Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Le tissu osseux est en perpétuel renouvellement (processus désigné remodelage osseux) qui se caractérise par la dégradation (résorption) du tissu osseux par les ostéoclastes et la formation d'un nouveau tissu osseux par les ostéoblastes. L'équilibre entre ces deux processus permet le maintien et le renouvellement permanent de la matrice osseuse. Dans bien des cas où l'équilibre est perdu, il y a apparition d'ostéoporose (littéralement: la maladie des os poreux) qui est caractérisée par une masse osseuse réduite due à une dégradation osseuse supérieure à la fonnation osseuse, une fragilité osseuse et une susceptibilité accrue aux fractures. L'ostéoporose affecte plus de 1,4 million de Canadiens; ainsi 25% des femmes et 13% des hommes de plus de 50 ans souffrent de cette maladie. La réduction de la qualité de vie (diminution de l'estime de soi, réduction ou perte de mobilité et d'autonomie) pour les personnes atteintes d'ostéoporose est énorme. Les coûts pour traiter l'ostéoporose et les fractures qui en résultent sont supérieurs à 1,9 milliard chaque année au Canada. Ces impacts socioéconomiques militent en faveur d'une meilleure compréhension du remodelage osseux. Parmi les facteurs de risque, une diète déficiente en magnésium (Mg2+) a été identifiée comme une condition prédisposant à une réduction graduelle de la masse osseuse et au développement de l'ostéoporose. Des études indiquent qu'une diète réduite en Mg2+ entraîne une augmentation du nombre d'ostéoclastes, une diminution du nombre d'ostéoblastes et une perte de la masse osseuse. Les mécanismes assurant l'homéostasie du Mg2+ intracellulaire ne sont pas encore parfaitement élucidés. La présente étude vise à détenniner l'importance du Mg2+ et l'implication des canaux «melastatin related transient receptor potentiel 7» (TRPM7) au niveau de la prolifération, de la migration et de la différenciation des ostéoblastes ainsi que leur capacité à synthétiser et minéraliser la matrice osseuse. Nos travaux indiquent pour la première fois que les cellules ostéoblastiques expriment les canaux TRPM7 et qu'une réduction du Mg2+ extracellulaire est associée à une diminution de l'activité des ostéoblastes (prolifération, migration, différenciation, minéralisation). De plus, nos résultats indiquent que le canal TRPM7 assure l'homéostasie du Mg2 + intracellulaire, et que son expression est augmentée dans des conditions de prolifération cellulaire induite par le "platelet-derived growth factor" (PDGF), de différenciation et en présence d'un milieu de culture réduit en Mg2+, suggérant son implication dans les fonctions des ostéoblastes. Par ailleurs, une stratégie d'interférence à l'ARN ciblant le TRPM7 des ostéoblastes diminue la prolifération ainsi que la migration basale et induite par le PDGF, en plus de réduire la capacité des ostéoblastes à se différencier et par la suite à minéraliser la matrice osseuse. En conclusion, nos résultats indiquent que les fonctions des ostéoblastes sont favorisées par la présence de concentrations adéquates de Mg2+ extracellulaire et des canaux TRPM7. Cette étude souligne l'importance du Mg2+ au niveau des fonctions des cellules ostéoblastiques et nos résultats se veulent en accord avec la diminution de la formation osseuse et le développement de l'ostéoporose associés à une diète déficiente en Mg2+. ______________________________________________________________________________ MOTS-CLÉS DE L’AUTEUR : TRPM7, ostéoblastes, prolifération, migration, différenciation, PDGF, ostéoporose

Le canal calcique dépendant du voltage de type-T CaV3.2 joue un rôle important dans l’excitabilité neuronale et dans la perception de la douleur. Le canal CaV3.2 partage une grande homologie structurale et fonctionnelle avec les canaux NaV. Ces deux types de canaux sont activés par de faibles dépolarisations membranaires et possèdent des cinétiques de temps d’activation et d’inactivation plus rapides que les canaux CaV de type-L. Les structures cristallines à haute résolution des canaux bactériens NaVAb (Payandeh et al. 2011; Payandeh et al. 2012) et NaVRh (Zhang et al. 2012) suggèrent que l’hélice amphiphile S4S5 du domaine II peut être couplée avec les résidus de l’hélice S6 dans le domaine II ainsi qu’avec des résidus de l’hélice homologue dans le domaine adjacent, soit le domaine III, et ce, durant l’activation du canal. Pour déterminer les résidus fonctionnellement couplés, durant l’activation du canal CaV3.2, une analyse cyclique de doubles mutants a été effectuée par substitution en glycine et alanine des résidus clés entre l’hélice S4S5 du domaine II et le segment S6 des domaines II et III. Les propriétés biophysiques ont été mesurées à l’aide de la technique de « cut-open » sur les ovocytes. Les énergies d’activation ont été mesurées pour 47 mutations ponctuelles et pour 14 paires de mutants. De grandes énergies de couplage (ΔΔGinteract > 2 kcal mol-1) ont été observées pour 3 paires de mutants introduites dans les IIS4S5/IIS6 et IIS4S5/IIIS6. Aucun couplage significatif n’a été observé entre le IIS4S5 et le IVS6. Nos résultats