The plasma membrane is one of the most thoroughly studied and at the same time most complex, diverse, and least understood cellular structures. Its function is determined by the molecular composition as well as the spatial arrangement of its components. Even after decades of extensive membrane research and the proposal of dozens of models and theories, the structural organization of plasma membranes remains largely unknown. Modern imaging tools such as super-resolution fluorescence microscopy are one of the most efficient techniques in life sciences and are widely used to study the spatial arrangement and quantitative behavior of biomolecules in fixed and living cells. In this work, direct stochastic optical reconstruction microscopy (dSTORM) was used to investigate the structural distribution of mem-brane components with virtually molecular resolution. Key issues are different preparation and staining strategies for membrane imaging as well as localization-based quantitative analyses of membrane molecules. An essential precondition for the spatial and quantitative analysis of membrane components is the prevention of photoswitching artifacts in reconstructed localization microscopy images. Therefore, the impact of irradiation intensity, label density and photoswitching behavior on the distribution of plasma membrane and mitochondrial membrane proteins in dSTORM images was investigated. It is demonstrated that the combination of densely labeled plasma membranes and inappropriate photoswitching rates induces artificial membrane clusters. Moreover, inhomogeneous localization distributions induced by projections of three-dimensional membrane structures such as microvilli and vesicles are prone to generate artifacts in images of biological membranes. Alternative imaging techniques and ways to prevent artifacts in single-molecule localization microscopy are presented and extensively discussed. Another central topic addresses the spatial organization of glycosylated components covering the cell membrane. It is shown that a bioorthogonal chemical reporter system consisting of modified monosaccharide precursors and organic fluorophores can be used for specific labeling of membrane-associated glycoproteins and –lipids. The distribution of glycans was visualized by dSTORM showing a homogeneous molecule distribution on different mammalian cell lines without the presence of clusters. An absolute number of around five million glycans per cell was estimated and the results show that the combination of metabolic labeling, click chemistry, and single-molecule localization microscopy can be efficiently used to study cell surface glycoconjugates. In a third project, dSTORM was performed to investigate low-expressing receptors on cancer cells which can act as targets in personalized immunotherapy. Primary multiple myeloma cells derived from the bone marrow of several patients were analyzed for CD19 expression as potential target for chimeric antigen receptor (CAR)-modified T cells. Depending on the patient, 60–1,600 CD19 molecules per cell were quantified and functional in vitro tests demonstrate that the threshold for CD19 CAR T recognition is below 100 CD19 molecules per target cell. Results are compared with flow cytometry data, and the important roles of efficient labeling and appropriate control experiments are discussed. / Die Plasmamembran gehört zu den am meisten untersuchten, gleichzeitig aber auch zu den komplexesten, vielfältigsten und am wenigsten verstandenen biologischen Strukturen. Ihre Funktion wird nicht nur durch die molekulare Zusammensetzung bestimmt, sondern auch durch die räumliche Anordnung ihrer Bestandteile. Selbst nach Jahrzehnten intensiver Forschung und der Veröffentlichung dutzender Membranmodelle und Theorien bleibt die genaue strukturelle Organisation der Plasmamembran ein Rätsel. Moderne Bildgebungsverfahren wie etwa die hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie gehören mittlerweile zu den effizientesten Techniken der Lebenswissenschaften und werden immer öfter verwendet, um die räumliche Anordnung als auch die Anzahl von Biomolekülen in fixierten und lebenden Zellen zu studieren. Im Rahmen dieser Arbeit wurde die hochauflösende Mikroskopie-Methode dSTORM (direct stochastic optical reconstruction microscopy) angewendet, um die räumliche Verteilung von Membranmolekülen mit annähernd molekularer Auflösung zu untersuchen. Schwerpunkte dieser Arbeit sind dabei verschiedene Präparations- und Färbemethoden für die mikroskopische Untersuchung von Zellmembranen sowie lokalisationsbasierte quantitative Analysemethoden von Membranmolekülen. Eine Voraussetzung für die räumliche als auch quantitative Analyse von Membranmolekülen ist die Vermeidung von Photoschalt-Artefakten in rekonstruierten Lokalisationsmikroskopie-Bildern. Um dies genauer zu demonstrieren, wurden die Auswirkungen von Anregungsintensität, Markierungsdichte und verändertem Photoschalten auf die räumliche Verteilung von Proteinen der Plasma- und Mitochondrienmembran in dSTORM-Bildern analysiert. Es wird gezeigt, dass eine dicht markierte Plasmamembran in Kombination mit ungeeigneten Photoschaltraten zu artifiziellen Clustern in der Membran führt. Es sind vor Allem oft die Projektionen dreidimensionaler Membranstrukturen wie etwa Mikrovilli und Vesikel dafür verantwortlich, dass lokale Unterschiede in der Lokalisationsdichte entstehen, wodurch unter Umständen Bildartefakte generiert werden können. Darüber hinaus werden alternative Mikroskopie-Methoden und Möglichkeiten, Artefakte in Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie-Bildern zu verhindern, präsentiert und ausführlich diskutiert. Ein weiteres zentrales Thema dieser Arbeit ist die räumliche Anordnung von glykosylierten Membranmolekülen. Es wird demonstriert, wie ein bioorthogonales chemisches Reportersystem bestehend aus modifizierten Monosacchariden und organischen Fluorophoren für die spezifische Markierung von Membran-assoziierten Glykoproteinen und –lipiden eingesetzt werden kann. Mittels dSTORM wird gezeigt, dass die Verteilung von Glykanen in der Plasmamembran unterschiedlicher Zelllinien homogen und frei von Clustern ist. Des Weiteren zeigt eine quantitative Analyse, dass sich in etwa fünf Millionen Glykane auf einer einzigen Zelle befinden. Die Ergebnisse demonstrieren, dass die Kombination aus metabolisch markierten Zielmolekülen, Click-Chemie und Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie effizient genutzt werden kann, um Glykokonjugate auf Zelloberflächen zu untersuchen. In einem dritten Projekt wurde dSTORM zur Untersuchung von Rezeptormolekülen auf Krebszellen verwendet. Die Expression dieser Oberflächenproteine ist so gering, dass sich nur wenige Moleküle auf einer Zelle befinden, die jedoch als Zielmoleküle in der personalisierten Immuntherapie dienen könnten. Dafür wurden primäre Tumorzellen aus dem Knochenmark von Patienten, die am Multiplen Myelom erkrankt sind, auf die Expression des CD19-Oberflächenproteins als potentielles Ziel für CAR-modifizierte T-Zellen (chimeric antigen receptor) untersucht. Es wird gezeigt, dass sich, abhängig vom untersuchten Patienten, auf einer Zelle 60 bis 1600 CD19-Moleküle befinden. Funktionale in-vitro-Experimente demonstrieren, dass weniger als 100 CD19 Moleküle ausreichen, um CD19-CAR-T-Zellen zu aktivieren. Diese Ergebnisse werden mit Durchflusszytometrie-Daten verglichen und die wichtige Rolle von Lebendzellfärbung und geeigneten Kontrollexperimenten wird diskutiert.

Der eukaryotische Parasit Trypanosoma brucei hat komplexe Strategien entwickelt um der Immunantwort eines Wirtes zu entkommen und eine persistente Infektion innerhalb dessen aufrechtzuerhalten. Ein zentrales Element seiner Verteidigungsstrategie stützt sich auf die Schutzfunktion seines Proteinmantels auf der Zelloberfläche. Dieser Mantel besteht aus einer dichten Schicht aus identischen, Glykosylphosphatidylinositol (GPI)-verankerten variablen Oberflächenglykoproteinen (VSG). Der VSG Mantel verhindert die Erkennung der darunterliegenden, invarianten Epitope durch das Immunsystem. Obwohl es notwendig ist die Funktionsweise des VSG Mantels zu verstehen, vor allem um ihn als mögliches Angriffsziel gegen den Parasiten zu verwenden, sind seine biophysikalischen Eigenschaften bisher nur unzureichend verstanden. Dies ist vor allem der Tatsache geschuldet, dass die hohe Motilität der Parasiten mikroskopische Studien in lebenden Zellen bisher weitestgehend verhinderten. In der vorliegenden Arbeit wird nun hochmoderne Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie (EMFM) als Möglichkeit für mikroskopische Untersuchungen im Forschungsbereich der Trypanosomen vorgestellt. Die Arbeit umfasst Untersuchungen der VSG Dynamik unter definierten Bedingungen künstlicher Membransysteme. Es wurde zuerst der Einfluss der lateralen Proteindichte auf die VSG Diffusion untersucht. Experimente mittels Fluoreszenz- Wiederkehr nach irreversiblem Photobleichen und komplementäre Einzelmolekül- Verfolgungs Experimente offenbarten, dass ein molekularer Diffusionsschwellenwert existiert. Über diesem Schwellenwert wurde eine dichteabhänige Reduzierung des Diffusionskoeffizienten gemessen. Eine relative Quantifizierung der rekonstituierten VSGs verdeutlichte, dass der Oberflächenmantel der Trypanosomen sehr nahe an diesem Schwellenwert agiert. Der VSG Mantel ist optimiert um eine hohe Proteindichte bei gleichzeitiger hoher Mobilität der VSGs zu gewährleisten. Des Weiteren wurde der Einfluss der VSG N-Glykosylierung auf die Diffusion des Proteins quantitativ untersucht. Die Messungen ergaben, dass die N-Glykosylierung dazu beiträgt eine hohe Mobilität bei hohen Proteindichten aufrechtzuerhalten. Eine detaillierte Analyse von VSG Trajektorien offenbarte, dass zwei unterschiedliche Populationen frei diffundierender VSGs in der künstlichen Membran vorlagen. Kürzlich wurde entdeckt, dass VSGs zwei strukturell unterschiedliche Konformationen annehmen können. Die Messungen in der Arbeit stimmen mit diesen Beschreibungen überein. Die Ergebnisse der EMFM in künstlichen Membranen wurden durch VSG Einzelmolekül- Verfolgungs Experimente auf lebenden Zellen ergänzt. Es wurde eine hohe Mobilität und Dynamik einzelner VSGs gemessen, was die allgemein dynamische Natur des VSG Mantels verdeutlicht. Dies führte zu der Schlussfolgerung, dass der VSG Mantel auf lebenden Trypanosomen ein dichter und dennoch dynamischer Schutzmantel ist. Die Fähigkeit der VSGs ihre Konformation flexibel anzupassen, unterstützt das Erhalten der Fluidität bei variablen Dichten. Diese Eigenschaften des VSG Mantels sind elementar für die Aufrechterhaltung einer presistenden Infektion eines Wirtes. In dieser Arbeit werden des Weiteren verschiedene, auf Hydrogel basierende Einbettungsmethoden vorgestellt. Diese ermöglichten die Zellimmobilisierung und erlaubten EMFM in lebenden Trypanosomen. Die Hydrogele wiesen eine hohe Zytokompatibilität auf. Die Zellen überlebten in den Gelen für eine Stunde nach Beginn der Immobilisierung. Die Hydrogele erfüllten die Anforderungen der Superresolution Mikroskopie (SRM) da sie eine geringe Autofluoreszenz im Spektralbereich der verwendeten Fluorophore besaßen. Mittels SRM konnte nachgewiesen werden, dass die Hydrogele die Zellen effizient immobilisierten. Als erstes Anwendungsbeispiel der Methode wurde die Organisation der Plasmamembran in lebenden Trypanosomen untersucht. Die Untersuchung eines fluoreszenten Tracers in der inneren Membranschicht ergab, dass dessen Verteilung nicht homogen war. Es wurden spezifische Membrandomänen gefunden, in denen das Molekül entweder vermehrt oder vermindert auftrat. Dies führte zu der Schlussfolgerung, dass diese Verteilung durch eine Interaktion des Tracers mit Proteinen des zellulären Zytoskeletts zustande kam. Die in dieser Arbeit präsentierten Ergebnisse zeigen, dass EMFM erfolgreich für verschiedene biologische Untersuchungen im Forschungsfeld der Trypanosomen angewendet werden kann. Dies gilt zum Beispiel für die Untersuchung von der VSG Dynamik in künstlichen Membransystemen, aber auch für Studien in lebenden Zellen unter Verwendung der auf Hydrogelen basierenden Zelleinbettung. / The eukaryotic parasite Trypanosoma brucei has evolved sophisticated strategies to escape the host immune response and maintain a persistent infection inside a host. One central feature of the parasite’s defense mechanism relies on the shielding function of their surface protein coat. This coat is composed of a dense arrangement of one type of glycosylphosphatidylinositol (GPI)-anchored variant surface glycoproteins (VSGs) which impair the identification of epitopes of invariant surface proteins by the immune system. In addition to the importance of understanding the function of the VSG coat and use it as a potential target to efficiently fight the parasite, it is also crucial to study its biophysical properties as it is not yet understood sufficiently. This is due to the fact that microscopic investigations on living trypanosomes are limited to a great extent by the intrinsic motility of the parasite. In the present study, state-of-the-art single-molecule fluorescence microscopy (SMFM) is introduced as a tool for biophysical investigations in the field of trypanosome research. The work encompasses studies of VSG dynamics under the defined conditions of an artificial supported lipid bilayer (SLB). First, the impact of the lateral protein density on VSG diffusion was systematically studied in SLBs. Ensemble fluorescence after photobleaching (FRAP) and complementary single-particle tracking experiments revealed that a molecular crowding threshold (MCT) exists, above which a density dependent decrease of the diffusion coefficient is measured. A relative quantification of reconstituted VSGs illustrated that the VSG coat of living trypanosomes operates very close to its MCT and is optimized for high density while maintaining fluidity. Second, the impact of VSG N-glycosylation on VSG diffusion was quantitatively investigated. N-glycosylation was shown to contribute to preserving protein mobility at high protein concentrations. Third, a detailed analysis of VSG trajectories revealed that two distinct populations of freely diffusing VSGs were present in a SLB, which is in agreement with the recent finding, that VSGs are able to adopt two main structurally distinct conformations. The results from SLBs were further complemented by single-particle tracking experiments of surface VSGs on living trypanosomes. A high mobility and free diffusion were measured on the cell surface, illustrating the overall dynamic nature of the VSG coat. It was concluded that the VSG coat on living trypanosomes is a protective structure that combines density and mobility, which is supported by the conformational flexibility of VSGs. These features are elementary for the persistence of a stable infection in the host. Different hydrogel embedding methods are presented, that facilitated SMFM in immobilized, living trypanosomes. The hydrogels were found to be highly cytocompatible for one hour after cross-linking. They exhibited low autofluorescence properties in the spectral range of the investigations, making them suitable for super-resolution microscopy (SRM). Exemplary SRM on living trypanosomes illustrated that the hydrogels efficiently immobilized the cells on the nanometer lever. Furthermore, the plasma membrane organization was studied in living trypanosomes. A statistical analysis of a tracer molecule inside the inner leaflet of the plasma membrane revealed that specific membrane domains exist, in which the tracer appeared accumulated or diluted. It was suggested that this distribution was caused by the interaction with proteins of the underlying cytoskeleton. In conclusion, SMFM has been successfully introduced as a tool in the field of trypanosome research. Measurements in model membranes facilitated systematic studies of VSG dynamics on the single-molecule level. The implementation of hydrogel immobilization allowed for the study of static structures and dynamic processes with high spatial and temporal resolution in living, embedded trypanosomes for the first time.

University, Diss., 2007--Giessen.

Heidelberg, Univ., Diss., 2006.

Universiẗat, Diss.--München, 1995.

München, Techn. Univ., Diss., 2000.

Darmstadt, Techn. Univ., Diss., 2004. / Dateien im PDF-Format

University, Diss., 2005--Bielefeld.

Fluorescence microscopy has become one of the most important techniques for the imaging of biological cells and tissue, since the technique allows for selective labeling with fluorescent molecules and is highly suitable for low-light applications down to the single molecule regime. The methodological requirements are well-defined for studying membrane receptors within a highly localized nanometer-thin membrane. For example, G-protein-coupled receptors (GPCRs) are an extensively studied class of membrane receptors that represent one of the most important pharmaceutical targets. Ligand binding and GPCR activation dynamics are suspected to take place at the millisecond scale and may even be far faster. Thus, techniques that are fast, selective, and live-cell compatible are required to monitor GPCR dynamics. Fluorescence resonance energy transfer (FRET) and total internal reflection fluorescence microscopy (TIRF-M) are methods of choice to monitor the dynamics of GPCRs selectively within the cell membrane. Despite the remarkable success of these modalities, there are limitations. Most importantly, inhomogeneous illumination can induce imaging artifacts, rendering spectroscopic evaluation difficult. Background signal due to scattering processes or imperfect labeling can hamper the signal-to-noise, thus limiting image contrast and acquisition speed. Careful consideration of the internal physiology is required for FRET sensor design, so that ligand binding and cell compatibility are well-preserved despite the fluorescence labeling procedures. This limitation of labeling positions leads to very low signal changes in FRET-based GPCR analysis. In addition, microscopy of these systems becomes even more challenging in single molecule or low-light applications where the accuracy and temporal resolution may become dramatically low. Fluorescent labels should therefore be brighter, protected from photobleaching, and as small as possible to avoid interference with the binding kinetics. The development of new fluorescent molecules and labeling methods is an ongoing process. However, a complete characterization of new labels and sensors takes time. So far, the perfect dye system for GPCR studies has not been found, even though there is high demand. Thus, this thesis explores and applies a different approach based on improved illumination schemes for TIRF-M as well as metal-coated coverslips to enhance fluorescence and FRET efficiency. First, it is demonstrated that a 360° illumination scheme reduces typical TIRF artifacts and produces a much more homogenously illuminated field of view. Second, membrane imaging and FRET spectroscopy are improved by metal coatings that are used to modulate the fluorescent properties of common fluorescent dyes. Computer simulation methods are used to understand the underlying photophysics and to design the coatings. Third, this thesis explores the operational regime and limitations of plasmonic approaches with high sectioning capabilities. The findings are summarized by three publications that are presented in the results section of this work. In addition, the theory of fluorescence and FRET is explained, with particular attention to its emission modulations in the vicinity of metal-dielectric layers. Details of the instrumentation, computer simulations, and cell culture are described in the method section. The work concludes with a discussion of the findings within the framework of recent technological developments as well as perspectives and suggestions for future approaches complete the presented work. / Die Fluoreszenzmikroskopie ist zu einer der wichtigsten Techniken für die Bildgebung biologischer Zellen und Gewebe geworden, da die Technik eine selektive Markierung mit fluoreszierenden Molekülen ermöglicht und sich hervorragend für Anwendungen bei schwachem Licht bis hin zum Einzelmolekül-Regime eignet. Die methodischen Anforderungen sind gut definiert, um Membranrezeptoren innerhalb einer stark lokalisierten nanometerdünnen Membran zu untersuchen. Zum Beispiel sind G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs) eine ausführlich untersuchte Klasse von Membranrezeptoren, weil diese wichtige pharmazeutische Ziele darstellen. Es wird vermutet, dass die Ligandenbindungs- und GPCR-Aktivierungsdynamiken im Millisekundenbereich stattfinden und sogar viel schneller sein können. Daher sind Techniken erforderlich, die schnell, selektiv und lebend-Zell kompatibel sind, um die GPCR-Dynamik zu aufzunehmen. Fluoreszenzresonanzenergietransfer (FRET) und internale Totalreflexions-Fluoreszenzmikroskopie (TIRF-M) sind Methoden der Wahl, um die Dynamik von GPCRs selektiv innerhalb der Zellmembran zu untersuchen. Trotz des bemerkenswerten Erfolgs dieser Modalitäten gibt es Einschränkungen. Am wichtigsten ist, dass eine inhomogene Beleuchtung Artefakte erzeugen kann, welche die spektroskopische Auswertung erschweren. Hintergrundsignale aufgrund von Streuprozessen oder unvollständiger Markierung können das Signal-Rausch-Verhältnis beeinträchtigen und somit den Bildkontrast und die Erfassungsgeschwindigkeit begrenzen. Eine sorgfältige Berücksichtigung der internen Physiologie ist für das Design der FRET-Sensoren ist erforderlich, so dass die Ligandenbindung und die Zellkompatibilität trotz der Fluoreszenzmarkierungsverfahren nicht gestört werden. Diese Einschränkung der Markierungspositionen führt zu sehr geringen Signalkontrast in der FRET-basierten GPCR-Analyse. Darüber hinaus wird die Mikroskopie dieser Systeme bei Einzelmolekül- oder Schwachlichtanwendungen, bei denen die Genauigkeit und die zeitliche Auflösung dramatisch niedrig werden können, noch schwieriger. Fluoreszierende Marker sollten daher heller, vor Photobleichung geschützt und so klein wie möglich sein, um Störungen mit der Rezeptorkinetik zu vermeiden. Die Entwicklung neuer fluoreszierender Moleküle und Markierungsmethoden ist ein fortlaufender Prozess. Eine vollständige Charakterisierung neuer Marker und Sensoren benötigt jedoch Zeit. Bis jetzt wurde das perfekte Farbstoffsystem für GPCR-Studien noch nicht gefunden, auch wenn es eine hohe Nachfrage dafür gibt. Daher wird ein anderer Ansatz auf der Grundlage verbesserter Beleuchtungsschemata für TIRF-M sowie metallbeschichtete Deckgläser zur Verbesserung der Fluoreszenz- und FRET-Effizienz untersucht. Zunächst wird gezeigt, dass ein 360 ° Beleuchtung typische TIRF-Artefakte reduziert und ein wesentlich homogeneres Bildausleuchtung erzeugt. Zweitens wurde durch die Modulation der Fluoreszenzeigenschaften gängiger Fluoreszenzfarbstoffe die Membranbildgebung und FRET-Spektroskopie verbessert. Computersimulationsmethoden werden verwendet, um die zugrundeliegende Photophysik zu verstehen und zielgerichtet Beschichtungen zu entwerfen. Drittens wurden das operationelle Regime und die Grenzen von plasmonischen Ansätzen mit noch höheren Signalselektiverung untersucht. Die Ergebnisse sind in drei Publikationen zusammengefasst, die im Ergebnisteil dieser Arbeit vorgestellt werden. Darüber hinaus wird die Theorie der Fluoreszenz und des FRET unter besonderer Berücksichtigung ihrer Emissionsmodulationen in der Nähe von Metall-Dielektrikum-Schichten erläutert. Details der Instrumentierung, Computersimulationen und Zellkultur werden im Abschnitt Methoden beschrieben. Die Arbeit schließt mit einer Diskussion der Ergebnisse im Rahmen der jüngsten technologischen Entwicklungen sowie mit Perspektiven und Vorschlägen für zukünftige Ansätze, die die vorliegende Arbeit abrunden.

The present thesis concerns the molecular imaging of opioid receptors and human butyrylcholinesterase with the aid of tailored probes, which are suitable for the respective applied imaging techniques. The first part focusses on imaging of opioid receptors with selective probes using total internal reflection- and single molecule fluorescence microscopy. Design and synthesis of the ligands are presented and their pharmacological characterization and application in microscopy experiments are shown. The second part of this thesis focused on the development of 18F-labeled, selective radiotracers for imaging of butyrylcholinesterase via positron emission tomography. The design and synthesis of each a reversible and pseudoirreversible 18F-labeled tracer are presented. After evaluation of the binding properties of each tracer, their initial application in ex vivo autoradiography- and preliminary in vivo microPET studies is described and analyzed. / Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich mit der molekularen Bildgebung von Opioidrezeptoren und der humanen Butyrylcholinesterase mithilfe von maßgeschneiderten Verbindungen, die jeweils optimal geeignet für die angewendeten Bildgebungstechniken sind. Der erste Teil behandelt die Bildgebung von Opioidrezeptoren durch selektive Liganden mittels interner Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie- und Einzelmolekül-Mikroskopie. Design und Synthese der Liganden werden beschrieben und ihre pharmakologische Charakterisierung und Anwendung in Mikroskopieexperimenten werden gezeigt. Der zweite Teil der Arbeit beschäftigt sich mit der Entwicklung von 18F-markierten, selektiven Radiotracern für die Bildgebung der Butyrylcholinesterase mittels Positronen-Emissions-Tomographie. Das Design und die Synthese jeweils eines reversiblen und pseudo-irreversiblen, 18F-markierten Tracers werden beschrieben. Nach der Bewertung der Bindungseigenschaften beider Tracer am Enzym, wird ihre erste Anwendung in ex vivo Autoradiographie- und vorläufigen in vivo microPET Studien beschrieben und ausgewertet.