Einleitung: Humanisierte Mausmodelle werden in der humanmedizinischen Forschung bereits vielseitig eingesetzt und haben zu zahlreichen wissenschaftlichen Erkenntnissen im Zusammenhang mit zum Beispiel humanen Vorläuferzellen oder in Bezug auf humane Infektionskrankheiten beigetragen. Orientierung für die vorliegende Arbeit bot eine der zahlreichen Methoden zur Humanisierung von Mäusen, bei der immundefizienten Mäusen hämatopoetische Vorläuferzellen transplantiert werden. Ziele der Untersuchungen: Das etablierte Modell der humanisierten Maus sollte im Rahmen der vorliegenden Arbeit auf die Spezies Rind übertragen werden, um sogenannte bovinisierte Mäuse zu entwickeln und somit die Grundlage für ein vielversprechendes Modell des Immunsystems des Rindes zu schaffen. Es sollten zweckmäßige Transplantationsmethoden etabliert werden, die zu einer nachweisbaren Bovinisierung immundefizienter Mäuse führen. Tiere, Material und Methoden: Aus bovinem Nabelschnurblut (NSB) und bovinem peripheren Blut (pB) wurden mittels Dichtegradientenzentrifugation die jeweiligen mononukleären Zellen gewonnen (bCBMC (bovine cord blood mononuclear cells) aus NSB; bPBMC (bovine peripheral blood mononuclear cells) aus pB). Hierfür wurde methodisch die Durchführung unter Anwendung eines Mediums mit einer Dichte von 1,077 g/ml etabliert. Zur Isolierung boviner hämatopoetischer Vorläuferzellen aus den genannten Zellfraktionen kamen verschiedene magnetische Separationsmethoden zum Einsatz. Mittels positiver Separation wurden aus den bCBMC zum einen CD34-positive (CD34+) und zum anderen c-kit-positive (c-kit+) Zellen isoliert, welche jeweils neugeborenen NSG™ Mäusen (NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl) transplantiert wurden (Versuchsgruppe A: CD34+: n = 1 und c-kit+: n = 4). Darüber hinaus wurden mittels negativer Separation die T-Lymphozyten aus den bCBMC und bPBMC depletiert um die Stammzell-enthaltenden Fraktionen (SeF) zu gewinnen. Zur Depletion boviner T-Lymphozyten kamen zeitgleich drei Antikörper gegen bovine Oberflächenmarker dieses Zelltyps zum Einsatz: WC1, CD4 und CD8. Die isolierten SeF wurden in der Versuchsgruppe B ebenfalls NSG™ Mäusen transplantiert, jedoch, im Unterschied zur Versuchsgruppe A, neugeboren und auch adult (Versuchsgruppe B: neugeb. NSB: n = 10; neugeb. pB: n = 7; adult NSB: n = 2). Beide Versuchsgruppen bestanden aus mehreren unterschiedlich großen Untergruppen, welches auf die Größe der jeweils selektierten Zellpopulationen zurückzuführen war. Transplantationsverlauf und -erfolg innerhalb der Versuchsgruppen wurden mittels klinischem Scoring und Gewichtsbestimmung, wiederholter Blutbildanalyse sowie mittels durchflusszytometrischer Analysen des Blutes im laufenden Versuch und Analysen von Blut und Organsuspensionen aus Milz und Knochenmark zum Zeitpunkt des Versuchsendes untersucht. Für die durchflusszytometrischen Analysen des peripheren Blutes der Mäuse kamen verschiedene bovine Antikörper zum Einsatz, wobei dem Pan-Leukozytenmarker anti-CD45 die größte Bedeutung zukam. Durch den Einsatz muriner und boviner anti-CD45-Antikörper gelang die Unterscheidung zwischen originären murinen Leukozyten und den nach der Transplantation im Organismus der Maus sich etablierten bovinen Leukozyten. Statistische Analysen zwischen den Untergruppen waren aufgrund der unterschiedlichen Gruppengrößen nur eingeschränkt möglich. Es wurde mittels Kolmogorov-Smirnov-Test auf Normalverteilung untersucht. Je nach Anzahl der zu vergleichenden Grundgesamtheiten wurden die Daten anschließend entweder mittels t-Test für unabhängige Stichproben beziehungsweise mittels Mann-Whitney-U-Test (n = 2) oder mittels nicht parametrischer, einfaktorieller Varianzanalyse (Kruskal-Wallis-Test, wenn n ≥ 3) ausgewertet. Das Signifikanzniveau wurde jeweils auf p = 0,05 festgesetzt. Ergebnisse: Bei den Tieren der Untergruppe neugeb. pB der Versuchsgruppe B wurden nach der Transplantation während des Versuchszeitraumes von 18 Wochen keine klinischen Auffälligkeiten festgestellt. Das gleiche galt für die Tiere beider Untergruppen der Versuchsgruppe A. Aus den anderen beiden Untergruppen der Versuchsgruppe B, neugeb. NSB und adult NSB, mussten hingegen aufgrund des eingetretenen starken