalten wurden mittels Gaschromatographie und Partikelgrößenbestimmung bestätigt. Durch Biotensidquantifizierung in kalorimetrisch aufgezeichneten Kultivierungen von 1CP auf Alkanen konnte eine wachstumsassoziierte Biotensidbildung nachgewiesen werden. Elementaranalytische Untersuchungen ergaben eine Variation der Biomassezusammensetzung von 1CP in Abhängigkeit der C-Quelle. Unter Berücksichtigung von Biomasse- und Biotensidbildung wurden Summenreaktionen für die Wachstumsprozesse formuliert und durch Verifikation mit kalorimetrisch ermittelten Enthalpien des Substratumsatzes bestätigt.

Das Bodenbakterium Rhodococcus opacus 1CP ist für sein Potenzial bekannt, organische Schadstoffe abzubauen. In dieser Studie lag der Fokus auf zwei Genprodukten, den farbstoffabbauenden Peroxidasen DypA und DypB, welche unter Anwendung von Klonierungs- und Expressionsstrategien mit hohen spezifischen Aktivitäten in reiner Form gewonnen werden konnten. Eine umfassende biochemische Analyse zeigte, dass beide Enzyme in der Lage sind, Farbstoffe unterschiedlicher Klassen, insbesondere jedoch, die als schwer abbaubar geltenden Anthraquinone, strukturell anzugreifen. Damit stellen sie lohnenswerte enzymatische Systeme zum Abbau toxischer Farbstoffe beispielsweise in industriellen Abwässern dar.

Die lösliche, NAD+-reduzierende Hydrogenase (SH) aus Ralstonia eutropha H16 ist eine Pyridinnukleotid-abhängige Hydrogenase. Das heißt, der Umsatz von H2 im Hydrogenasemodul des Enzyms ist an die Reduktion von NAD(P)+ im NAD(P)H:Akzeptor-Oxidoreduktasemodul gekoppelt. Die SH ist Vertreter des Subtyps, der auch in Gegenwart von O2 katalytisch aktiv ist. Dies wird ermöglicht durch eine reduktive Entfernung von O2, die nach dem aktuellen Modell abhängig ist vom rückläufigen e--Transport vom NADH:Akzeptor-Oxidoreduktasemodul zum aktiven [NiFe]-Zentrum in der großen Hydrogenaseuntereinheit. Der Einfluss des FeS-Clusters in der kleinen Hydrogenaseuntereinheit HoxY auf diesen Prozess wurde hier untersucht. Dabei konnte gezeigt werden, dass die vier hochkonservierten Cysteine C41, C44, C113 und C179 in HoxY an der Koordination des FeS-Zentrums beteiligt sind. Außerdem wurde das nahegelegene Cystein C39 als relevant für die Sauerstofftoleranz identifiziert. Weiterhin wurde gezeigt, dass das Tryptophan W42 aus HoxY essentiell für die Hydrogenaseaktivität der SH ist. Damit bestätigt sich, dass die Kinetik des rückläufigen e--Transports durch die Aminosäureumgebung des FeS-Clusters in HoxY beeinflusst ist. Ferner wurden in dieser Arbeit Ansätze zum Einsatz der SH aus R. eutropha in einer H2-produzierenden cyanobakteriellen Designzelle weiterverfolgt. Dazu wurden Hybridsysteme aus SH und cyanobakteriellem Photosystem I in vitro hinsichtlich ihrer Fähigkeit zur lichtgetriebenen H2-Produktion untersucht. Außerdem wurde an einem heterologen Expressionssystem der SH für Cyanobakterien gearbeitet. Weiterhin wurde die SH aus Rhodococcus opacus MR11 als komplementäres Modellsystem für O2-tolerante Pyridinnukleotid-abhängige Hydrogenasen etabliert. Dieser zur SH aus R. eutropha homologe Komplex hatte in früheren Arbeiten Vorteile für spektroskopische Studien offenbart und wurde hier erstmals im direkten Vergleich zur SH aus R. eutropha biochemisch und spektroskopisch charakterisiert. / The soluble, NAD+-reducing hydrogenase (SH) from Ralstonia eutropha H16 is a pyridine nucleotide-dependent hydrogenase. In these types of enzymes the conversion of H2 in the hydrogenase module of the complex is coupled to the reduction of NAD(P)+ in the NAD(P)H:acceptor oxidoreductase module. The SH belongs to a subtype that is catalytically active also in the presence of O2. This O2 tolerance is enabled by a reductive removal of O2, which according to the current model depends on a reverse e- flow from the NADH:acceptor oxidoreductase module to the active [NiFe] site in the large hydrogenase subunit. The impact of the FeS cluster in the small hydrogenase subunit HoxY on this process was analyzed in this study. Thereby it was shown that the four highly conserved cysteines C41, C44, C113 and C179 in HoxY are involved in the coordination of the FeS center. Further the nearby cysteine C39 was identified to be relevant for the O2 tolerance of the SH. Additionally we found the tryptophan W42 to be essential for the hydrogenase activity of the SH. Thus it was confirmed that the kinetic of the reverse e- transport is affected by the amino acid environment of the FeS cluster in HoxY. In addition, approaches for using the SH from R. eutropha in H2 producing cyanobacterial design cells were pursued. On one hand hybrid systems consisting of the SH and cyanobacterial photosystem I were analyzed in vitro for their capacity to produce H2 in a light dependent manner. On the other hand work on a heterologous expression system of the SH for Cyanobacteria was continued. Furthermore the SH from Rhodococcus opacus MR11 was established as complementary model system for O2-tolerant pyridine nucleotide-dependent hydrogenases. This complex, which is homologous to the SH from R. eutropha, has revealed advantages for spectroscopic analysis in earlier studies. Here it was characterized biochemically and spectroscopically for the first time in direct comparison with the SH from R. eutropha.