The green algae Chlamydomonas reinhardtii senses light through two photosensory proteins, channelrhodopsin-1 (ChR1) and channelrhodopsin-2 (ChR2). The initial discovery of these two photoreceptors introduced a new class of light-gated ion channels. ChR2 is an inwardly-rectified ion channel that is selective for cations of multiple valencies. Similar to microbial-rhodopsin ion pumps, ChR2 has a seven transmembrane domain motif that binds the chromophore all-trans retinal through a protonated Schiff base linkage. Physiologically, ChR2 functions to depolarize the membrane which initiates a signaling cascade triggering phototactic response. This fundamental property has been pivotal in pioneering the field of optogenetics, where excitable cells can be manipulated by light. ChR2 reliably causes neuronal spiking with high spatial and temporal control. Moreover, the recent discovery of new chloride-conducting channelrhodopsins (ChloCs) has further expanded the optogenetic toolbox. Although structurally similar to microbial-rhodopsin ion pumps, ChR2 undergoes more complex conformational rearrangements that lead to ion conductance. Currently, the molecular basis for ChR2 gating remains unresolved. Revealing the specific structural interactions that modulate ChR2 function have important implications in understanding the intricacies of ion transport and molecular differences between ion pumps, channels, and transporters. Here we describe a combined computational and experimental approach to elucidate the mechanism of ion conductance, channel gating, and structure-function relationship of ChR2. Our results have contributed to expanding our understanding of the fundamental properties of ion channels.

Funktionelle Expression von ChR2 in Pflanzen In der vorliegenden Arbeit konnte erstmalig die funktionelle Expression des licht-aktivierten Channelrhodopsin-2 aus Chlamydomonas reinhardtii in höheren Pflanzen gezeigt werden. Obwohl die erfolgreiche Transformation auf der Basis der Integration einer Expressionskassette für WT-ChR2 in Pflanzen genetisch nachgewiesen werden konnte, war ein funktioneller Nachweis nicht möglich. Demgegenüber war die funktio-nelle Expression aller getesteten ChR2-Mutanten im transienten Expressionsansatz er-folgreich und konnte schließlich auf der Basis der im Rahmen dieser Arbeit generierten Konstrukte auch für stabil transformierte Arabidopsis-Pflanzen bestätigt werden. ChR2 wurde in Arabidopsis-Protoplasten sowie Tabak-Epidermis- und Mesophyllzellen an der Plasmamembran lokalisiert, zeigte jedoch aufgrund der Überexpression eine starke Überladung des Endomembransystems. Elektrophysiologische Messungen mit Hilfe der Einstichtechnik belegten, dass ChR2 sowohl in Arabidopsis-Keimlingen als auch im Tabakmesophyll funktionell ist, wobei sich die erzeugten Blaulicht-vermittelten Depolarisationen weitaus erfolgreicher im Ta-baksystem darstellten. Alle eingesetzten ChR2-Mutanten waren funktionell und zeigten in Einstichmessungen mit Oozytendaten korrelierende Kinetiken. Die Mutante C128A wurde hinsichtlich der erzielten lichtinduzierten Membranpotentialdepolarisationen als effektivste ChR2-Variante identifiziert. Calcium-Messungen mit dem Reporterprotein Aequorin lieferten keinen Beweis für einen direkt durch ChR2-C128A vermittelten Calcium-Einstrom in Arabidopsis-Protoplasten. Jedoch konnte ein cytosolischer Calcium-Anstieg ca. 3min nach Blau-lichtapplikation beobachtet werden. Dies deutet darauf hin, dass die durch ChR2 vermittelten Membranpotentialänderungen zu einer Aktivierung endogener, Calcium-permeabler Ionenkanäle führen könnte. Für die ChR2-L132C Mutante konnte allerdings in ersten Messungen ein direkter Calcium-Anstieg nach Lichtgabe beobachtet werden.   