Gewichtsverlustes und der Verschlechterung des klinischen Zustandes Tiere vorzeitig getötet werden. In der Untergruppe neugeb. NSB der Versuchsgruppe B handelte es sich um 3 von 10 Tieren (30 %), in der Untergruppe adult NSB um 1 von 2 Tieren (50 %). In allen Versuchsgruppen konnten im Laufe des Experimentes im peripheren Blut der Mäuse durchflusszytometrisch bovine CD45-positive Zellen nachgewiesen werden. Im Falle der Versuchsgruppe A wurden während des gesamten Versuches im peripheren Blut der Tiere der Untergruppe c-kit+ im Mittel höhere Anteile boviner CD45-positiver Zellen an der Gesamtleukozytenzahl nachgewiesen als im Blut der Tiere der Untergruppe CD34+ (c-kit+: 11,5 %; CD34+: 0,733 %). Im Vergleich zu den genannten Ergebnissen der Versuchsgruppe A wurde bei den neugeboren transplantierten Tieren der Versuchsgruppe B durchschnittlich eine größere Zahl boviner CD45-positiver Zellen im peripheren Blut nachgewiesen (neugeb. NSB: 13,5 % und neugeb. pB: 16,0 %). Es konnte kein signifikanter Unterschied zur Untergruppe c-kit+ der Versuchsgruppe A festgestellt werden (Kruskal-Wallis-Test). Im peripheren Blut der adult transplantierten Mäuse der Versuchsgruppe B wurden während des Versuchszeitraumes im Mittel 2,89 % bovine CD45-positive Zellen nachgewiesen. Schlussfolgerungen: Im Rahmen der vorliegenden Arbeit ist es gelungen, ein Modell bovinisierter Mäuse zu entwickeln. Unter Berücksichtigung der klinischen Parameter erwies sich die Transplantation von T-Zell-depletierten mononukleären Zellen aus bovinem peripherem Blut in neugeborene NSG™ Mäuse als am vielversprechendsten, auch wenn aufgrund der begrenzten Tierzahlen statistische Analysen nur eingeschränkt auswertbar waren. Daran anknüpfend können die dargelegten Untersuchungen fortgesetzt und bovinisierte Mausmodelle ausgewählter Infektionserreger des Rindes etabliert werden. Die im Rahmen der vorliegenden Arbeit durchgeführten Untersuchungen bilden eine Grundlage, um weitere Anwendungen zur Immunologie in der Rindermedizin zu etablieren.:Abkürzungsverzeichnis Abbildungsverzeichnis Tabellenverzeichnis 1 Einleitung 2 Literaturübersicht 2.1 Immunsystem 2.2 Besonderheiten des bovinen Immunsystems 2.3 Humanisierte Mausmodelle 2.3.1 Humanes Nabelschnurblut 2.3.2 Marker humaner hämatopoetischer Vorläuferzellen 2.4 Bovine Mausmodelle 2.4.1 Transplantation boviner Leukozyten 2.4.2 Transplantation bovinen Gewebes 2.4.3 Infektionsversuche mit bovinen Infektionserregern 2.5 Bovines Nabelschnurblut 2.6 Marker boviner hämatopoetischer Vorläuferzellen 2.7 Ziele der vorliegenden Arbeit 3 Tiere, Material und Methoden 3.1 Verbrauchsmaterialien 3.2 Laborgeräte 3.3 Software 3.4 Gewinnung bovinen Materials 3.4.1 Gewinnung von Nabelschnurblut 3.4.2 Gewinnung von peripherem Blut 3.5 Aufarbeiten des bovinen Materials 3.5.1 Dichtegradientenzentrifugation 3.5.2 Stammzellisolierung 3.5.2.1 Positive Separation 3.5.2.2 T-Zell-Depletion 3.6 Tierexperimentelle Methoden 3.6.1 Versuchstiere 3.6.2 Präkonditionierung durch Bestrahlung 3.6.3 Markierung der Tiere 3.6.4 Transplantation und Versuchsgruppen 3.6.5 Scoring 3.6.6 Blutentnahme 3.6.7 Finale Präparation 3.7 Erfassung des Blutbildes 3.8 Durchflusszytometrische Analysen 3.8.1 Erfassung und Auswertung der Daten 3.8.2 Verwendete Antikörper 3.8.3 In vivo-Analysen 4 Ergebnisse 4.1 Gewinnung boviner mononukleärer Zellen 4.1.1 Dichtegradientenzentrifugation 4.2 Stammzellisolierung 4.2.1 Positive Separation 4.2.2 T-Zell-Depletion 4.3 Transplantationsverlauf 4.3.1 Versuchsgruppe A - CD34+/ c-kit+ 4.3.1.1 Scoring 4.3.1.2 Blutbild 4.3.1.3 Durchflusszytometrische Analysen 4.3.2 Versuchsgruppe B - T-Zell-Depletion 4.3.2.1 Scoring 4.3.2.2 Blutbild 4.3.2.3 Durchflusszytometrische Analysen 4.3.3 Zusammenfassung des Transplantationsverlaufes 5 Diskussion 5.1 Gewinnung boviner mononukleärer Zellen 5.2 Stammzellisolierung 5.2.1 Positive Separation 5.2.2 T-Zell-Depletion 5.3 Transplantationsverlauf 5.3.1 Versuchsgruppe A – CD34+/ c-kit+ 5.3.2 Versuchsgruppe B – T-Zell-Depletion 5.4 Bewertung und Ausblick 6 Zusammenfassung 7 Summary 8 Literaturverzeichnis A Anhang A.0.1 Tätowierschema A.0.2 Mittels T-Zell-Depletion isolierte Zellfraktionen A.0.3 Versuchsgruppe A - Blutbild A.0.4 Versuchsgruppe B - Blutbild Danksagung