semblent démontrer que les hélices S4S5 et S6 provenant de deux domaines voisins sont couplées durant l’activation du canal calcique de type-T CaV3.2. / Voltage-activated T-type calcium channel CaV3.2 plays an important role in neuronal excitability and in pain perception. CaV3.2 channel bears a strong structural and functional homology with voltage-dependent NaV channels. In particular, these channels are activated by relatively small depolarization and display faster activation and inactivation kinetics than the L-type CaV channel. High-resolution crystal structures of bacterial NaVAb (Payandeh et al. 2011; Payandeh et al. 2012) and NaVRh (Zhang et al. 2012) suggest that the amphiphilic helix S4S5 in Domain II may be coupled with S6 residues both in Domain II and in the adjacent Domain III during channel activation.To determine whether residues in the S4S5 helix of Domain II are functionally coupled with residues in the S6 helix in Domain II and Domain III during the voltage-dependent activation of CaV3.2, a double mutant cycle analysis was performed by introducing pairs of glycine and alanine residues in the S4S5 helix of Domain II and the S6 region of Domains II and III. Biophysical properties were measured with the cut-open oocyte technique. Activation gating was measured for 47 single mutants and 14 pairs of mutants. Strong coupling energies (ΔΔGinteract > 2 kcal mol-1) were reported for 3 pairs of mutants introduced in IIS4S5/IIS6 and IIS4S5/IIIS6. No significant coupling was observed between IIS4S5 and IVS6. Altogether, our results demonstrate that the S4S5 and S6 helices from neighboring domains are energetically coupled during the activation of the low voltage-gated T-type CaV3.2 channel.

Mémoire numérisé par la Division de la gestion de documents et des archives de l'Université de Montréal.

Le canal calcique dépendant du voltage de type-T CaV3.2 joue un rôle important dans l’excitabilité neuronale et dans la perception de la douleur. Le canal CaV3.2 partage une grande homologie structurale et fonctionnelle avec les canaux NaV. Ces deux types de canaux sont activés par de faibles dépolarisations membranaires et possèdent des cinétiques de temps d’activation et d’inactivation plus rapides que les canaux CaV de type-L. Les structures cristallines à haute résolution des canaux bactériens NaVAb (Payandeh et al. 2011; Payandeh et al. 2012) et NaVRh (Zhang et al. 2012) suggèrent que l’hélice amphiphile S4S5 du domaine II peut être couplée avec les résidus de l’hélice S6 dans le domaine II ainsi qu’avec des résidus de l’hélice homologue dans le domaine adjacent, soit le domaine III, et ce, durant l’activation du canal. Pour déterminer les résidus fonctionnellement couplés, durant l’activation du canal CaV3.2, une analyse cyclique de doubles mutants a été effectuée par substitution en glycine et alanine des résidus clés entre l’hélice S4S5 du domaine II et le segment S6 des domaines II et III. Les propriétés biophysiques ont été mesurées à l’aide de la technique de « cut-open » sur les ovocytes. Les énergies d’activation ont été mesurées pour 47 mutations ponctuelles et pour 14 paires de mutants. De grandes énergies de couplage (ΔΔGinteract > 2 kcal mol-1) ont été observées pour 3 paires de mutants introduites dans les IIS4S5/IIS6 et IIS4S5/IIIS6. Aucun couplage significatif n’a été observé entre le IIS4S5 et le IVS6. Nos résultats semblent démontrer que les hélices S4S5 et S6 provenant de deux domaines voisins sont couplées durant l’activation du canal calcique de type-T CaV3.2. / Voltage-activated T-type calcium channel CaV3.2 plays an important role in neuronal excitability and in pain perception. CaV3.2 channel bears a strong structural and functional homology with voltage-dependent NaV channels. In particular, these channels are activated by relatively small depolarization and display faster activation and inactivation kinetics than the L-type CaV channel. High-resolution crystal structures of bacterial NaVAb (Payandeh et al. 2011; Payandeh et al. 2012) and NaVRh (Zhang et al. 2012) suggest that the amphiphilic helix S4S5 in Domain II may be coupled with S6 residues both in Domain II and in the adjacent Domain III during channel activation.To determine whether residues in the S4S5 helix of Domain II are functionally coupled with residues in the S6 helix in Domain II and Domain III during the voltage-dependent activation of CaV3.2, a double mutant cycle analysis was performed by introducing pairs of glycine and alanine residues in the S4S5 helix of Domain II and the S6 region of Domains II and III. Biophysical properties were measured with the cut-open oocyte technique. Activation gating was measured for 47 single mutants and 14 pairs of mutants. Strong coupling energies (ΔΔGinteract > 2 kcal mol-1) were reported for 3 pairs of mutants introduced in IIS4S5/IIS6 and IIS4S5/IIIS6. No significant coupling was observed between IIS4S5 and IVS6. Altogether, our results demonstrate that the S4S5 and S6 helices from neighboring domains are energetically coupled during the activation of the low voltage-gated T-type CaV3.2 channel.