Transkriptionelle Änderungen aufgrund ChR2-basierter, elektrischer Signalmuster In RNA-Seq-Analysen mit transient transformierten Tabakblättern konnte die Bedeu-tung der Signalsignatur elektrischer bzw. Calcium-basierter Signale verifiziert werden: Die Applikation zweier in ihrer Form gänzlich unterschiedlicher elektrischer Signal-muster lieferte ein signifikant unterschiedlich reguliertes Set an Genen, wobei einige wenige durch beide Behandlungen induziert werden konnten. Langanhaltende Depolari-sationen regulierten deutlich mehr Gene und waren daher in ihrer Wirkung weitaus ef-fektiver als kurze, repetitive Depolarisationen. Die bioinformatische Analyse dieser Daten zeigte, dass die Nachahmung eines im Zuge der Pathogenantwort bekannten, langen Depolarisationspulses Gene der Flagellin-induzierten Signaltransduktion adressierte, während kurze, wiederkehrende Pulse mit gleichem Informationsgehalt diese nicht regulierten. / Functional expression of ChR2 in plants The current work for the first time proves the functional expression of the light gated ChR2 derived from the unicellular green algae Chlamydomonas reinhardtii in higher plants. In line with its function ChR2 was localized primarily at the plasma membrane in Ara-bidopsis protoplasts and Tobacco epidermal and mesophyll cells. However, overexpres-sion as well as codon-usage often resulted in overloading of the endomembrane system such as Golgi and ER. Electrophysiological recordings by means of the impalement technique proved ChR2 function in Arabidopsis seedlings as well as Tobacco mesophyll cells. Blue light induced depolarization, however, was more efficient in the Tobacco system. In contrast to the WT protein all ChR2-mutants tested in this study were shown to be functional. Channel kinetics gained from Xenopus oocyte TEVC measurements corre-lated well with observed depolarization and repolarization kinetics of individual mu-tants. Highest depolarization levels were generated by the mutant C128A. Using the Calcium reporter Aequorin, measurements provided no evidence for ChR2-C128A mediated Calcium-influx in Arabidopsis protoplasts. However, a delayed Cal-cium increase approximately 3min following blue light application suggests that ChR2 mediated membrane potential changes activated endogenous Calcium permeable ion channels. Preliminary experiments using the L132C mutant showed cytosolic Calcium elevation directly after light stimulation. All ChR2 mutants tested in this study are suited for generating defined depolarization patterns in plants, whereas simulation of specific Calcium signatures seems possible with ChR2 variants based on the L123C mutation. Transcriptional changes based on ChR2-mediated, electrical patterns Transcriptional analyses of transiently transformed Tobacco leaves verified the im-portance of signature shape of electrical or Calcium-based signals in plants: Application of two blue light triggered depolarization patterns differing in shape revealed two sets of significantly differentially regulated genes, although a small number of genes was regulated by both stimuli. Sustained depolarizations regulated more genes and thus turned out to be more effective than short, repetitive depolarizations. Bioinformatic analyses of the data generated by RNA-Seq revealed the power of elec-trical signal application. Mimicking known electrical pathogen responses by applying a sustained depolarization pattern indeed addressed genes involved in flagellin signaling. In contrast, repetitive depolarization pulses regulated a completely different set of genes.

