O transplante de células-tronco hematopoéticas (CTHs) é o tipo mais bem-sucedido de terapia celular realizado até os dias atuais. No entanto, apesar do sucesso e da relevância clínica das CTHs isoladas a partir de fontes adultas, o uso destas células tem algumas limitações em relação à sua disponibilidade, compatibilidade imunológica e risco de contaminação. Desse modo, busca-se o desenvolvimento de soluções para as dificuldades apontadas para suprir a demanda de transplantes. Uma abordagem emergente para superar este problema é baseada na cultura e diferenciação de células-tronco embrionárias humanas (CTEhs). Estas são célulastronco pluripotentes e indiferenciadas com elevada capacidade de auto-renovação e diferenciação em todas as células derivadas dos três folhetos germinativos. No entanto, os métodos de diferenciação utilizados para a produção de CTHs a partir de células pluripotentes ainda não são eficientes. Os protocolos descritos até o momento têm gerado números variados e populações de células heterogêneas, e produz apenas CTHs muito primitivas e imaturas com baixa capacidade funcional in vivo. Parte desta dificuldade pode decorrer da ineficiência do microambiente de cultura para a diferenciação. Neste trabalho, nós demonstramos um eficiente protocolo de diferenciação hematopoética baseado em cocultivo de CTEhs com fibroblastos embrionários murinos com alto rendimento na geração de célulastronco/progenitoras hematopoéticas (CTPHs) que expressam os antígenos CD45, CD43, CD31 e CD34, e apresentam potencial clonogênico in vitro equivalente ao de células mononucleares isoladas de sangue de cordão umbilical. Nós fomos capazes de produzir todas as células das linhagens eritróide e mielóide em diferentes estágios de maturação, como também células positivas para marcadores linfóides. Demonstramos ainda que as células hematopoéticas surgem no sistema de cultura a partir de um endotélio-hemogênico constituído por células CD34+CD31+. No entanto, apesar das características maduras das CTPHs obtidas por tal método, os ensaios de reconstituição hematopoiética mostraram que estas células ainda possuem limitada capacidade funcional de enxertamento em camundongos imunocomprometidos quando transplantadas por via retro-orbital. / Hematopoietic stem cells (HSC) transplant is the most successful type of cell therapy carried out to date. However, despite the success and the clinical relevance of HSC isolated from adult sources, these cells have some limitations regarding its availability, immunological compatibility and risk of contamination. Thus, we seek to develop solutions to overcome these difficulties to supply the demand for transplants. An emerging approach to overcome this problem is based on human embryonic stem cells (hESCs) culture and differentiation. These are pluripotent and undifferentiated stem cells with high capacity for self-renewal and differentiation in all cells derived from the three embryonic germ layers. However, differentiation methods used for HSC production from pluripotent cells are not efficient yet. Protocols described so far have generated varying numbers and heterogeneous cell populations, and produce only very primitive and immature HSC with low in vivo functional capacity. Part of this difficulty may result from the inefficiency of the microenvironment of culture for differentiation. Here, we demonstrate an efficient protocol based on co-culture of hESCs with mouse embryonic fibroblasts for hematopoietic differentiation with high performance to generate in vitro hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs) that express CD45, CD43, CD31 and CD34 antigens with high purity of positive cells. We were able to produce all cells of erythroid and myeloid lineages at different stages of maturation. Lymphoid potential of hematopoietic cells was also evidenced. We demonstrated the primitive origin of hematopoietic cells through capillary-like structures constituted by hemogenic CD34+CD31+ cells. However, despite mature features of HSPCs obtained by our protocol, hematopoietic reconstitution assays showed that these cells have yet limited functional capacity for grafting into immunocompromised mice when exogenously transplanted by retro-orbital route.

O transplante de células-tronco hematopoéticas (CTHs) é o tipo mais bem-sucedido de terapia celular realizado até os dias atuais. No entanto, apesar do sucesso e da relevância clínica das CTHs isoladas a partir de fontes adultas, o uso destas células tem algumas limitações em relação à sua disponibilidade, compatibilidade imunológica e risco de contaminação. Desse modo, busca-se o desenvolvimento de soluções para as dificuldades apontadas para suprir a demanda de transplantes. Uma abordagem emergente para superar este problema é baseada na cultura e diferenciação de células-tronco embrionárias humanas (CTEhs). Estas são célulastronco pluripotentes e indiferenciadas com elevada capacidade de auto-renovação e diferenciação em todas as células derivadas dos três folhetos germinativos. No entanto, os métodos de diferenciação utilizados para a produção de CTHs a partir de células pluripotentes ainda não são eficientes. Os protocolos descritos até o momento têm gerado números variados e populações de células heterogêneas, e produz apenas CTHs muito primitivas e imaturas com baixa capacidade funcional in vivo. Parte desta dificuldade pode decorrer da ineficiência do microambiente de cultura para a diferenciação. Neste trabalho, nós demonstramos um eficiente protocolo de diferenciação hematopoética baseado em cocultivo de CTEhs com fibroblastos embrionários murinos com alto rendimento na geração de célulastronco/progenitoras hematopoéticas (CTPHs) que expressam os antígenos CD45, CD43, CD31 e CD34, e apresentam potencial clonogênico in vitro equivalente ao de células mononucleares isoladas de sangue de cordão umbilical. Nós fomos capazes de produzir todas as células das linhagens eritróide e mielóide em diferentes estágios de maturação, como também células positivas para marcadores linfóides. Demonstramos ainda que as células hematopoéticas surgem no sistema de