Mémoire numérisé par la Division de la gestion de documents et des archives de l'Université de Montréal

Le canal calcique de type L, Cav1.2, joue un rôle clé dans le couplage excitation-contraction des myocytes ventriculaires. Il a été montré que la sous-unité Cavα1 était sujette à l’épissage alternatif et que ce phénomène pouvait mener à une protéine tronquée en C-terminal au niveau de l’exon 45 (Liao, Yong et al. 2005). D’autres groupes ont étudié différentes délétions au niveau de l’extrémité C-terminale (De Jongh, Warner et al. 1991; Gao, Cuadra et al. 2001). Les courants mesurés dans la configuration cellule entière, était significativement plus grands que le canal « pleine longueur ». Nous avons décidé de tester certaines de ces délétions (ΔC2030, ΔC1935, ΔC1856, ΔC1733, ΔC1700) en présence ou en absence de la sous-unité auxiliaire Cavβ3, susceptible d’interagir avec l’extrémité C-terminale de la sous-unité Cavα1 par l’intermédiaire de son domaine SH3 (Lao, Kobrinsky et al. 2008). Les résultats obtenus dans les ovocytes de Xénope ont mis en évidence que les sous-unités Cavα1.2 tronquées montraient des courants globaux plus élevés que le canal « pleine longueur » en présence de la sous-unité auxiliaire Cavβ3 et que les sous-unités Cavα1.2 tronquées donnaient des courants en absence de la sous-unité Cavβ3 contrairement à la sous-unité Cavα1.2 « pleine longueur ». Afin de vérifier si l’augmentation des courants macroscopiques était le résultat d’une augmentation du nombre de sous-unités Cavα1.2 à la membrane, nous avons choisi de quantifier la fluorescence spécifiquement due à cette sous-unité en utilisant la méthode de cytométrie de flux (FACS : « Fluorescence Activated Cell Sorting »). L’épitope HA a été inséré dans une région extracellulaire de la sous-unité Cavα1 du canal calcique Cav1.2 et un anticorps anti-HA couplé au FITC (« Fluorescein IsoThioCyanate ») a été utilisé pour observer la fluorescence. Nos résultats confirment que la sous-unité Cavα1-HA du canal calcique Cav1.2, s’exprime à la membrane plasmique en présence de la sous-unité auxiliaire Cavβ3, et qu’en absence de celle-ci, ne s’exprime que peu ou pas à la membrane. Les mêmes résultats ont été obtenus pour les trois délétions testées dans les mêmes conditions soit Cavα1.2-HA ΔC1935, Cavα1.2-HA ΔC1856 et Cavα1.2-HA ΔC1733. Ensemble, ces résultats suggèrent que l’augmentation des courants macroscopiques observés après une délétion partielle du C-terminal n’est pas causée par une augmentation du nombre de protéines Cavα1.2 à la membrane. / The L-type calcium channel, Cav1.2, plays an important role in the excitation-contraction coupling of the ventricular myocytes. It has been shown that the alternative splicing of Cavα1.2 subunit could lead to a truncated protein in the C-terminus at exon 45 (Liao, Yong et al. 2005). Many groups have studied deletions in the C-terminus (De Jongh, Warner et al. 1991; Gao, Cuadra et al. 2001). The currents, measured in the whole cell configuration, were significantly higher with the full-length channel. We chose to test some of these deletions (ΔC2030, ΔC1935, ΔC1856, ΔC1733, ΔC1700) in the presence or absence of the Cavβ3 auxiliary subunit which is likely to interact with the C-terminus of the Cavα1.2 subunit through its SH3 domain (Lao, Kobrinsky et al. 2008). The truncated Cavα1.2 subunit, expressed in Xenopus Oocytes, showed macroscopic currents that were greater than those of the full length channel in presence of the Cavβ3 subunit. In addition, the truncated Cavα1.2 subunits displayed currents in the absence of the Cavβ3 subunit in contrast with the Cavα1.2 full length subunit. To investigate whether the larger macroscopic currents resulted in an increase in the number of Cavα1.2 subunits at the plasma membrane, we chose the FACS (« Fluorescence Activated Cell Sorting ») method. An HA-tag was inserted in an extracellular region of the Cavα1.2 subunit and a FITC (« Fluorescein IsoThioCyanate ») coupled anti-HA antibody was used to measure fluorescence. Our results showed that the Cavα1.2-HA subunit of L- type channel is expressed at the plasma membrane in the presence of the Cavβ3 subunit whereas the Cavα1.2-HA subunit is slightly or not expressed at the plasma membrane in its absence. The same results were obtained for the three C-terminal deletions tested under the same conditions (CaVα1.2-HA ΔC1935, CaVα1.2-HA ΔC1856 and CaVα1.2-HA ΔC1733). Taken together, these results suggest that the increased macroscopic currents observed after a partial deletion of the C-terminus is not caused by an increased number of Cavα1.2 proteins expressed at the plasma membrane. Keywords:

Les canaux calciques dépendants du voltage CaV font partie de la famille structurale des canaux ioniques à 6 segments transmembranaires. Tout comme les canaux potassiques Kv, les canaux CaV possèdent une série de résidus chargés dans l’hélice S4 de chaque domaine ou sous-unité qui conférerait à la protéine une sensibilité aux changements de voltage. De plus les hélices S6 tapissent la paroi du pore et forment la porte d’activation de la protéine. Comment le mouvement des hélices S4 se traduit par l’ouverture de la porte d’activation des hélices S6 demeure une question encore non résolue. Suite à la publication de la structure cristalline du canal Kv1.2 en 2005, le groupe de MacKinnon a proposé que le mouvement des hélices S4 est mécaniquement couplé à la porte d’activation S6 à travers le glissement de l’hélice amphiphile S4-S5 selon un mécanisme nommé couplage électromécanique (Long et al. 2005b). Dans le but de déterminer si la région S4-S5 joue un rôle dans l’activation du canal calcique CaV2.3, nous avons étudié, par la méthode d’analyse cyclique de mutations doubles (« Double Mutant Cycle Analysis », (Horovitz 1996)), le couplage entre la boucle S4-S5 et l’hélice S6 du domaine II de ce canal. Les mesures d’énergies d’activation, ΔGact, obtenues en présence des sous-unités auxiliaires CaVα2δ et CaVβ3 ont affiché un couplage significatif pour l’activation entre les paires de résidus V593G/L699G, V593G/A700G, V593G/A702G, S595G/V703G L596G/L699G, L596G/A700G, L596G/I701G, L596G/A702G, L596G/V703G, L596G/D704G, M597G/I701G, et S602G/I701G. Aucune de ces paires de résidus n’a affiché de couplage lors de l’inactivation, suggérant que les effets observés sont spécifiques au mécanisme d’activation. Mis ensemble, ces résultats suggèrent que la boucle IIS4-S5 et l’hélice IIS6 interagissent et jouent un rôle déterminant dans l’activation de CaV2.3. / Voltage dependent calcium channels share a strong structural homology with voltage gated potassium channels. Both families present a conserved series of charged residues present in the S4 helix of each domain that most certainly accounts for the voltage sensitivity of these proteins. Moreover, in both cases, the S6 helices seem to be lining up the pore. How does the movement of the S4 sensors translate into channel opening remains elusive in Ca2+ channels. Following the publication of the crystal structure of the Kv1.2 channel in 2005, the group of Roderick MacKinnon proposed that the voltage sensor is mechanically coupled to the S6 pore through the amphipathic S4-S5 helix that crosses over the S6 inner helix from the same subunit. To determine if the S4-S5 linker, that runs parallel to the membrane plane inside the cell in the Kv1.2 three-D structure, plays a role in the activation of the CaV2.3 calcium channel, we have studied by double mutant cycle analysis the coupling between the S4-S5 linker and the S6 helix of domain II of this channel. The activation energies, Gact, obtained from classical two electrode voltage clamp experiments in the presence of auxiliary subunits CaV2 and CaV3 displayed significant activation coupling coefficients for the pairs of residues V593G/L699G, V593G/A700G, V593G/A702G, S595G/V703G L596G/L699G, L596G/A700G, L596G/I701G, L596G/A702G, L596G/V703G, L596G/D704G, M597G/I701G, and S602G/I701G. None of these pairs displayed significant coupling in the inactivation mechanism, suggesting that the effects observed were specific to activation. Altogether, our results strongly suggest that the S4-S5 linker and the S6 helix of domain II are actively involved in the activation of CaV2.3.