Since Channelrhodopsins has been described first and introduced successfully in freely moving animals (Nagel et al., 2003 and 2005), tremendous impact has been made in this interesting field of neuroscience. Subsequently, many different optogenetic tools have been described and used to address long-lasting scientific issues. Furthermore, beside the ‘classical’ Channelrhodopsin-2 (ChR2), basically a cation-selective ion channel, also altered ChR2 descendants, anion selective channels and light-sensitive metabotropic proteins have expanded the optogenetic toolbox. However, in spite of this variety of different tools most researches still pick Channelrhodopsin-2 for their optogenetic approaches due to its well-known kinetics. In this thesis, an improved Channelrhodopsin, Channelrhodopsin2-XXM (ChR2XXM), is described, which might become an useful tool to provide ambitious neuroscientific approaches by dint of its characteristics. Here, ChR2XXM was chosen to investigate the functional consequences of Drosophila larvae lacking latrophilin in their chordotonal organs. Finally, the functionality of GtACR, was checked at the Drosophila NMJ. For a in-depth characterisation, electrophysiology along with behavioural setups was employed. In detail, ChR2XXM was found to have a better cellular expression pattern, high spatiotemporal precision, substantial increased light sensitivity and improved affinity to its chromophore retinal, as compared to ChR2. Employing ChR2XXM, effects of latrophilin (dCIRL) on signal transmission in the chordotonal organ could be clarified with a minimum of side effects, e.g. possible heat response of the chordotonal organ, due to high light sensitivity. Moreover, optogenetic activation of the chordotonal organ, in vivo, led to behavioural changes. Additionally, GtACR1 was found to be effective to inhibit motoneuronal excitation but is accompanied by unexpected side effects. These results demonstrate that further improvement and research of optogenetic tools is highly valuable and required to enable researchers to choose the best fitting optogenetic tool to address their scientific questions. / Seit dem Channelrhodopsine das erste Mal beschrieben und erfolgreich in lebende Tiere eingebracht wurden (Nagel et al., 2003 und 2005), kam es zu einem beträchtlichen Fortschritt in diesem interessanten Gebiet der Neurowissenschaften. In der nachfolgenden Zeit wurden viele verschiedene optogenetische Werkzeuge beschrieben und zur Bearbeitung neurowissenschaftlicher Fragestellungen angewandt. Des Weiteren haben neben dem „klassischen“ Channelrhodopsin-2 (ChR2), ein im Wesentlichen Kation selektiver Kanal, auch modifizierte ChR2 Abkömmlinge, Anion selektive Kanäle und Licht sensitive metabotrope Proteine, die opotogenetische Werkzeugkiste erweitert. Dennoch greifen die meisten Wissenschaftler trotz der Vielfalt an optogenetischen Werkzeugen meist noch zu Channelrhodopsin-2, da seine Wirkungseigenschaften sehr gut erforscht sind. In der nachfolgenden Arbeit wird ein weiterentwickeltes Channelrhodopsin, Channelrhodopsin2-XXM (ChR2XXM), beschrieben. Aufgrund seiner vielfältigen Eigenschaften stellt es ein vielversprechendes Werkzeug dar, vor allem für zukünftige neurowissenschaftliche Forschungsarbeiten. Hierbei wurde ChR2XXM eingesetzt, um zu untersuchen welche Auswirkungen das Fehlen von Latrophilin im Chordotonal Organ von Drosophilalarven hat. Schließlich wurde noch die Funktionalität von GtACR an der neuromuskulären Endplatte der Drosophila überprüft. Für die umfassende Charakterisierung wurden elektrophysiologische und verhaltensbasierte Experimente an Larven durchgeführt. Es konnte gezeigt werden, dass ChR2XXM aufgrund einer erhöhten Affinität zu dem Chromophore Retinal, im Vergleich zu ChR2 ein besseres zelluläres Expressionsmuster, eine bessere zeitliche Auflösung und eine erheblich höhere Lichtsensitiviät aufweist. Durch den Einsatz von ChR2XXM konnte, aufgrund der hohen Lichtsensitiviät, mit nur minimalen Nebeneffekten, wie z.B. mögliche Wärmeaktivierung des Chordotonalorgans, der Einfluss von Latrophilin (dCIRL) auf die Signaltransmission im Chordotonalorgan, aufgeklärt werden. Ferner führte eine optogenetische, in vivo, Aktivierung des Chordotonalorgans zu Verhaltensänderungen. Zusätzlich konnte gezeigt werden, dass GtACR1 zwar effektiv motoneuronale Erregung inhibieren kann, dies aber von unerwarteten Nebeneffekten begleitet wird. Diese Ergebnisse zeigen auf, dass weitere Forschung und Verbesserungen im Bereich der optogenetischen Werkzeuge sehr wertvoll und notwendig ist, um Wissenschaftlern zu erlauben das am besten geeignetste optogenetische Werkzeug für ihre wissenschaftlichen Fragestellungen auswählen zu können.

Cellular lipid membranes can – and often do – support a transmembrane electric field, serving as biological capacitors that maintain a voltage difference between their two sides. It isn't hard to see why these voltage gradients matter; the electrical spiking of neurons gives rise to our thoughts and actions, and the voltage dynamics of cardiomyocytes keep our hearts beating. Studies of bioelectricity have historically relied on electrode-based techniques to perturb and measure membrane potential, but these techniques have inherent limitations. I present new optogenetic methods of studying membrane potential that will broaden the scope of electrophysiological investigations by complementing traditional approaches. I introduce the microbial rhodopsin Archaerhodopsin-3 (Arch), a transmembrane protein from Halorubrum sodomense. The fluorescence of Arch is a function of membrane potential, allowing it to serve as an optical voltage reporter. We use time-dependent pump-probe spectroscopy to interrogate the light- and voltage- dependent conformational dynamics of this protein, to elucidate the mechanism of voltage-dependent fluorescence in Arch. I then present two new methods for imaging voltage using engineered variants of Arch. Both techniques take advantage of the unique photophysical properties of Arch(D95X) mutants. The first method, Flash Memory, records a photochemical imprint of the activity state -- firing or not firing -- of a neuron at a user-selected moment in time. The Flash Memory technique decouples the recording of neural activity from its readout, and can potentially allow us to take large-scale snapshots of voltage (e.g. maps of activity in a whole mouse brain). The second method allows for the quantitative optical measurement of membrane potential. This technique overcomes the problems that typically hinder intensity-based measurements by encoding a measurement of voltage in the time domain. Finally, I present a method to visualize cellular responses to changes in membrane potential. I engineer mutants of Channelrhodopsin-2 (ChR2), a light-gated cation channel from Chlamydomonas reinhardtii that is used for optical control of neural activity, and use these optogenetic actuators in conjunction with GFP-based sensors to study the activity-dependent behavior of cultured neurons.

In this dissertation,the membrane protein channelrhodopsin-1 from the green flagellate algae Chlamydomonas agustae (CaChR1) is studied using a variety of spectroscopic techniques developed in the Rothschild Molecular Biophysics Laboratory at Boston University. Over the last decade, channelrhodopsins have proven to be effective optogenetic tools due to their ability to function as light-gated ion channels when expressed in neurons. This ability allows neuroscientists to optically activate an inward directed photocurrent which depolarizes the neuronal membranes and triggers an action potential. Although a variety of channelrhodopsins with different properties have been used, the underlying mechanisms of channelrhodopsin functionality is not yet fully understood. The protein studied here has several advantageous properties compared to the more extensively studied channelrhodopsin-2 from Chlamydomonas reinhardtii including a red shifted visible absorption and slower light inactivation despite having a lower channel current. Elucidating the internal molecular mechanisms underlying the function of CaChR1 provides critical insight into the large class of channelrhodopsin proteins leading toward improved bioengineering for specific optogenetic applications. Here near-IR pre-resonance Raman spectroscopy of CaChR1 provides information on the structure of the unphotolyzed (P0) retinal chromophore, the Schiff base protonation state, and presence of carboxylic acid residues interacting with the Schiff base. Low-temperature FTIR difference spectroscopy combined with site-directed mutagenesis and isotope labeling provide information on changes occurring in the retinal chromophore and protein during the primary phototransition (P0 to P1). This includes information about changes involving protonation state of binding-pocket residues, protein backbone structure, and internal water molecules. Further experiments combining low-temperature and time-resolved FTIR-difference spectroscopy reveal additional information about structural changes during the transition from the unphotolyzed state to the active (open channel) state of the protein (P0 to P2). This work has resulted in an initial model that describes key proton transfer events which occur between the Schiff base and carboxylic acid residues inside the active site of CaChR1. The model raises the possibility that ion channel gating and ion specificity is regulated by the protonation changes of two key residues (Glu 169 and Asp299) located near the Schiff base.

京都大学 / 0048 / 新制・課程博士 / 博士(理学) / 甲第21610号 / 理博第4517号 / 新制||理||1648(附属図書館) / 京都大学大学院理学研究科生物科学専攻 / (主査)准教授 今元 泰, 教授 高田 彰二, 教授 杤尾 豪人 / 学位規則第4条第1項該当 / Doctor of Science / Kyoto University / DGAM

Ebenso wie Tiere verfügen Pflanzen über die Fähigkeit elektrische Signale zu generieren. Dabei repräsentieren elektrische Signale – Membranpotentialänderungen an der Plasmamembran – die frühesten Antworten, welche an Pflanzenzellen im Zuge veränderter externer und intrinsischer Bedingungen beobachtet werden können. Stimuli wie Kälte, Hitze, Verwundung, Herbivorie und Pathogene, aber auch physiologische Prozesse, wie Wachstum und Bestäubung führen zur Änderung des Potentials der Plasmamembran pflanzlicher Zellen. Die meisten dieser Membranpotentialänderungen bestehen aus einer schnellen Depolarisation, gefolgt von einer Repolarisation des Membranpotentials, deren Kinetik, in Abhängigkeit des Stimulus hoch variabel sein kann. Das Wissen über die molekularen Grundlagen der Generierung und Weiterleitung elektrischer Signale in Pflanzen ist im Gegensatz zu Tieren nur wenig verstanden. Eine Ausnahme stellen ‚klassisch-erregbare‘ Pflanzen wie die Venusfliegenfalle oder die Mimose dar. In diesen Pflanzen führt ein Berührungsreiz zur Auslösung eines charakteristischen Aktionspotentials, welches in der Folge zu einer, auf differentiellen Turgoränderungen basierenden, nastischen Bewegung führt. In allen anderen Pflanzen ist die Kinetik der Membranpotentialänderungen sehr variabel, abhängig vom Stimulus und dem physiologischen Zustand der Zellen und – mit Ausnahme der Reaktion auf einen Kältestimulus – lediglich nach langen Latenzzeiten wiederholbar. Dieser Umstand verhindert eine systematische Analyse der molekularen Basis elektrischer Signale in den meisten Pflanzen. Ziel dieser Arbeit war es daher, auf der Basis des Channelrhodopsin-2 (ChR2) aus der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii, welches bereits seit 2005 in der Neurobiologie genutzt wird, ein nicht-invasives Werkzeug zur funktionellen Analyse elektrischer Signale in Pflanzen zu etablieren. ChR2 ist ein Blaulicht-aktivierter Kationenkanal, der für seine Funktion all trans-Retinal als Cofaktor benötigt. Im Rahmen dieser Arbeit wurden verschiedene Varianten des ChR2, mit einem Schwerpunkt auf ChR2-C128T und vor allem ChR2-D156C, auch bekannt als ChR2-XXL eingesetzt. ChR2 konnte bereits durch M. Baumann im Rahmen ihrer Dissertation funktionell im transienten Expressionssystem Nicotiana benthamiana dargestellt werden. In der vorliegenden Arbeit wurde das System weiter ausgebaut und die besonders aussichtsreichen ChR2-Varianten nicht nur in N. benthamiana, sondern auch in stabilen Arabidopsis thaliana Linien funktionell charakterisiert. Dabei konnte mit dem ChR2-XXL ein geeignetes optogenetisches Werkzeug zur Untersuchung elektrischer Signale in Pflanzen identifiziert werden. ChR2-XXL bietet die Möglichkeit das Membranpotential durch kurze, 5 s Blaulichtpulse im Mittel um 95 mV zu depolarisieren und im Anschluss die Repolarisationsphase zu untersuchen. Blaulicht-induzierbare, ChR2-XXL-vermittelte Depolarisationen konnten, reproduzierbar und beliebig oft an den gleichen Zellen wiederholt ausgelöst werden. Dadurch ermöglicht ChR2-XXL die bisher nur unzureichend bekannten molekularen Komponenten der Repolarisation des Membranpotentials in Pflanzen zu erforschen. In tierischen Zellen generieren spannungsabhängige Natriumkanäle die Depolarisation, während spannungsabhängige Kaliumkanäle die Depolarisationskinetik bestimmen. Die im Vergleich zu tierischen Zellen veränderten Ionengradienten lassen vermuten, dass die pflanzliche Depolarisation im Wesentlichen durch Ca2+-abhängige Anionenkanäle vermittelt wird, die durch den Efflux von Cl- das Membranpotential depolarisieren. Für die Repolarisation wird zum einen die Beteiligung von auswärtsgleichrichtenden Kaliumkanälen postuliert. Zum anderen wird auch eine Beteiligung der Plasmamembran (PM) H+-ATPasen vermutet, welche gleichzeitig einen