Rot- und Braunalgen gelten als Indikatorarten für die Gewässergüte. Durch die Abnahme vorrangig der saprobiellen Belastung der Gewässer in Sachsen nach 1990 hat sich ihre Bestandssituation allgemein verbessert. Dennoch sind fast drei Viertel der 17 in Sachsen vorkommenden Rot- und Braunalgenarten als ausgestorben oder gefährdet einzuschätzen. Die Rote Liste enthält eine Checkliste, Verbreitungskarten und gibt einen Überblick über die Gefährdungssituation der einzelnen Arten.

Algen stellen einen wesentlichen Teil der Biodiversität unserer Ökosysteme dar. Über die Ansprüche der Arten schließen Algologen auf den Zustand der Umwelt, insbesondere auf die Gewässergüte. Dies setzt spezifische Kenntnisse voraus. Die Autoren haben Vorkommen, Häufigkeit und Autökologie der Algen für das Gebiet des heutigen Freistaates Sachsen zusammengetragen. Sie dokumentieren damit die Forschung auf diesem Gebiet. Angaben zur Taxonomie dienen der eindeutigen Bestimmung und Datenhaltung künftiger Untersuchungen. Die Artenliste der Algen Sachsens liefert mit 3098 nachgewiesenen Taxa eine einheitliche Arbeitsgrundlage für alle mit dieser Organismengruppe Beschäftigten. Redaktionsschluss: 29.04.2022

Seventeen bacterial strains were isolated from 9 marine mud samples from the inshore environments of the East Sea. Four bacterial strains showed an inhibition against all tested microorganisms Staphylococcus aureus ATCC10832, Escherichia coli JM109, and Fusarium oxysporum. 16S rRNA sequences of four bacterial strains were obtained by PCR using specific primers. PCR products were cloned into E. coli DH5a using pJET1.2 blunt vector. The recombinant plasmids were sequenced and the lengths of these 16S rRNA sequences were ~930bp. The 16S rRNA sequence from the four bacterial DB1.2, DB1.2.3, DB4.2 and DB5.2 strain showed a high identity of 97 to 99% with the 16S rRNA sequence from Photobacterium sp., Oceanisphaera sp., Shigella sp., Stenotrophomonas sp, respectively. / Mười bảy chủng vi khuẩn đã được phân lập từ 9 mẫu bùn biển từ các vùng ven bờ biển Việt Nam. Bốn chủng vi khuẩn được ghi nhận có khả năng ức chế mạnh sự sinh trưởng và phát triển của các chủng vi khuẩn Staphylococcus aureus ATCC10832, Escherichia coli JM109, và thậm chí cả nấm Fusarium oxysporum. Trình tự gene 16S rRNA của bốn chủng vi khuẩn này đã được khuếch đại bằng PCR sử dụng cặp mồi đặc hiệu. Sản phẩm PCR được nối ghép vào vector pJET1.2 blunt sử dụng T4 ligase, hình thành plasmid tái tổ hợp và biến nạp vào E. coli DH5α. Khuẩn lạc có plasmid mang phân đoạn DNA chèn được nuôi cấy và tách plasmid. Trình tự 16S rRNA từ 4 chủng DB1.2, DB1.2.3, DB4.2 and DB5.2 chỉ ra có sự tương đồng 97 ÷ 99% so với trình tự 16S rRNA tương ứng của các chủng vi sinh vật biển trên ngân hàng gene thế giới là Photobacterium sp., Oceanisphaera sp., Shigella sp., và Stenotrophomonas sp.