Les canaux potassiques dépendants du voltage sont formés de quatre sous-unités, chacune possédant six segments transmembranaires (S1-S6) et une boucle (p-loop) qui se trouve entre le cinquième et le sixième segment au niveau du pore. Il est connu que le segment senseur du voltage (S1-S4) subit un mouvement lorsque le potentiel membranaire change. Pour ouvrir le canal, il est nécessaire de transférer l'énergie du senseur du voltage (généré par le mouvement des charges positives de S4) au pore. Le mécanisme exact de ce couplage électromécanique est encore sous étude. Un des points de liaison entre le senseur de voltage et le pore est le lien physique fait par le segment S4-S5 (S45L). Le but de cette étude est de déterminer l'influence de la flexibilité du segment S45L sur le processus de couplage. Dans le S45L, trois glycines sont distribuées dans des positions différentes. Elles sont responsables de la flexibilité des hélices-alpha. Ces glycines (mais pas leurs positions exactes) sont conservées pour tous les canaux potassiques dépendants de potentiel. En utilisant la technique de mutagènes dirigé, la glycine a été remplacée dans chacune de ces différentes positions par une alanine et dans une deuxième étape, par une proline (pour introduire un angle dans l'hélice). Pour étudier le comportement des canaux dans cette nouvelle conformation, on a appliqué la technique de « patch clamp » pour déterminer les effets lors de l'ouverture du pore (courant ionique). Avec le « cut-open oocyte voltage-clamp », nous avons étudié les effets sur le mouvement du senseur de voltage (courant “gating”) et la coordination temporelle avec l'ouverture du pore (courant ionique). Les données ont montré qu’en réduisant la flexibilité dans le S45L, il faut avoir plus d'énergie pour faire ouvrir le canal. Le changement pour une proline suggère que le mouvement du senseur est indépendant du pore pendant l'ouverture du canal. / Voltage-gated potassium channels are formed of four subunits, each one with six transmembrane segments (S1-S6) and a loop (p-loop) between S5 and S6 at the level of the pore. It is known that the voltage sensitive segment (S1-S4) undergoes a movement upon membrane potential changes. To open the channel, it is necessary to transfer the energy of the voltage sensor (generated by the displacement of the positive charges of S4) to the pore. The exact mechanism of this “electromechanical coupling” is still under investigation. The voltage sensor and pore are physically linked by the S4-S5 linker (S45L). The aim of this study is to determine the influence of S45L flexibility on the coupling process. In the S45L, three glycines are distributed at different positions and are responsible for the flexibility of the alpha-helix. These glycines (but not their exact position) are conserved within the potassium voltage-gated ion channels. The glycines were each replaced by an alanine using point mutagenesis. In a second step, a proline was introduced at the position in order to introduce a break in the helix. To study the behaviour of channels in this new conformation, we used the patch clamp technique to determine the effects during the pore opening (ionic current). With the cut-open voltage-clamp we determined the effects on voltage sensor movement (gating current) as well as the temporal correlation with the pore opening (ionic current). The data showed that when the flexibility of the S45L is reduced, the channel needs more energy to open. Exchange with proline suggests that the movement of the sensor is independent of pore opening.