essentiellen Beitrag zur Generierung des Ruhepotentials leisten. In der vorliegenden Arbeit wurde es durch den Einsatz von ChR2-XXL möglich, beide potentiellen Komponenten der Repolarisationsphase, Kaliumkanäle und PM H+-ATPasen, erstmals durch eine nicht-invasive, Anionen-unabhängige Methode der Depolarisation zu untersuchen. Durch den Einsatz von Mutanten und Kaliumkanalinhibitoren konnte ein möglicher Beitrag des auswärtsgleichrichtenden Kaliumkanals Arabidopsis thaliana GUARD CELL OUTWARD RECTIFYING K+ CHANNEL (AtGORK) an der Repolarisationsphase in Arabidopsis Mesophyllzellen nahezu ausgeschlossen werden. Der auswärtsgleichrichtende Kaliumkanal GORK öffnet erst bei Membranpotentialen positiv vom Gleichgewichtspotential für Kaliumionen (EK (-118 mV)). Da die ChR2-induzierbaren Depolarisationen ebenso wie viele natürliche Stimuli, diesen Wert kaum erreichen oder nur geringfügig überschreiten, leistet der GORK einen geringfügigen Beitrag bei der Repolarisation. Dies ließ vermuten, dass die Repolarisation von EK bis zum Ruhepotential bei ca. -180 mV dagegen möglicherweise durch die PM H+-ATPasen bewerkstelligt wird. Die Wirkung des PM H+-ATPase Inhibitors Natriumorthovanadat, sowie des PM H+-ATPase Aktivators Fusicoccin auf die Repolarisationsphase konnten diese Hypothese unterstützen. Die Hemmung der PM H+-ATPasen verlangsamte die Repolarisationskinetik während eine Aktivierung der PM H+-ATPasen diese beschleunigte. So wurde es erstmals möglich den genauen Einfluss der PM H+-ATPasen auf Wiederherstellung des Membranpotentials während der Repolarisation in Mesophyllzellen zu studieren. Darüber hinaus wurde beobachtet, dass in Gegenwart des Kaliumkanalblockers Ba2+ die Repolarisation ebenfalls beschleunigt werden konnte. In Übereinstimmung mit dem ‚Pump-and-Leak‘-Modell (Alberts et al. 2002) deutet dies darauf hin, dass schwach einwärtsgleichrichtende Kaliumkanäle, wie der ARABIDOPSIS K+ TRANSPORTER 2 (AKT2) dem PM H+-ATPasen Protonengradienten entgegenwirken und somit das Ruhepotential aus der Summe der bewegten Ladungen von Pumpen und Kaliumkanälen bestimmt wird. Das mögliche Potenzial optogenetischer, Rhodopsin-basierter Werkzeuge für die molekulare Analyse elektrischer Signale, insbesondere unter Einsatz der breiten Palette lichtgesteuerter Pumpen und Kanäle, ihrer spektralen Diversität und ihrer Einkreuzung in ausgewählte Arabidopsis Mutanten wird diskutiert. / Like animals, plants have the ability to generate electrical signals – membrane potential changes on the plasma membrane. Electrical signals represent the earliest answers that can be observed in plant cells in the course of changing external and internal conditions. Stimuli such as cold, heat, wounding, herbivory and pathogens, as well as physiological processes such as growth and pollination, lead to changes in the potential of the plasma membrane of plant cells. Most of these membrane potential changes consist of rapid depolarization, followed by repolarization of the membrane potential, the kinetics of which can be highly variable depending on the stimulus. In contrast to animals, knowledge about the molecular basis of the generation and transmission of electrical signals in plants is poorly understood. Exceptions include "classically excitable plants" such as the Venus fly trap or mimosa, in which a touch stimulus leads to the triggering of a characteristic action potential, which subsequently leads to an elastic movement based on differential turgor changes. In all other plants, the kinetics of membrane potential changes are highly variable, depending on the stimulus and the physiological state of the cells and – with the exception of the reaction to a cold stimulus – can only be repeated after long latency periods. This prevents a systematic analysis of the molecular basis of electrical signals in most plants. The aim of this work was therefore to establish a non-invasive tool for the functional analysis of electrical signals in plants based on the channelrhodopsin-2 ChR2 from the green alga Chlamydomonas reinhardtii, which has been used in neurobiology since 2005. ChR2 is a blue light-activated cation channel that needed all-trans retinal as a cofactor in order to function. In this work, different variants of the ChR2, with a focus on C128T and especially D156C, also known as ChR2-XXL, were used. ChR2 could already be functionally represented by M. Baumann in the context of her dissertation in the transient expression system Nicotiana benthamiana. In the present work, the system was expanded and particularly promising ChR2 variants were characterized not only in N. benthamiana, but also in stable Arabidopsis thaliana lines. The ChR2-XXL identified a suitable optogenetic tool for examining electrical signals in plants. ChR2-XXL offers the possibility to depolarize the membrane potential by short, 5 s blue light pulses on average by 95 mV and then to investigate the repolarization phase. Blue light-inducible, ChR2-XXL-mediated depolarizations could be triggered reproducibly and repeatedly on the same cells as often as desired. ChR2-XXL enables research into the previously inadequate molecular components of the repolarization of the membrane potential in plants. In animal cells, voltage-dependent sodium channels generate depolarization, while voltage-dependent potassium channels determine the depolarization kinetics. The ion gradients changed compared to animal cells suggest that plant depolarization is essentially due to Ca2+-dependent anion channels, which depolarize the membrane potential through the efflux of Cl-. For repolarization, the involvement of outward rectifying potassium channels is postulated. On the other hand, participation of PM H+-ATPases is also suspected, which at the same time make an essential contribution to the generation of the resting potential. In the present work, the use of ChR2-XXL made it possible for the first time to investigate both potential components of the repolarization phase, potassium channels and PM H+-ATPases, using a non-invasive, anion-independent method of depolarization. Through the use of mutants and potassium channel inhibitors, a possible contribution of the outward rectifying potassium channel Arabidopsis thaliana GUARD CELL OUTWARD RECTIFYING K+ CHANNEL (GORK) to the repolarization phase in Arabidopsis mesophyll cells could almost be excluded. The outward-rectifying potassium channel GORK only opens at membrane potentials more positive than the equilibrium potential for potassium ions (EK (-118 mV)). Since the ChR2-inducible depolarizations, like many natural stimuli, hardly reach this value or only exceed it slightly, GORK makes a minor contribution to repolarization. This suggested that the repolarization from EK to the resting potential at approximately -180 mV, on the other hand, may be accomplished by PM H+-ATPases. The effects of the PM H+-ATPase inhibitor sodium orthovanadate and the PM H+-ATPase activator fusicoccin on the repolarization phase supported this hypothesis. The repolarization kinetics were slowed by inhibition of the PM H+-ATPases and accelerated by their activation. This made it possible for the first time to study the exact influence of the PM H+-ATPases on restoring the membrane potential during repolarization in mesophyll cells. It was also observed that repolarization could be accelerated in the presence of the potassium channel blocker Ba2+. In accordance with the 'pump-and-leak' model, this indicates that weakly inwardly-rectifying potassium channels, such as the Arabidopsis K+ Transporter 2 (AKT2) counteract the PM H+-ATPase-generated proton gradient and thus the resting potential from the sum of the moving charges of pumps and potassium channels is determined. The potential of optogenetic, rhodopsin-based tools for the molecular analysis of electrical signals, in particular using the wide range of light-controlled pumps and channels, their spectral diversity and their intersection with selected Arabidopsis mutants is discussed.

