Les biofilms bactériens, communautés multicellulaires adhérentes à une surface et enrobées d’une matrice extracellulaire, sont cruciaux pour le maintien de la plupart des écosystèmes de notre planète mais représentent également une menace pour la santé humaine. Leur éradication est un véritable défi pour la microbiologie moderne du fait de leur résistance élevée aux antibiotiques. Providencia stuartii est une bactérie Gram-négative connue pour sa forte capacité à former des biofilms dans le tractus urinaire humain, qui est responsable pour environ 10% des infections nosocomiales urinaires chroniques. Nous avons montré que cette souche bactérienne exploite un moyen de socialisation supplémentaire préalable à l’adhésion des cellules aux surfaces et la sécrétion d’une matrice extracellulaire, les communautés flottantes. Les deux porines de P. stuartii, Omp-Pst1 et Omp-Pst2, soutiennent la formation des communautés flottantes en s’auto-associant à travers leurs boucles extracellulaires pour former des dimères de trimères (DOTs) intercellulaires. La formation des DOTs, rivetant les cellules adjacentes entre elles, est médiée par des forces électrostatiques et des interactions de type steric zipper.Les deux grands objectifs de la thèse ont été i) de caractériser les impacts environnementaux sur l’établissement et la survie des deux types de communautés formés par P. stuartii, et ii) d’empêcher la socialisation bactérienne par inhibition des DOTs de porines. Nos résultats ont montrés que des peptides mimant les résidus impliqués dans les interactions de type stérique zipper des DOTs de porines, et couplés à de la coumarine, sont prometteurs pour diagnostiquer les infections à P. stuartii. De plus, nous avons mis en avant qu’une combinaison d’antibiotiques avec certains de ces peptides est une nouvelle approche thérapeutique envisageable pour lutter contre les infections de P. stuartii. Nos résultats montrent aussi que les futurs traitements devraient être évalués sur les communautés flottantes et les biofilms adhérents, dans des conditions imitant les voies urinaires, afin d’être efficaces et potentiellement éradiquer P. stuartii. / Bacterial biofilms are multicellular communities adherent to surfaces and surrounded by an extracellular matrix. They are crucial for maintaining most of our planet’s ecosystems, but also a threat to human health. Biofilm eradication is one of the greatest challenges of modern microbiology due to their high resistance to antibiotics. In this PhD, we focused on Providencia stuartii, a Gram-negative pathogen that forms biofilms in the human urinary tract and is responsible for about 10% of hospital-acquired urinary tract infections. P. stuartii exploits an additional means of socialization, forming floating communities of cells (FCCs), that later sediment and adhere onto surfaces yielding surface-attached biofilms (SABs). The two porins of P. stuartii, Omp-Pst1 and Omp-Pst2, are involved in FCC formation by self-association into intercellular dimers of trimers (DOTs). The main driving force behind DOT formation is electrostatic attraction, yet the DOT structure is locked-in by steric zipper interactions between facing extracellular loops.The two main objectives of this PhD were (i) to characterize the environmental impacts on the establishment and survival of the two type of socialized communities formed by P. stuartii, and (ii) to inhibit bacterial socialization by targeting porin DOTs. Our results reveal that peptides featuring residues involved in the steric zipper interaction of DOTs, and coupled with coumarin, are promising lead compound to diagnose P. stuartii infections. In addition, we tested combinations of antibiotics with some of these peptides and results suggest that is was a new therapeutic approach that can be envisaged to fight against P. stuartii infections. Future treatments should be evaluated on FCCs and SABs in conditions mimicking urinary tract, to be efficient and potentially eradicate P. stuartii.