A PHA producing bacterium (strain QN271) was selected from mangrove soil samples collected from Quang Ninh province by using the Nile red dying technique. PHA accumulation in the selected bacterium strain was confirmed by transmission electron microscope. With the exception of maltose or sucrose, the bacterium strain was found to be able to synthesize PHA from various carbon sources (glucose, xylose, fructose, glycerol, and glucose plus propionate). The strain accumulated poly(3-hydroxybutyrate) from glucose, fructose, xylose, and glycerol whereas poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalarate) was produced when a combination of glucose and propionate was included in the culture medium. Fructose was found to be most suitable substrate for PHA synthesis by strain QN271. PHA content of 63.3% and CDW of 6 g/L were obtained after 32 hrs of cultivation in fructose medium. / Chủng vi khuẩn có khả năng sinh tổng hợp PHA đã được phân lập từ đất rừng ngập mặn tỉnh Quảng Ninh nhờ kỹ thuật nhuộm với Nile red. Ảnh quan sát dưới kính hiển vi điện tử dẫn truyền chứng tỏ rằng chủng vi khuẩn này có khả năng tích lũy lượng lớn PHA trong tế bào. Chủng vi khuẩn tuyển chọn có khả năng sinh tổng hợp PHA từ nhiều nguồn các bon khác nhau như glucose, xylose, fructose, glucerol, glucose và propionate nhưng không có khả năng tổng hợp PHA từ maltose hoặc saccharose. Chủng vi khuẩn tuyển chọn tổng hợp poly (3-hydroxybutyrate) từ các nguồn các-bon như glucose, xylose, fructose, hay glycerol, trong khi đó poly (3-hydroxybutyrateco- 3-hydroxyvalarate) sẽ được tổng hợp khi phối hợp sử dụng hai nguồn các-bon (glucose và propionate). Fructose là nguồn các-bon tốt nhất cho chủng QN271 sinh tổng hợp PHA, khi nuôi cấy trong môi trường có fructose chủng vi khuẩn này có thể tạo ra lượng sinh khối là 6 g/L trong đó có chứa 63.3% PHA sau 32 giờ.

Succinat und ihre Derivate werden in vielfältiger Weise in den Bereichen Tenside, Lebensmittel, Pharmazeutika und Polymere angewendet. Aufgrund der derzeit kostenintensiven petrochemischen Synthese ist die aerobe nicht-konventionelle Hefe Yarrowia (Y.) lipolytica für die biotechnologische Succinatsynthese von großem Interesse. In der vorliegenden Arbeit wurde das Potential dieser Hefe für eine industrielle Succinatproduktion unter Betrachtung des Einflusses der enzymatischen Aktivitäten von Succinyl-CoA Synthetase und Pyruvat-Carboxylase auf die Succinatsynthese untersucht. Es wurde eine Steigerung der Succinatausbeute um 40 % durch die Erhöhung der Pyruvat-Carboxylase Aktivität um den Faktor 7-8 gemeinsam mit der Deletion des Gens der β Untereinheit der Succinyl-CoA Synthetase im genetisch veränderten Y. lipolytica Stamm H222-AK10 (mcPYC Δscs2) erzielt. Unter Verwendung von Glycerol als C-Quelle wurde eine Erhöhung der Succinatbildung der Transformande H222 AK10 im Vergleich zum Wildtyp von 5,1 ± 0,7 g/l auf 8,7 ± 1,6 g/l nachgewiesen. Die Raum-Zeit-Ausbeute dieses Hefestammes verdoppelte sich von 11,9 ± 1,3 mg/l*h auf 21,9 ± 2,5 mg/l*h. Eine Erhöhung der Sekretion organischer Säuren gelang hingegen nicht durch den alleinigen Verlust der Succinyl-CoA Synthetase Aktivität in den Stämmen H222-AK4 (scs1::URA3), H222-AK8 (scs2:.URA3) und H222-AK9 (scs1::URA3 Δscs2) oder durch die alleinige Aktivitätserhöhung der Pyruvat-Carboxylase in H222-AK1 (mcPYC). Des Weiteren wurde ein Y. lipolytica Stamm erzeugt, der durch die Überexpression der für die Succinyl-CoA Synthetase kodierenden Gene SCS1 und SCS2 charakterisiert ist. Die Transformande H222 AK2 (mcSCS1 mcSCS2) bildete unter den gleichen Kultivierungsbedingungen durchschnittlich 2 g/l weniger Succinat als der Wildtyp (5,1 ± 0,7 g/l). Auch die zusätzliche Erhöhung der Pyruvat-Carboxylase Aktivität um den Faktor 4 in der Transformande H222 AK3 (mcPYC mcSCS1 mcSCS2) konnte den negativen Effekt der erhöhten Gen-Dosen von SCS1 und SCS2 auf die Succinatsynthese nicht aufheben. Dementsprechend wurden für H222-AK3 eine Succinatausbeute von 3,1 ± 0,3 g/l bestimmt.:Inhaltsverzeichnis Abbildungsverzeichnis VI Tabellenverzeichnis IX Abkürzungsverzeichnis XI 1. Einleitung 1 1.1. Bernsteinsäure, Succinat 1 1.2. Succinat als Zwischenprodukt des Tricarbonsäurezyklus 3 1.2.1. Die Enzyme des TCC in Saccharomyces cerevisiae 5 1.2.2. Succinatbildung im TCC durch die Succinyl-CoA Synthetase 6 1.2.3. Pyruvat-Carboxylase 7 1.3. Succinat als Endprodukt des Glyoxylatzyklus 9 1.4. Biotechnologische Herstellung von Succinat 10 1.4.1. Succinatproduktion mit Actinobacillus succinogenes und Anaerobiospirillum succiniproducens 11 1.4.2. Succinatproduktion mit Corynebacterium glutamicum 12 1.4.3. Succinatproduktion mit Escherichia coli 12 1.4.4. Yarrowia lipolytica als potentieller Succinatproduzent 15 1.5. Yarrowia lipolytica 15 1.6. Zielstellung 18 2. Material und Methoden 20 2.1. Geräte 20 2.2. Chemikalien, Biochemikalien und Nukleinsäuren 21 2.2.1. Feinchemikalien 21 2.2.2. Enzyme 22 2.2.3. Verbrauchsmaterialien und Kitsysteme 23 2.3. Verwendete Plasmide 23 2.4. Konstruierte Plasmide 24 2.5. Oligonukleotide 25 2.6. Mikroorganismen 26 2.6.1. Escherichia coli 26 2.6.2. Yarrowia lipolytica 27 2.7. Kultivierung 27 2.7.1. Kultivierung von Escherichia coli 27 2.7.2. Kultivierung von Yarrowia lipolytica 28 2.8. Gentechnische Methoden 29 2.8.1. Genomische DNA-Isolierung 29 2.8.2. Agarose-Gelelektrophorese 29 2.8.3. Polymerase Kettenreaktion 30 2.8.4. Verdau der DNA mit Restriktionsendonukleasen 31 2.8.5. DNA-Aufreinigung 31 2.8.6. Plasmidisolierung aus Escherichia coli 31 2.8.7. Dephosphorylierung 31 2.8.8. Ligation 32 2.8.9. Transformation elektrokompetenter Escherichia coli Zellen 32 2.9. Plasmidkonstruktion 33 2.9.1. Konstruktion der Expressionskassette für die Überexpression des Pyruvat-Carboxylase kodierenden Gens 33 2.9.2. Konstruktion der Expressionskassetten für die Überexpression der Gene der α- und β-Untereinheit der Succinyl-CoA Synthetase 34 2.9.3. Konstruktion der Deletionskassette des für die α-Untereinheit der Succinyl-CoA Synthetase kodierenden Gens 35 2.9.4. Konstruktion der Deletionskassette des für die β-Untereinheit der Succinyl CoA Synthetase kodierenden Gens 36 2.9.5. Sequenzierung konstruierter Plasmide 36 2.10. Transformation von Yarrowia lipolytica Zellen 37 2.10.1. Transformation von Yarrowia lipolytica mittels der LiAc-Methode 37 2.10.1.1. Herstellung chemisch kompetenter Yarrowia lipolytica Zellen 37 2.10.1.2. Transformation chemisch kompetenter Hefezellen 37 2.10.2. Herstellung elektrokompetenter Yarrowia lipolytica Zellen 38 2.10.3. Elektrotransformation von Yarrowia lipolytica 38 2.11. Southern Blot 39 2.11.1. Transfer der DNA auf eine Nylonmembran 39 2.11.2. Sondenherstellung 39 2.11.3. Immunologische Detektion 40 2.11.4. Strippen der Southern Blot Membran 40 2.12. Biochemische Methoden 41 2.12.1. Ernte und Aufschluss der Hefezellen 41 2.12.2. Aktivitätsbestimmung der Citrat-Synthase 41 2.12.3. Aktivitätsbestimmung der Aconitase 41 2.12.4. Aktivitätsbestimmung der NADP-abhängige Isocitrat-Dehydrogenase 42 2.12.5. Aktivitätsbestimmung der NAD-abhängige Isocitrat-Dehydrogenase 42 2.12.6. Aktivitätsbestimmung der α-Ketoglutarat-Dehydrogenase 43 2.12.7. Aktivitätsbestimmung der Succinyl-CoA Synthetase 43 2.12.8. Enzymatische Mitochondrienpräparation 46 2.12.9. Aktivitätsbestimmung der Succinat-Dehydrogenase 47 2.12.10. Aktivitätsbestimmung der Fumarase 47 2.12.11. Aktivitätsbestimmung der Malat-Dehydrogenase 48 2.12.12. Aktivitätsbestimmung der Isocitrat-Lyase 48 2.12.13. Aktivitätsbestimmung der Pyruvat-Carboxylase 48 2.12.14. Proteinbestimmung 49 2.13. Mikroskopische Bestimmung der Zellmorphologie 49 2.14. Kultivierung 49 2.14.1. Bestimmung der optischen Dichte 50 2.14.2. Animpfen der Hauptkultur 50 2.14.3. Succinatproduktionsmedium 50 2.14.4. Kultivierung unter Thiaminlimitation 51 2.14.5. Kultivierung unter Stickstofflimitation 52 2.14.6. Bestimmung organischer Säuren mittels Ionenchromatographie 52 2.15. Bioinformatik 53 3. Ergebnisse 54 3.1. Überexpression des Pyruvat-Carboxylase kodierenden Gens 54 3.2. Überexpression der Succinyl-CoA Synthetase kodierenden Gene 58 3.2.1. Bestimmung der Succinyl-CoA Synthetase Enzymaktivität 61 3.2.2. Bestimmung der spezifischen Aktivität weiterer Enzyme 61 3.3. Überexpression der für die Pyruvat-Carboxylase und Succinyl-CoA Synthetase kodierenden Gene 63 3.3.1. Bestimmung der spezifischen Aktivitäten der Enzyme des TCC und der PYC sowie der ICL 66 3.4. Deletion der Succinyl-CoA Synthetase Gene 68 3.4.1. Bestimmung der Succinyl-CoA Synthetase Enzymaktivität 72 3.4.2. Bestimmung weiterer spezifischer Enzymaktivitäten 73 3.5. Überexpression des Gens der Pyruvat-Carboxylase gemeinsam mit der Deletion des Gens für die β Untereinheit der Succinyl-CoA Synthetase 74 3.5.1. Bestimmung der spezifischen Aktivitäten von Enzymen des TCC, sowie der PYC und ICL 76 3.6. Morphologische Veränderungen der Transformanden 78 3.7. Produktion organischer Säuren im Succinatproduktionsmedium 80 3.9.1 Bestimmung der PYC-, ICL- und SDH-Aktivitäten während der Kultivierung im Succinatproduktionsmedium 87 3.8. α-Ketoglutarat-, Pyruvat- und Fumaratproduktion unter Thiaminlimitation 90 3.9. Citrat- und Isocitratproduktion unter Stickstofflimitation 96 4. Diskussion 100 4.1. Auswahl einer geeigneten C-Quelle für die Succinatproduktion 101 4.2. Reduktion der Succinatproduktion von Yarrowia lipolytica 102 4.3. Genetische Veränderungen, für die kein Einfluss auf die Succinatproduktion von Yarrowia lipolytica nachgewiesen wurde 106 4.3.1. Überexpression des Pyruvat-Carboxylase kodierenden Gens 107 4.3.2. Deletion der Succinyl-CoA Synthetase Gene 108 4.4. Erhöhung der Succinatproduktion von Yarrowia lipolytica 112 4.5. Auswirkungen auf die Produktion anderer organischer Säuren 119 4.5.1. α-Ketoglutarat-, Pyruvat- und Fumaratproduktion unter Thiaminlimitation 119 4.5.2. Citrat- und Isocitratproduktion unter Stickstofflimitation 121 4.6. Morphologische Veränderungen 122 4.6.1. Koloniemorphologie 122 4.6.2. Zellmorphologie 124 Literaturverzeichnis 126

Der Actinomycet T. fusca KW3, isoliert aus Kompost, bildete während der Kultivierung im Mineralsalz-Spurenelement-Vitamin-Minimalmedium nach Zusatz von PET-Fasern eine 52 kDa Carboxylesterase (TfCa), welche effizient zyklische PET Trimere (CTR) hydrolysiert. Die TfCa besitzt einen pI von 4,8, eine Substratspezifität gegenüber kurzkettigen p-Nitrophenyl-Estern und wird durch Phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF) und Tosyl-L-Phenylalanin-Chloromethylketon (TPCK) in der Aktivität gehemmt. Die Carboxylesterase hydrolysiert kein Cutin oder Poly-ε-caprolacton (PCL). CTR hingegen wurden durch die TfCa mit einem Km von 0,5 mM und einer Vmax von 9,3 μmol/min/mg bei optimalen Bedingungen (60°C, pH 6) hydrolysiert. Das aktive Zentrum der Carboxylesterase besteht aus den Aminosäuren Ser185, Glu319 und His415, wobei das Serin in das katalytische Motiv G-E-S-A-G eingebettet ist. Während der Reaktion setzte die TfCa auch Hydrolyseprodukte aus PET-Fasern und -Filmen frei. Der Nachweis der Hydrolyse erfolgte durch Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie der Abbauprodukte und bei den PET-Filmen zusätzlich mittels Rasterelektronenmikroskopie. Dabei zeigte die Carboxylesterase verglichen mit anderen PET-Hydrolasen eine geringere Effizienz, was durch die Lage des aktiven Zentrums in einer Bindungstasche und der daraus folgenden schlechten Zugänglichkeit für polymere Substrate begründet werden kann. Bei der Hydrolyse der viel kleineren CTR war die TfCa deutlich effektiver, was auf eine höhere Spezifität gegenüber kurzkettigen PET Substraten hinweist.:Inhaltsverzeichnis 1 Einführung 1 1.1 Actinomyceten 1 1.1.1 Klassifizierung 1 1.1.2 Thermobifida (Thermomonospora) fusca 2 1.2 Biopolyester Cutin und Suberin 4 1.2.1 Bestandteile des Cutins 4 1.2.2 Bestandteile des Suberins 5 1.2.3 Struktur der Biopolymere 7 1.3 Hydrolasen 12 1.3.1 Struktur und katalytischer Mechanismus 12 1.3.2 Carboxylesterasen 16 1.3.3 Lipasen 19 1.3.4 Cutinasen 22 1.4 Polyethylenterephthalat 23 1.4.1 Konventionelle PET-Faserbehandlung 24 1.4.2 Charakterisierung von PET 26 1.4.3 Biofunktionalisierung von PET 30 1.4.4 PET-Hydrolasen 38 1.5 Zielsetzung 49 2 Material und Methoden 50 2.1 Materialien 50 2.1.1 Verwendete Mikroorganismen 50 2.1.2 Verwendete Enzyme 50 2.1.3 Größenstandards 51 2.1.3.1 Low Molecular Weight Marker (GE Healthcare) 51 2.1.3.2 Roti®-Mark Standard (Fa. Carl Roth GmbH) 51 2.1.3.3 SpectraTM Multicolor Broad range Protein Ladder (Fermentas) 51 2.1.3.4 PageRulerTM plus prestained protein ladder (Fermentas) 51 2.1.3.5 Kalibrierungskit für pI Bestimmung (pH 3-10, GE Healthcare) 52 2.1.3.6 Kalibrierungskit für die Größenausschlusschromatographie (LMW, GE Healthcare) 52 2.1.4 Chemikalien 53 2.1.5 Geräte und Materialien 55 VI 2.1.6 Software 58 2.1.7 Nährmedien 58 2.1.8 Suberin- und Cutin-Präparationen 60 2.1.9 PET-Substrate für die Abbauuntersuchungen 60 2.1.10 Puffer und Lösungen 60 2.2 Mikrobiologische Methoden 65 2.2.1 Stammhaltung und Kultivierung 65 2.2.2 Mikroskopische Untersuchungen 65 2.2.3 Trockengewichtsbestimmung 65 2.3 Proteinchemische Methoden 66 2.3.1 Proteinaufreinigung der Wildtyp TfCa 66 2.3.2 Proteinaufreinigung der rekombinanten TfCa, TfCut1 und TfCut2 67 2.4 Analytische Methoden 67 2.4.1 Esterase-Aktivitätsbestimmung 67 2.4.1.1 Bestimmung mittels Spektrophotometer 68 2.4.1.2 Bestimmung mittels Plattenleser 68 2.4.2 Cutinase-Aktivitätsbestimmung 68 2.4.3 PCL-Abbauuntersuchung 69 2.4.3.1 Bestimmung mittels Hofbildung 69 2.4.3.2 Bestimmung mittels Plattenleser 69 2.4.4 Quantitative Protein-Bestimmung nach Bradford (1976) 69 2.4.5 SDS Polyacrylamidgelelektrophorese (SDS-PAGE) 70 2.4.5.1 Esteraseaktivitäts-Färbung 70 2.4.5.2 Coomassie-Färbung 71 2.4.5.3 Silberfärbung der Proteine 71 2.4.6 Bestimmung des pI 71 2.4.7 Bestimmung der Molaren Masse 72 2.4.8 Bestimmung der Temperatur und pH-Wert Stabilität 72 2.4.9 