Channelrhodopsin-2 ist ein lichtaktivierter Kationenkanal, der zur nichtinvasiven Steuerung neuronaler Aktivität verwendet wird. Einige grundlegende Eigenschaften dieses Proteins sind bereits bekannt, aber die molekularen Mechanismen des Ionentransports und der Aktivierung liegen noch weitgehend im Dunkeln. Ziel dieser Studie war es, anhand von Mutationsstudien die Funktion einzelner Aminosäuren zu bestimmen. Dazu habe ich gezielt potentiell wichtige Reste substituiert und die Channelrhodopsin-2-Varianten elektrophysiologisch untersucht. Um die aufgetretenen Änderungen beim Ionentransport und den Kanalkinetiken zu erklären, habe ich verschiedene mathematische Modelle an die experimentellen Daten angepasst. Dabei stellte sich heraus, dass die Reste H134 und E90 Schlüsselpositionen für den Protonentransport sind. Außerdem haben auch die Reste E235 und D253 einen großen Einfluss auf den Ladungstransport. Dagegen wird die Kanalöffnung von C128 und D156 kontrolliert. Des Weiteren kontrolliert E123 die Übergänge zwischen leitenden und nichtleitenden Zuständen von Channelrhodopsin-2. Aus der zielgerichteten Mutation von Aminosäuren resultierten Varianten, die langsamere oder schnellere Kinetiken hatten oder eine bessere Expression zeigten als der Wildtyp. Das Anwendungspotential der modifizierten Kanäle wurde in Kooperationen mit neurophysiologischen Arbeitsgruppen untersucht. Dadurch konnten drei neue Typen von Channelrhodopsinen in die Neurophysiologie eingeführt werden. Die step-functions opsins führen zu einer anhaltenden Membrandepolarisation, die die Erregbarkeit von Neuronen gegenüber synaptischen Inputs erhöht. ChETA erlaubt das zeitlich präzise Auslösen von Aktionspotentialen auch bei sehr hohen Anregungsfrequenzen. T159C und E123T/T159C ermöglichen durch ihre großen Photoströme und optimierten Kinetiken eine hohe Zuverlässigkeit bei der optischen Steuerung neuronaler Aktivität. Dadurch wird das Anwendungsspektrum von Channelrhodopsin-2 erheblich erweitert. / Channelrhodopsin-2 is a light-activated cation channel which has become a very useful tool in neurophysiology, since it allows the noninvasive control of neural activity. Some of the basic features of this channel are known from previous studies, but the molecular mechanisms of ion translocation and activation are largely unknown. The aim of my thesis is to elucidate the function of single amino acids by mutational studies. I replaced potentially important residues and probed the constructs by electrophysiological measurements under various conditions. Additionally, I fitted the experimental data to several mathematical models in order to explain changes in ion permeabilities and channel kinetics and I assigned particular functions to the mutated residues. Apparently, H134 and E90 are key positions for the proton transportation. Mutations at E235 and D253 also strongly influence ion translocation, whereas C128 and D156 obviously control the channel opening. Moreover, I found that E123 is a key element for the channel activation which controls the transitions between conducting and non-conducting states of Channelrhodopsin-2. The genetically modified Channelrhodopsin-2-variants provide several favorable features, such as, a slower or faster channel opening and closing or an optimized expression. Therefore, we tested the potential of promising constructs for applications in collaboration with neurophysiology laboratories. Finally, we introduced three new tools. First, step-function opsins induce a sustained membrane depolarization which sensitizes neurons to native synaptic inputs. Second, the ChETA variant allows the temporally precise generation of action potentials even at high stimulation frequencies. Third, T159C and E123T/T159C provide large photocurrents and optimized kinetics resulting in an improved performance in the noninvasive control of neural activity. In summary, this significantly broadens the range of application for channelrhodopsin-2.

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The field of neuroscience has recently seen optogenetics emerge as a highly utilized and powerful method of non-invasive neural activation and inhibition. This thesis seeks to enhance the optogenetic toolbox through the design, construction, and evaluation of a number of hardware and software modules for research in Caenorhabditis elegans neuroscience. In the first aim, we combine optogenetics, microfluidics, and automated image processing, to create a system capable of high-throughput analysis of synaptic function. In the second aim, we develop a multi-modal illumination system for the manipulation of optogenetic reagents. The system is capable of multi-spectral illumination in definable patterns, with the ability to dynamically alter the intensity, color, and shape of the illumination. The illumination system is controlled by a set of software programs introduced in aim three, and is demonstrated through a set of experiments in aim four where we selectively activate and inhibit specific neural nodes expressing optogenetic reagents in freely moving C. elegans. With the ability to target specific nodes in a freely moving animal, we can correlate specific neural states to behaviors allowing for the dissection of neural circuits. Taken together, the developed technologies for optogenetic researchers will allow for experimentation with previously unattainable speed, precision and flexibility.