Le canal calcique de type L, Cav1.2, joue un rôle clé dans le couplage excitation-contraction des myocytes ventriculaires. Il a été montré que la sous-unité Cavα1 était sujette à l’épissage alternatif et que ce phénomène pouvait mener à une protéine tronquée en C-terminal au niveau de l’exon 45 (Liao, Yong et al. 2005). D’autres groupes ont étudié différentes délétions au niveau de l’extrémité C-terminale (De Jongh, Warner et al. 1991; Gao, Cuadra et al. 2001). Les courants mesurés dans la configuration cellule entière, était significativement plus grands que le canal « pleine longueur ». Nous avons décidé de tester certaines de ces délétions (ΔC2030, ΔC1935, ΔC1856, ΔC1733, ΔC1700) en présence ou en absence de la sous-unité auxiliaire Cavβ3, susceptible d’interagir avec l’extrémité C-terminale de la sous-unité Cavα1 par l’intermédiaire de son domaine SH3 (Lao, Kobrinsky et al. 2008). Les résultats obtenus dans les ovocytes de Xénope ont mis en évidence que les sous-unités Cavα1.2 tronquées montraient des courants globaux plus élevés que le canal « pleine longueur » en présence de la sous-unité auxiliaire Cavβ3 et que les sous-unités Cavα1.2 tronquées donnaient des courants en absence de la sous-unité Cavβ3 contrairement à la sous-unité Cavα1.2 « pleine longueur ». Afin de vérifier si l’augmentation des courants macroscopiques était le résultat d’une augmentation du nombre de sous-unités Cavα1.2 à la membrane, nous avons choisi de quantifier la fluorescence spécifiquement due à cette sous-unité en utilisant la méthode de cytométrie de flux (FACS : « Fluorescence Activated Cell Sorting »). L’épitope HA a été inséré dans une région extracellulaire de la sous-unité Cavα1 du canal calcique Cav1.2 et un anticorps anti-HA couplé au FITC (« Fluorescein IsoThioCyanate ») a été utilisé pour observer la fluorescence. Nos résultats confirment que la sous-unité Cavα1-HA du canal calcique Cav1.2, s’exprime à la membrane plasmique en présence de la sous-unité auxiliaire Cavβ3, et qu’en absence de celle-ci, ne s’exprime que peu ou pas à la membrane. Les mêmes résultats ont été obtenus pour les trois délétions testées dans les mêmes conditions soit Cavα1.2-HA ΔC1935, Cavα1.2-HA ΔC1856 et Cavα1.2-HA ΔC1733. Ensemble, ces résultats suggèrent que l’augmentation des courants macroscopiques observés après une délétion partielle du C-terminal n’est pas causée par une augmentation du nombre de protéines Cavα1.2 à la membrane. / The L-type calcium channel, Cav1.2, plays an important role in the excitation-contraction coupling of the ventricular myocytes. It has been shown that the alternative splicing of Cavα1.2 subunit could lead to a truncated protein in the C-terminus at exon 45 (Liao, Yong et al. 2005). Many groups have studied deletions in the C-terminus (De Jongh, Warner et al. 1991; Gao, Cuadra et al. 2001). The currents, measured in the whole cell configuration, were significantly higher with the full-length channel. We chose to test some of these deletions (ΔC2030, ΔC1935, ΔC1856, ΔC1733, ΔC1700) in the presence or absence of the Cavβ3 auxiliary subunit which is likely to interact with the C-terminus of the Cavα1.2 subunit through its SH3 domain (Lao, Kobrinsky et al. 2008). The truncated Cavα1.2 subunit, expressed in Xenopus Oocytes, showed macroscopic currents that were greater than those of the full length channel in presence of the Cavβ3 subunit. In addition, the truncated Cavα1.2 subunits displayed currents in the absence of the Cavβ3 subunit in contrast with the Cavα1.2 full length subunit. To investigate whether the larger macroscopic currents resulted in an increase in the number of Cavα1.2 subunits at the plasma membrane, we chose the FACS (« Fluorescence Activated Cell Sorting ») method. An HA-tag was inserted in an extracellular region of the Cavα1.2 subunit and a FITC (« Fluorescein IsoThioCyanate ») coupled anti-HA antibody was used to measure fluorescence. Our results showed that the Cavα1.2-HA subunit of L- type channel is expressed at the plasma membrane in the presence of the Cavβ3 subunit whereas the Cavα1.2-HA subunit is slightly or not expressed at the plasma membrane in its absence. The same results were obtained for the three C-terminal deletions tested under the same conditions (CaVα1.2-HA ΔC1935, CaVα1.2-HA ΔC1856 and CaVα1.2-HA ΔC1733). Taken together, these results suggest that the increased macroscopic currents observed after a partial deletion of the C-terminus is not caused by an increased number of Cavα1.2 proteins expressed at the plasma membrane. Keywords: