Les microorganismes photosynthétiques suscitent un intérêt biotechnologique grandissant pour la production de dihydrogène (H₂) à partir d'eau et d'énergie solaire en préservant l'eau douce et les terres cultivables sans ajout d'engrais. La cyanobactérie modèle Synechocystis PCC 6803 est capable de produire du H₂ de manière faible et transitoire grâce à une hydrogénase [NiFe] bidirectionnelle Hox. Cette enzyme possède 5 sous-unités protéiques (HoxEFUYH) qui catalysent la réaction réversible : 2H⁺ + 2e⁻ ↔ H₂. Le site actif [NiFe] de cette enzyme est assemblé par un complexe de six protéines HypABCDEF. L’hydrogénase est ensuite maturée par une protéase HoxW qui clive la sous-unité HoxH et active le site catalytique [NiFe]. L’ingénierie de cyanobactéries pour la photoproduction biologique d’H₂ passe par une meilleure compréhension du rôle de l'hydrogénase dans le métabolisme cyanobactérien. Au cours de ma thèse, j’ai construit et analysé 7 mutants sophistiqués de Synechocystis permettant la surexpression simultanée (constitutive ou régulée par la température de croissance) des gènes hoxEFUYHW et hypABCDEF. On a ainsi montré que la surproduction simultanée des protéines HoxEFUYHW et HypABCDEF combinée à une augmentation de la disponibilité de nickel dans le milieu conduit à une augmentation de l’activité hydrogénase d’un facteur 20. D’autre part, un mutant dépourvu de l'opéron hoxEFUYH a permis également de montrer que l'hydrogénase n'est pas indispensable à la croissance dans les conditions photoautotrophiques standard. La comparaison des phénotypes des divers mutants construits durant ce travail a permis également de montrer pour la première fois que l’hydrogénase joue un rôle dans la défense cellulaire contre le stress oxydant induit par le H₂O₂, par la présence de glucose ou de glycérol dans le milieu de culture. Par ailleurs, j'ai participé à la caractérisation d'un nouveau régulateur de l'expression de l’hydrogénase. Ce facteur de transcription (AbrB2) qui réprime l’opéron hoxEFUYH est impliqué dans la tolérance au stress induit par le diamide ou le nickel. Un contrôle redox de l'activité de ce régulateur par une modification post-traductionnelle de glutathionylation a été mise en évidence pour la première fois chez les cyanobactéries. L'ensemble de ces résultats démontre que l’on doit combiner plusieurs stratégies génétiques et physiologiques pour augmenter fortement la production d’hydrogène chez Synechocystis, et que nos mutants sont des outils très importants vers cet objectif. / Photosynthetic organisms are attractive organisms for hydrogen production using water and solar energy, while preserving fresh water and arable soils without adding fertilizers. The model cyanobacterium Synechocystis PCC 6803 produces small and transitory amounts of H₂ thanks to its bidirectional [NiFe] hydrogenase Hox. The Hox complex with its 5 protein subunits (HoxEFUYH) catalyzes the reversible reaction 2H⁺ + 2e⁻ ↔ H₂. The [NiFe] catalytic site of the Hox enzyme is assembled using a six-subunits HypABCDEF complex and matured by the HoxW protease that cleaves HoxH and activates its [NiFe]-containing center. Engineering cyanobacteria for hydrogen production relies on a better understanding of the role of hydrogenase in the cyanobacterium metabolism. During my PhD, I have constructed and analyzed 7 sophisticated mutants of Synechocystis, allowing the simultaneous over-expression (constitutive or regulated by the growth temperature) of the hoxEFUYH and hypABCDEF genes. We demonstrated that the simultaneous over-production of the HoxEFUYH and HypABCDEF proteins, combined to an increase in nickel availability led to an approximately 20-fold increase of the active hydrogenase level. Moreover, using a deleted hox-operon mutant we showed that hydrogenase is dispensable in standard phototrophic growth conditions. Comparing the phenotypes of different mutants constructed in this study enables us to demonstrate for the first time that the hydrogenase operates in cell protection against oxidative stress (H₂O₂) and sugar stress (glucose or glycerol). Besides, I have also participated to the characterization of a new regulator (AbrB2) of the expression of the hydrogenase. This transcription factor represses the hoxEFUYH operon and is involved in the tolerance to stress induced by diamide or nickel. For the first time in cyanobacteria, a redox control of the activity of this regulator by a post-translational gluthathionylation was identified. Collectively, our findings showed that several genetic and physiological strategies should be combined in a single strain to strongly increase hydrogen production in Synechocystis. Meanwhile the presently constructed mutants proved to be very powerful tools to achieve this goal.

Les fructose-1,6-bisphosphate aldolases (FBPA) sont des enzymes glycolytiques (EC 4.1.2.13) qui catalysent la transformation réversible du fructose-1,6-bisphosphate (FBP) en deux trioses-phosphates, le glycéraldéhyde-3-phosphate (G3P) et le dihydroxyacétone phosphate (DHAP). Il existe deux classes de FBPA qui diffèrent au niveau de leur mécanisme catalytique. Les classes I passent par la formation d’un intermédiaire covalent de type iminium alors que les classes II, métallodépendantes, utilisent généralement un zinc catalytique. Contrairement au mécanisme des classes I qui a été très étudié, de nombreuses interrogations subsistent au sujet de celui des classes II. Nous avons donc entrepris une analyse détaillée de leur mécanisme réactionnel en nous basant principalement sur la résolution de structures cristallographiques. De nombreux complexes à haute résolution furent obtenus et ont permis de détailler le rôle de plusieurs résidus du site actif de l’enzyme. Nous avons ainsi corrigé l’identification du résidu responsable de l’abstraction du proton de l’O4 du FBP, une étape cruciale du mécanisme. Ce rôle, faussement attribué à l’Asp82 (chez Helicobacter pylori), est en fait rempli par l’His180, un des résidus coordonant le zinc. L’Asp82 n’en demeure pas moins essentiel car il oriente, active et stabilise les substrats. Enfin, notre étude met en évidence le caractère dynamique de notre enzyme dont la catalyse nécessite la relocalisation du zinc et de nombreux résidus. La dynamique de la protéine ne permet pas d’étudier tous les aspects du mécanisme uniquement par l’approche cristallographique. En particulier, le résidu effectuant le transfert stéréospécifique du proton pro(S) sur le carbone 3 (C3) du DHAP est situé sur une boucle qui n’est visible dans aucune de nos structures. Nous avons donc développé un protocole de dynamique moléculaire afin d’étudier sa dynamique. Validé par l’étude d’inhibiteurs de la classe I, l’application de notre protocole aux FBPA de classe II a confirmé l’identification du résidu responsable de cette abstraction chez Escherichia coli (Glu182) mais pointe vers un résidu diffèrent chez H. pylori (Glu149 au lieu de Glu142). Nos validations expérimentales confirment ces observations et seront consolidées dans le futur. Les FBPA de classe II sont absentes du protéome humain mais sont retrouvées chez de nombreux pathogènes, pouvant même s'y révéler essentielles. Elles apparaissent donc comme étant une cible idéale pour le développement de nouveaux agents anti-microbiens. L’obtention de nouveaux analogues des substrats pour ces enzymes a donc un double intérêt, obtenir de nouveaux outils d’étude du mécanisme mais aussi développer des molécules à visée pharmacologique. En collaboration avec un groupe de chimistes, nous avons optimisé le seul inhibiteur connu des FBPA de classe II. Les composés obtenus, à la fois plus spécifiques et plus puissants, permettent d’envisager une utilisation pharmacologique. En somme, c’est par l’utilisation de techniques complémentaires que de nouveaux détails moléculaires de la catalyse des FBPA de classe II ont pu être étudiés. Ces techniques permettront d’approfondir la compréhension fine du mécanisme catalytique de l’enzyme et offrent aussi de nouvelles perspectives thérapeutiques. / Fructose-1,6-bisphosphate aldolases (FBPA) are glycolytic enzymes (EC 4.1.2.13) that catalyze the reversible cleavage of fructose-1,6-bisphosphate (FBP) into the triose phosphates, glyceraldehyde-3-phosphate (G3P) and dihydroxyacetone phosphate (DHAP). There are two classes of FBPAs that differ at the level of their mechanism. Class I FBPAs form a covalent iminium intermediate whereas class II FBPAs, being metalloenzymes, generally use a catalytic zinc in their reaction mechanism. In contrast to the mechanism of the class I FBPAs, which has been thoroughly studied, there are several unresolved inquiries as to the mechanism of class II FBPAs. We have therefore pursued a detailed analysis of the reaction mechanism using as a primary tool the elucidation of crystallographic structures. Several high resolution complexes have been resolved and have provided critical evidence to help us suggest the implication and role of several key residues in the active site. Consequently, we have correctly identified the residue which is responsible for the abstraction of the O4 proton from FBP, a vital step in the reaction mechanism. The residue responsible for this abstraction, which had incorrectly been assigned to Asp82 (in Helicobacter pylori), has been appropriately consigned to His180, a residue which is involved in coordinating the zinc molecule. Nevertheless, Asp82 remains an important residue as it orients, activates and stabilizes substrates. Finally, our study brings to evidence the dynamic character of our enzyme in which catalysis entails the relocalization of the catalytic zinc and several residues. The complexity of this reaction, notably one of the proton exchanges in the mechanism, could not be resolved solely by crystallographic means. In fact, the residue responsible for the stereospecific transfer of the pro(S) proton on carbon 3 (C3) of DHAP is situated on a loop that was not resolved in any of our structures. We therefore developed a molecular dynamics approach to study this intricate movement. After preliminary validation by inhibitor studies with class I FBPAs, the protocol was applied to class II FBPAs and several remarkable observations emerged: the residue responsible for this abstraction in Escherichia coli is Glu182 whereas a different residue, Glu149 (instead of Glu142) appears to assume this role in H. pylori. Our preliminary validations have confirmed this observation and shall be further consolidated in the future. Class II FBP aldolases, although absent from the human proteome, are prevalently found in several pathogens, and have further been found to be essential to a number of these organisms. As such, they are ideal targets for the development of novel anti-microbial agents. Developing new analogues of the cognate substrates of these enzymes is therefore not only advantageous for mechanistic studies, but has endless pharmacological potential. In the context of a collaborative effort involving a group of chemists, a compound that initially had an inhibition constant in the millimolar range was optimized and produced a series of compounds that inhibit in the nanomolar range.

Les fructose-1,6-bisphosphate aldolases (FBPA) sont des enzymes glycolytiques (EC 4.1.2.13) qui catalysent la transformation réversible du fructose-1,6-bisphosphate (FBP) en deux trioses-phosphates, le glycéraldéhyde-3-phosphate (G3P) et le dihydroxyacétone phosphate (DHAP). Il existe deux classes de FBPA qui diffèrent au niveau de leur mécanisme catalytique. Les classes I passent par la formation d’un intermédiaire covalent de type iminium alors que les classes II, métallodépendantes, utilisent généralement un zinc catalytique. Contrairement au mécanisme des classes I qui a été très étudié, de nombreuses interrogations subsistent au sujet de celui des classes II. Nous avons donc entrepris une analyse détaillée de leur mécanisme réactionnel en nous basant principalement sur la résolution de structures cristallographiques. De nombreux complexes à haute résolution furent obtenus et ont permis de détailler le rôle de plusieurs résidus du site actif de l’enzyme. Nous avons ainsi corrigé l’identification du résidu responsable de l’abstraction du proton de l’O4 du FBP, une étape cruciale du mécanisme. Ce rôle, faussement attribué à l’Asp82 (chez Helicobacter pylori), est en fait rempli par l’His180, un des résidus coordonant le zinc. L’Asp82 n’en demeure pas moins essentiel car il oriente, active et stabilise les substrats. Enfin, notre étude met en évidence le caractère dynamique de notre enzyme dont la catalyse nécessite la relocalisation du zinc et de nombreux résidus. La dynamique de la protéine ne permet pas d’étudier tous les aspects du mécanisme uniquement par l’approche cristallographique. En particulier, le résidu effectuant le transfert stéréospécifique du proton pro(S) sur le carbone 3 (C3) du DHAP est situé sur une boucle qui n’est visible dans aucune de nos structures. Nous avons donc développé un protocole de dynamique moléculaire afin d’étudier sa dynamique. Validé par l’étude d’inhibiteurs de la classe I, l’application de notre protocole aux FBPA de classe II a confirmé l’identification du résidu responsable de cette abstraction chez Escherichia coli (Glu182) mais pointe vers un résidu diffèrent chez H. pylori (Glu149 au lieu de Glu142). Nos validations expérimentales confirment ces observations et seront consolidées dans le futur. Les FBPA de classe II sont absentes du protéome humain mais sont retrouvées chez de nombreux pathogènes, pouvant même s'y révéler essentielles. Elles apparaissent donc comme étant une cible idéale pour le développement de nouveaux agents anti-microbiens. L’obtention de nouveaux analogues des substrats pour ces enzymes a donc un double intérêt, obtenir de nouveaux outils d’étude du mécanisme mais aussi développer des molécules à visée pharmacologique. En collaboration avec un groupe de chimistes, nous avons optimisé le seul inhibiteur connu des FBPA de classe II. Les composés obtenus, à la fois plus spécifiques et plus puissants, permettent d’envisager une utilisation pharmacologique. En somme, c’est par l’utilisation de techniques complémentaires que de nouveaux détails moléculaires de la catalyse des FBPA de classe II ont pu être étudiés. Ces techniques permettront d’approfondir la compréhension fine du mécanisme catalytique de l’enzyme et offrent aussi de nouvelles perspectives thérapeutiques. / Fructose-1,6-bisphosphate aldolases (FBPA) are glycolytic enzymes (EC 4.1.2.13) that catalyze the reversible cleavage of fructose-1,6-bisphosphate (FBP) into the triose phosphates, glyceraldehyde-3-phosphate (G3P) and dihydroxyacetone phosphate (DHAP). There are two classes of FBPAs that differ at the level of their mechanism. Class I FBPAs form a covalent iminium intermediate whereas class II FBPAs, being metalloenzymes, generally use a catalytic zinc in their reaction mechanism. In contrast to the mechanism of the class I FBPAs, which has been thoroughly studied, there are several unresolved inquiries as to the mechanism of class II FBPAs. We have therefore pursued a detailed analysis of the reaction mechanism using as a primary tool the elucidation of crystallographic structures. Several high resolution complexes have been resolved and have provided critical evidence to help us suggest the implication and role of several key residues in the active site. Consequently, we have correctly identified the residue which is responsible for the abstraction of the O4 proton from FBP, a vital step in the reaction mechanism. The residue responsible for this abstraction, which had incorrectly been assigned to Asp82 (in Helicobacter pylori), has been appropriately consigned to His180, a residue which is involved in coordinating the zinc molecule. Nevertheless, Asp82 remains an important residue as it orients, activates and stabilizes substrates. Finally, our study brings to evidence the dynamic character of our enzyme in which catalysis entails the relocalization of the catalytic zinc and several residues. The complexity of this reaction, notably one of the proton exchanges in the mechanism, could not be resolved solely by crystallographic means. In fact, the residue responsible for the stereospecific transfer of the pro(S) proton on carbon 3 (C3) of DHAP is situated on a loop that was not resolved in any of our structures. We therefore developed a molecular dynamics approach to study this intricate movement. After preliminary validation by inhibitor studies with class I FBPAs, the protocol was applied to class II FBPAs and several remarkable observations emerged: the residue responsible for this abstraction in Escherichia coli is Glu182 whereas a different residue, Glu149 (instead of Glu142) appears to assume this role in H. pylori. Our preliminary validations have confirmed this observation and shall be further consolidated in the future. Class II FBP aldolases, although absent from the human proteome, are prevalently found in several pathogens, and have further been found to be essential to a number of these organisms. As such, they are ideal targets for the development of novel anti-microbial agents. Developing new analogues of the cognate substrates of these enzymes is therefore not only advantageous for mechanistic studies, but has endless pharmacological potential. In the context of a collaborative effort involving a group of chemists, a compound that initially had an inhibition constant in the millimolar range was optimized and produced a series of compounds that inhibit in the nanomolar range.