Bestimmung der Stabilität gegenüber Inhibitoren 72 2.4.10 Bestimmung der kinetischen Konstanten für die Hydrolyse von p-NP Ester 72 2.4.11 Bestimmung der kinetische Konstanten für die Hydrolyse von CTR 73 2.4.12 Bestimmung optimaler Temperatur und pH-Wert für die Hydrolyse von CTR 73 2.4.13 N-terminale Sequenzierung 73 2.4.14 MALDI-TOF Sequenzierung 74 2.4.15 Abbaustudien 74 VII 2.4.16 Analytik der PET Abbauprodukte 75 2.4.17 Konzentrationabhängige CTR-Abbaustudien 75 2.5 Homologie-Modelling der TfCa und weitere PET-Hydrolasen 76 3 Ergebnisse und Diskussion 77 3.1 Screening nach PET-Hydrolasen aus T. fusca 77 3.1.1 Wachstum von T. fusca KW3 im Czapek-Medium 77 3.1.2 Wachstum von T. fusca KW3 im MSV-Medium 78 3.1.2.1 Esterasebildung mit verschiedenen synthetischen und natürlichen Polyestern 78 3.1.2.2 Esterasebildung mit einer Suberinpräparation 81 3.1.2.3 Esterasebildung mit PET-Fasern 83 3.1.3 Esterasebildung bei T. fusca KW3 DSM 6013, T. fusca DSM 43792 und DSM 43793 mit PET-Fasern und Diethylterephthalat 85 3.2 Charakterisierung der PET-Hydrolasen aus T. fusca KW3 95 3.2.1 Aufreinigung 95 3.2.1.1 Aufreinigung der TfCa 95 3.2.1.2 Aufreinigung der rekombinanten PET-Hydrolasen 105 3.2.2 pI der TfCa 113 3.2.3 Molare Masse der TfCa 113 3.2.4 Temperatur- und pH-Stabilität der TfCa 114 3.2.5 Wirkung von Inhibitoren auf die TfCa 117 3.2.6 Kinetik der Hydrolyse von verschiedenen Esterasesubstraten durch die TfCa 118 3.2.7 Optimale Temperatur und optimaler pH-Wert der CTR-Hydrolyse durch die TfCa 119 3.2.8 Cutinaseaktivität der TfCa 120 3.2.9 PCL-Abbau durch die TfCa 121 3.2.10 N-terminale Sequenz der TfCa 122 3.2.11 MALDI-TOF Sequenzierung der TfCa 123 3.2.12 Homologie-Modeling der TfCa und Vergleich der Struktur mit anderen Hydrolasen 126 3.2.13 Vergleich der TfCa mit bekannten PET-Hydrolasen 128 3.3 Hydrolyse von PET Substraten durch prokaryotische und eukaryotische Hydrolasen 138 3.3.1 Partielle Hydrolyse von APET-Filmen durch die PET-Hydrolasen 140 3.3.2 Partielle Hydrolyse von PET-Fasern durch die PET-Hydrolasen 148 3.3.3 Hydrolyse von PET-Trimeren durch die PET-Hydrolasen 151 4 Zusammenfassung 165 VIII 5 Literaturverzeichnis 166 6 Publikationen 181 7 Poster und Vorträge 182 8 Lebenslauf 183

Raman spectroscopy is a powerful analytical method that allows deposited and/or immobilized cells to be evaluated without complex sample preparation or labeling. However, a main limitation of Raman spectroscopy in cell analysis is the extremely weak Raman intensity that results in low signal to noise ratios. Therefore, it is important to seize any opportunity that increases the intensity of the Raman signal and to understand whether and how the signal enhancement changes with respect to the substrate used. Our experimental results show clear differences in the spectroscopic response from cells on different surfaces. This result is partly due to the difference in spatial distribution of electric field at the substrate/cell interface as shown by numerical simulations. We found that the substrate also changes the spatial location of maximum field enhancement around the cells. Moreover, beyond conventional flat surfaces, we introduce an efficient nanostructured silver substrate that largely enhances the Raman signal intensity from a single yeast cell. This work contributes to the field of vibrational spectroscopy analysis by providing a fresh look at the significance of the substrate for Raman investigations in cell research.