cultura a partir de um endotélio-hemogênico constituído por células CD34+CD31+. No entanto, apesar das características maduras das CTPHs obtidas por tal método, os ensaios de reconstituição hematopoiética mostraram que estas células ainda possuem limitada capacidade funcional de enxertamento em camundongos imunocomprometidos quando transplantadas por via retro-orbital. / Hematopoietic stem cells (HSC) transplant is the most successful type of cell therapy carried out to date. However, despite the success and the clinical relevance of HSC isolated from adult sources, these cells have some limitations regarding its availability, immunological compatibility and risk of contamination. Thus, we seek to develop solutions to overcome these difficulties to supply the demand for transplants. An emerging approach to overcome this problem is based on human embryonic stem cells (hESCs) culture and differentiation. These are pluripotent and undifferentiated stem cells with high capacity for self-renewal and differentiation in all cells derived from the three embryonic germ layers. However, differentiation methods used for HSC production from pluripotent cells are not efficient yet. Protocols described so far have generated varying numbers and heterogeneous cell populations, and produce only very primitive and immature HSC with low in vivo functional capacity. Part of this difficulty may result from the inefficiency of the microenvironment of culture for differentiation. Here, we demonstrate an efficient protocol based on co-culture of hESCs with mouse embryonic fibroblasts for hematopoietic differentiation with high performance to generate in vitro hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs) that express CD45, CD43, CD31 and CD34 antigens with high purity of positive cells. We were able to produce all cells of erythroid and myeloid lineages at different stages of maturation. Lymphoid potential of hematopoietic cells was also evidenced. We demonstrated the primitive origin of hematopoietic cells through capillary-like structures constituted by hemogenic CD34+CD31+ cells. However, despite mature features of HSPCs obtained by our protocol, hematopoietic reconstitution assays showed that these cells have yet limited functional capacity for grafting into immunocompromised mice when exogenously transplanted by retro-orbital route.

L’hématopoïèse se déroule dans un microenvironnement spécialisé appelé niche où les cellules souches hématopoïétiques (CSH) sont en contact étroit avec les cellules stromales mésenchymateuses. Cette interaction cellulaire associée à d’autres facteurs environnementaux, comme la présence des espèces réactives à l’oxygène, est cruciale pour la régulation des CSH normales, mais aussi leucémiques. Pour étudier ce microenvironnement, il est donc important de développer un modèle in vitro de niche humaine qui mime la physiologie in vivo. Nous avons choisi comme modèle deux lignées mésenchymateuses stromales humaines HS-27a et HS-5, très peu décrites dans la littérature. Le premier objectif a été de déterminer la qualité de cette niche tant du point de vue cellulaire, moléculaire que fonctionnel. Nos résultats montrent clairement que les cellules HS-27a participent à la formation d’une niche « quiescente » alors que les cellules HS-5 représentent une niche « proliférative ». Le deuxième objectif a été de créer une niche contrôlée pour le métabolisme oxydatif en régulant l’expression d’une protéine antioxydante, la glutathion peroxydase 3 ou GPx3. L’originalité de ce travail repose sur l’utilisation d’une méthode non virale de transfert de gène par le transposon piggyBac. Le plasmide porteur du gène d'intérêt a été apporté sous forme d’ADN et une source de transposase, enzyme catalysant la réaction d'intégration sous forme d’ARNm. Notre travail montre que GPx3 est un régulateur clé de l’homéostasie hématopoïétique favorisant le maintien des progéniteurs immatures. Pour la première fois, nous créons par ingénierie in vitro une niche hématopoïétique « calibrée » capable de mimer le microenvironnement normal et leucémique. Ce modèle permet non seulement d’identifier les acteurs clés de la régulation des cellules médullaires, mais aussi de développer des stratégies thérapeutiques ciblées. / Hematopoiesis occurs in a hypoxic microenvironment or niche in which hematopoietic stem cells (HSCs) are in close contact with mesenchymal stromal cells. Cellular interactions as well as microenvironmental factors such as reactive oxygen species are crucial for the maintenance of normal and leukemic HSCs. Developing an in vitro human culture system that closely mimcs marrow physiology is therefore essential to study the niche. Here, we present a model using two human stromal cell lines, HS-27a and HS-5. Previously poorly described in the literature, we have further characterized both of these cell lines. The first objective was to assess the quality of HS-27a and HS-5 niches by investigating their cellular, molecular and functional characteristics. Our results clearly show that HS-27a cells display features of a “quiescent” niche whereas HS-5 cells rather represent a “proliferative” niche. The second objective was to engineer a hematopoietic niche where the oxidative metabolism is optimized for the expression of an antioxidant protein, glutathione peroxidase 3 (GPx3). The originality of this work is the use of a non-viral gene transfer system by using the transposon piggyBac. This strategy was achieved by delivering a DNA plasmid carrying the gene of interest, and an mRNA source of transposase, the enzyme which catalyzes the transgene integration. Functionally, GPx3 was shown to be a key regulator for sustaining hematopoietic homeostasis by maintaining immature progenitor cells. For the first time, an original non-viral gene transfer has been used to create an in vitro hematopoietic niche that recapitulates the complexity of normal and leukemic microenvironment. This niche not only provides a platform to identify regulatory factors controlling medullary cells, but may also help in the development of targeted therapeutic strategies.