Einleitung Der Einsatz von Stammzellen als Grundlage neuer therapeutischer Strategien wird bereits seit über 25 Jahren intensiv erforscht. Stammzellen sind in der Lage, in verschiedene funktionale Zelltypen auszudifferenzieren und verfügen über ein enormes Proliferationspotential (NAM et al. 2015). Ausgehend von den Fähigkeiten von Stammzellen sehen Forscher und Kliniker erstmals eine realistische Möglichkeit, kurative Therapieoptionen für Erkrankungen zu entwickeln, die bisher als schwer behandelbar oder sogar unheilbar angesehen wurden. Davon könnten insbesondere Patienten chronisch-degenerativer neurologischer und zerebrovaskulärer Erkrankungen, einschließlich der großen Anzahl an Schlaganfallopfern, profitieren. Schlaganfälle repräsentieren eine der häufigsten Todesursachen in der westlichen Welt (LOPEZ et al. 2006). Ein Drittel der betroffenen Patienten verstirbt innerhalb eines Jahres, während etwa 40% von dauerhaften Behinderungen betroffen sind (MOZAFFARIAN et al. 2015). Trotz intensiver Forschung existieren neben der systemischen Thrombolyse, die auf einen engen Zeitraum von maximal 4,5 Stunden nach dem Akutereignis beschränkt ist, keine zugelassenen Therapieoptionen (HACKE et al. 2008, SAVER et al. 2009). Zelltherapeutische Strategien zur Behandlung des Schlaganfalls werden daher als besonders vielversprechend angesehen (ANDRES et al. 2011). Neben den bereits gesicherten Erkenntnissen zur stammzelltherapeutischen Sicherheit und Wirksamkeit aus Studien unter Einsatz gängiger Nagermodellen (BLISS et al. 2006, JOO et al. 2013) wird insbesondere die Überprüfung der Wirksamkeit an geeigneten Großtiermodellen gefordert, die die Situation des menschlichen Schlaganfallpatienten möglichst realistisch wiedergeben sollen (SAVITZ et al. 2011). Eine Voraussetzung für die erfolgreiche Testung eines zelltherapeutischen Ansatzes in einem Großtiermodell mit fokaler zerebraler Ischämie besteht darin, ein langfristiges Überleben xenogener Zelltransplantate durch ein geeignetes Immunsuppressionsprotokoll zu erreichen. Die Notwendigkeit einer Immunsuppression besteht darin, dass sowohl allo- als auch xenogene Transplantate eine Immunantwort beim Empfänger auslösen und somit zu einer Abstoßungsreaktion führen können (JANEWAY 2002). Die Anwendung von immunsuppressiven Medikamenten geht dabei aber häufig mit Nebenwirkungen einher. Insbesondere beim Schaf existiert jedoch nur eine limitierte Datenlage zu immunsuppressiven Protokollen und deren Nebenwirkungen. Ziele der Untersuchung Das Ziel der vorliegenden Studie bestand darin, eine xenogene Transplantation von fetalen humanen neuralen Progenitorzellen (fhNPZ) in einem gesunden Schafsmodell durchzuführen, um die Wirksamkeit in Hinblick auf das Transplantatüberleben und die Nebenwirkungen einer Immunsuppression mittels Cyclosporin A (CsA) zu untersuchen. Materialien und Methoden Hierfür wurden je 5 Schafe in zwei Gruppen über einen Zeitraum von 64 Tagen immunsupprimiert (iCsA: 3 mg CsA/kg 2x tägl. bis einschließlich Tag 36, danach 3 mg CsA/kg 1x tägl. jeden 3. Tag; kCsA: kontinuierlich 3 mg CsA/kg 2x tägl.), während eine Kontrollgruppe (Kon) von ebenfalls 5 Tieren keine Immunsuppression erhielt. Am Versuchstag 22 wurde den Schafen eisenmarkierte fhNPZ (Eisenkonzentration: 3,0 mM, ca. 200.000 Zellen pro Transplantationsposition) stereotaktisch in das gesunde Gehirn transplantiert. Aufgrund der Eisenmarkierung der Stammzellen konnten diese an den Versuchstagen 23, 36 und 64 mittels 3,0 MRT-Aufnahmen in vivo überwacht und anschließend ex vivo das Überleben der fhNPZ im Schafhirn 42 Tage nach Transplantation histologisch untersucht werden. Für die Untersuchungen zu Wirkspiegeln und Nebenwirkungen von CsA im Schaf wurden den Versuchstieren innerhalb des Versuchszeitraums regelmäßig Blutproben entnommen und am Versuchsende eine pathologische und histologische Untersuchung von Leber und Nieren durchgeführt. Ergebnisse Bei den durchgeführten Untersuchungen konnte festgestellt werden, dass die CsA-Wirkspiegel im Blut bei der kCsA (424,0 ± 135,0 ng/ml) signifikant höher waren im Vergleich zur iCsA (198,5 ± 155,9 ng/ml). Diese Unterschiede besaßen jedoch keinen Einfluss auf das Langzeitüberleben der transplantierten fhNPZ. In keiner der drei Versuchsgruppen konnten vitale Zellen 42 Tage nach der Transplantation aufgefunden werden. Die Untersuchung der Nebenwirkungen von CsA ergab, dass die Langzeitgabe von CsA Anzeichen für einen hämatologischen Einfluss zeigt. Ebenso konnte sowohl eine hepatotoxische, als auch eine nephrotoxische Wirkung von CsA beim Schaf nachgewiesen werden. Schlussfolgerungen Schlussfolgernd kann zusammengefasst werden, dass die Gabe von 3 mg CsA/kg 2x tägl. nicht suffizient einer Abstoßungsreaktion xenogener ins Schafhirn transplantierter fhNPZ entgegenwirkt. Für das Ziel einer suffizienten zelltherapeutischen Anwendung im Schaf nach einem Schlaganfall sind somit weitere Untersuchungen zu einer wirksamen Immunsuppression beim Schaf und zu einem verbesserten Transplantatüberleben notwendig. Desweiteren konnten klinische und pathologische Nebenwirkungen beim Schaf durch die Langzeitgabe des Immunsuppressivums CsA festgestellt werden.

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Vascularized composite allotransplantation has developed as a specialty at the interface of reconstructive and transplant surgery, offering restoration of function and form in scenarios where options for autologous reconstruction are limited, and for which the burden of donor-site morbidity may be high. Over the past 15 years some 28 patients have received face, and 85 patients upper extremity transplants. Results have been encouraging, with good functional outcomes, and the majority of patients reporting return to independence, employment and improved quality of life. However, the immunological management of these patients remains a significant challenge. While conventional immunosuppressive regimens have proven effective in preventing graft loss to rejection, they have failed to protect patients from acute rejection episodes, which have been reported in 85% during the first year post-transplant. When considered alongside the burden of comorbidity associated with life-long immunosuppression, the impetus for development of novel approaches to the prevention of rejection is clear. Induction of hematopoietic mixed chimerism has successfully achieved transplant tolerance, defined as specific unresponsiveness to donor antigens permitting life-long acceptance of transplanted tissues without maintenance immunosuppression, in numerous animal models and recently, of renal allografts in clinical trials. The work presented in this thesis investigates mixed chimerism for induction of tolerance of vascularized composite allografts (VCAs) across class I and II major histocompatibility (MHC) barriers in the Massachusetts General Hospital miniature swine model; a large animal model with defined MHC immunogenetics, and skin closely analogous to that of humans. The data presented demonstrate development of a reproducible model of VCA tolerance and stable hematopoietic mixed chimerism in a preclinical model. Importantly, tolerance extended to all components of VCAs including the epidermis and dermis, a previously un-reproducible finding. In vitro analysis demonstrated no evidence for either IL-2 reversible anergy or cellular regulation as mechanisms of donor-specific unresponsiveness, suggesting that at a systemic level, tolerance in this model may be primarily mediated by clonal deletion. In contrast, characterization of the cutaneous immune system demonstrated rapid infiltration of VCAs with recipient T cells and Langerhans’ cells, which in chimeric recipients did not cause rejection but rather established stable chimerism in all tissue-resident populations including dermal T cells with the phenotype of Tregs (CD25+FoxP3+); findings which suggest tissue-specific, and regulatory, mechanisms may play important roles. These data support the hypothesis that mixed chimerism is sufficient for whole-skin tolerance of VCAs, but further work is required to demonstrate the necessity of stable, rather than transient, chimerism and to confirm the necessity of other systemic or tissue-specific factors for prevention of epidermal rejection.

Huntington's disease (HD) is inherited fatal disorder caused by CAG triplet expansions in the huntingtin gene resulting in the expression of mutated huntingtin protein (mtHtt). The main symptoms of HD are neurodegeneration, osteoporosis, testicular degeneration, loss of muscle tissue and heart muscle malfunction, weight loss, metabolic changes, and sleeping disturbances. Since huntingtin protein (Htt) has a role in several biological processes, many molecular mechanisms, like oxidative stress, mitochondrial dysfunction, DNA-damage, and others, are affected by mtHtt. However, its exact pathogenic mechanisms in HD are still not well understood. Transgenic minipig model of HD (TgHD) serves an opportunity to isolate unlimited number of primary cells and unlike primary cells obtained from HD patients, often in the late stages of the disease, the TgHD minipig model allows to monitor molecular changes occurring gradually with age and progression of the disease. Thus, TgHD minipig model and primary cells isolated from it play an important role in investigating and understanding the underlying mechanistic cause of HD. We focused on molecular and cellular changes in primary cells isolated from TgHD minipigs and their wild type (WT) controls at different ages (24, 36, and 48 months). In mesenchymal stem cells...

Einleitung Der Einsatz von Stammzellen als Grundlage neuer therapeutischer Strategien wird bereits seit über 25 Jahren intensiv erforscht. Stammzellen sind in der Lage, in verschiedene funktionale Zelltypen auszudifferenzieren und verfügen über ein enormes Proliferationspotential (NAM et al. 2015). Ausgehend von den Fähigkeiten von Stammzellen sehen Forscher und Kliniker erstmals eine realistische Möglichkeit, kurative Therapieoptionen für Erkrankungen zu entwickeln, die bisher als schwer behandelbar oder sogar unheilbar angesehen wurden. Davon könnten insbesondere Patienten chronisch-degenerativer neurologischer und zerebrovaskulärer Erkrankungen, einschließlich der großen Anzahl an Schlaganfallopfern, profitieren. Schlaganfälle repräsentieren eine der häufigsten Todesursachen in der westlichen Welt (LOPEZ et al. 2006). Ein Drittel der betroffenen Patienten verstirbt innerhalb eines Jahres, während etwa 40% von dauerhaften Behinderungen betroffen sind (MOZAFFARIAN et al. 2015). Trotz intensiver Forschung existieren neben der systemischen Thrombolyse, die auf einen engen Zeitraum von maximal 4,5 Stunden nach dem Akutereignis beschränkt ist, keine zugelassenen Therapieoptionen (HACKE et al. 2008, SAVER et al. 2009). Zelltherapeutische Strategien zur Behandlung des Schlaganfalls werden daher als besonders vielversprechend angesehen (ANDRES et al. 2011). Neben den bereits gesicherten Erkenntnissen zur stammzelltherapeutischen Sicherheit und Wirksamkeit aus Studien unter Einsatz gängiger Nagermodellen (BLISS et al. 2006, JOO et al. 2013) wird insbesondere die Überprüfung der Wirksamkeit an geeigneten Großtiermodellen gefordert, die die Situation des menschlichen Schlaganfallpatienten möglichst realistisch wiedergeben sollen (SAVITZ et al. 2011). Eine Voraussetzung für die erfolgreiche Testung eines zelltherapeutischen Ansatzes in einem Großtiermodell mit fokaler zerebraler Ischämie besteht darin, ein langfristiges Überleben xenogener Zelltransplantate durch ein geeignetes Immunsuppressionsprotokoll zu erreichen. Die Notwendigkeit einer Immunsuppression besteht darin, dass sowohl allo- als auch xenogene Transplantate eine Immunantwort beim Empfänger auslösen und somit zu einer Abstoßungsreaktion führen können (JANEWAY 2002). Die Anwendung von immunsuppressiven Medikamenten geht dabei aber häufig mit Nebenwirkungen einher. Insbesondere beim Schaf existiert jedoch nur eine limitierte Datenlage zu immunsuppressiven Protokollen und deren Nebenwirkungen. Ziele der Untersuchung Das Ziel der vorliegenden Studie bestand darin, eine xenogene Transplantation von fetalen humanen neuralen Progenitorzellen (fhNPZ) in einem gesunden Schafsmodell durchzuführen, um die Wirksamkeit in Hinblick auf das Transplantatüberleben und die Nebenwirkungen einer Immunsuppression mittels Cyclosporin A (CsA) zu untersuchen. Materialien und Methoden Hierfür wurden je 5 Schafe in zwei Gruppen über einen Zeitraum von 64 Tagen immunsupprimiert (iCsA: 3 mg CsA/kg 2x tägl. bis einschließlich Tag 36, danach 3 mg CsA/kg 1x tägl. jeden 3. Tag; kCsA: kontinuierlich 3 mg CsA/kg 2x tägl.), während eine Kontrollgruppe (Kon) von ebenfalls 5 Tieren keine Immunsuppression erhielt. Am Versuchstag 22 wurde den Schafen eisenmarkierte fhNPZ (Eisenkonzentration: 3,0 mM, ca. 200.000 Zellen pro Transplantationsposition) stereotaktisch in das gesunde Gehirn transplantiert. Aufgrund der Eisenmarkierung der Stammzellen konnten diese an den Versuchstagen 23, 36 und 64 mittels 3,0 MRT-Aufnahmen in vivo überwacht und anschließend ex vivo das Überleben der fhNPZ im Schafhirn 42 Tage nach Transplantation histologisch untersucht werden. Für die Untersuchungen zu Wirkspiegeln und Nebenwirkungen von CsA im Schaf wurden den Versuchstieren innerhalb des Versuchszeitraums regelmäßig Blutproben entnommen und am Versuchsende eine pathologische und histologische Untersuchung von Leber und Nieren durchgeführt. Ergebnisse Bei den durchgeführten Untersuchungen konnte festgestellt werden, dass die CsA-Wirkspiegel im Blut bei der kCsA (424,0 ± 135,0 ng/ml) signifikant höher waren im Vergleich zur iCsA (198,5 ± 155,9 ng/ml). Diese Unterschiede besaßen jedoch keinen Einfluss auf das Langzeitüberleben der transplantierten fhNPZ. In keiner der drei Versuchsgruppen konnten vitale Zellen 42 Tage nach der Transplantation aufgefunden werden. Die Untersuchung der Nebenwirkungen von CsA ergab, dass die Langzeitgabe von CsA Anzeichen für einen hämatologischen Einfluss zeigt. Ebenso konnte sowohl eine hepatotoxische, als auch eine nephrotoxische Wirkung von CsA beim Schaf nachgewiesen werden. Schlussfolgerungen Schlussfolgernd kann zusammengefasst werden, dass die Gabe von 3 mg CsA/kg 2x tägl. nicht suffizient einer Abstoßungsreaktion xenogener ins Schafhirn transplantierter fhNPZ entgegenwirkt. Für das Ziel einer suffizienten zelltherapeutischen Anwendung im Schaf nach einem Schlaganfall sind somit weitere Untersuchungen zu einer wirksamen Immunsuppression beim Schaf und zu einem verbesserten Transplantatüberleben notwendig. Desweiteren konnten klinische und pathologische Nebenwirkungen beim Schaf durch die Langzeitgabe des Immunsuppressivums CsA festgestellt werden.:INHALTSVERZEICHNIS .................................................................................................................... I ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ....................................................................................................... VI 1 EINLEITUNG .............................................................................................................................. 1 2 LITERATURÜBERSICHT ......................................................................................................... 2 2.1 Klassifikation von Stammzellen ......................................................................................... 2 2.2 Tierexperimentelle Stammzelltherapie beim Schlaganfall .............................................. 5 2.2.1 Hintergrund der translationalen Forschung am Tiermodell ............................................... 5 2.2.2 Tiermodelle der fokalen zerebralen Ischämie .................................................................... 6 2.2.3 Das Schaf als Großtiermodell ............................................................................................ 7 2.2.4 Transplantation fhNPZ als zelltherapeutischer Ansatz nach fokaler zerebraler Ischämie . 8 2.2.4.1 Die In-vivo-Überwachung von in Schafhirne transplantierten fhNPZ .......................... 9 2.2.4.2 Der immunhistochemische Nachweis vitaler humaner Zellen ex vivo im Schafhirn .. 11 2.3 Immunsuppression nach der Transplantation von Stammzellen .................................. 12 2.3.1 Wirkmechanismen des angeborenen und erworbenen Immunsystems ........................... 12 2.3.2 Immunantwort nach Transplantation ............................................................................... 12 2.3.3 Wirkstoffklassen von Immunsuppressiva ........................................................................ 14 2.3.4 Cyclosporin A .................................................................................................................. 16 2.3.4.1 Wirkmechanismus von Cyclosporin A ........................................................................ 16 2.3.4.2 Pharmakokinetik und Metabolisierung von Cyclosporin A ........................................ 16 2.3.4.3 Applikation und Dosierung von Cyclosporin A .......................................................... 17 2.3.4.4 Nebenwirkungen und Toxizität von Cyclosporin A .................................................... 17 2.3.4.5 Anwendung von Cyclosporin A in der tierexperimentellen Forschung ...................... 18 2.4 Fragestellung und Versuchsziele der Dissertation .......................................................... 19 3 TIERE, MATERIAL UND METHODEN ............................................................................... 20 3.1 Zellkultur ............................................................................................................................ 20 3.1.1 Zellkulturmedien und Zusammensetzung ........................................................................ 20 3.1.2 Auftauen und Aussaat der Zellen .................................................................................... 20 3.1.3 Ablösen der Zellen ........................................................................................................... 21 3.1.4 Zellzählung mittels Trypanblautest ................................................................................. 21 3.1.5 Passagieren der Zellen ..................................................................................................... 21 3.1.6 Eisenmarkierung der Zellen ............................................................................................. 22 3.1.7 Proliferations- und Vitalitätstests .................................................................................... 22 3.1.8 Ablösen der Zellen für Transplantationsexperimente ...................................................... 22 3.1.9 Mykoplasmentest ............................................................................................................. 23 3.2 Bestimmung der T2 NMR-Relaxationszeit ...................................................................... 23 3.3 Gelphantome ....................................................................................................................... 24 3.3.1 Herstellung und Ausgießen .............................................................................................. 24 3.3.2 Anfertigen von In-vitro-MRT-Aufnahmen zum Nachweis der eisenmarkierten fhNPZ . 25 3.4 Versuchstiere ...................................................................................................................... 26 3.4.1 Tierhaltung ....................................................................................................................... 26 3.4.2 Versuchstiere im tierexperimentellen Versuch ................................................................ 26 3.4.2.1 Tierärztliche Untersuchung der Vitalparameter .......................................................... 26 3.4.2.2 Durchführung des neurologischen Untersuchungsgangs ............................................. 27 3.4.2.3 Blutprobenentnahme, Versand und Detektiermethode ................................................ 27 3.5 Versuchsaufbau und Durchführung ................................................................................ 28 3.5.1 Anästhesie ........................................................................................................................ 29 3.5.2 Schmerzmittelregime und Infektionsprophylaxe ............................................................. 30 3.5.3 Implantation des Portsystems .......................................................................................... 31 3.5.4 Applikation von CsA ....................................................................................................... 32 3.5.4.1 Herstellung der Infusionslösung .................................................................................. 32 3.5.4.2 Applikation über das Portsystem ................................................................................. 33 3.5.5 Stammzelltransplantation ................................................................................................. 33 3.5.5.1 Anfertigen von MRT-Aufnahmen im 1,5 T MRT ....................................................... 34 3.5.5.2 Planung der stereotaktischen Zelltransplantation ........................................................ 34 3.5.5.3 Stereotaktische Zelltransplantation .............................................................................. 34 3.5.6 Nachweis der eisenmarkierten Stammzellen im 3,0 T MRT ........................................... 35 3.5.6.1 Methodik zum Nachweis und zur Quantifizierung der eisenmarkierten fhNPZ im Schafhirn ...................................................................................................................... 35 3.5.7 Sektion der Versuchstiere und Probenentnahme ............................................................. 36 3.5.8 Anfertigen der histologischen Gewebeschnitte ................................................................ 36 3.5.8.1 Herstellung der Paraffinschnitte .................................................................................. 37 3.5.8.2 Probenaufarbeitung und Lamellieren der Gehirne ....................................................... 37 3.5.8.3 Herstellung der Gefrierschnitte .................................................................................... 38 3.5.9 Histologische Färbungen ................................................................................................. 38 3.5.9.1 Hämatoxylin-Eosin-Färbung ....................................................................................... 40 3.5.9.2 Berliner Blau-Färbung ................................................................................................. 40 3.5.9.3 Fouchét-Färbung .......................................................................................................... 40 3.5.9.4 Immunmarkierung mit STEM101-DAB und Berliner Blau-Färbung ......................... 40 3.5.9.5 Immunhistologische Markierung mit Iba1-Antikörpern .............................................. 40 3.5.10 Auswertung der histologischen Präparate ........................................................................ 41 3.6 Statistik ............................................................................................................................... 44 4 ERGEBNISSE ............................................................................................................................. 47 4.1 Nachweis eisenmarkierter fhNPZ in vitro via MRT-Aufnahmen .................................. 47 4.1.1 Welche Eisenkonzentration ist für die Markierung der fhNPZ am geeignetsten? ........... 47 4.1.2 Können markierte fhNPZ durch eine T2-gewichtete MRT-Sequenz dargestellt werden? ......................................................................................................................................... 49 4.1.3 Wo liegt das Detektionslimit markierter fhNPZ in einer T2-gewichteten MRT-Sequenz? ......................................................................................................................................... 50 4.2 Der Einfluss des Immunsuppressivums CsA auf das Überleben der transplantierten fhNPZ im Schafhirn .......................................................................................................... 51 4.2.1 Gibt es gruppenspezifische Unterschiede in den CsA-Blutkonzentrationen? ................. 51 4.2.2 Besitzt die Transplantation fhNPZ einen neurologischen Einfluss auf die Sensorik und Motorik? .......................................................................................................................... 54 4.2.3 Was geschieht mit den transplantierten fhNPZ im Zeitverlauf und Gruppenvergleich? . 55 4.2.4 Können vitale fhNPZ 42 Tage nach Transplantation im Schafhirn nachgewiesen werden? ......................................................................................................................................... 56 4.3 Klinische und pathologische Nebenwirkungen von CsA im Schaf ................................ 59 4.3.1 Beeinflusst die CsA-Applikation in vivo klinische Parameter oder Blutwerte beim Schaf? ......................................................................................................................................... 59 4.3.1.1 Auswertung der Körpertemperaturverläufe ................................................................. 59 4.3.1.2 Auswertung der Körpergewichtsverläufe .................................................................... 60 4.3.1.3 Auswertung hämodynamischer Parameter .................................................................. 61 4.3.1.4 Auswertung hämatologischer Blutparameter .............................................................. 62 4.3.1.5 Auswertung leberspezifischer Blutparameter .............................................................. 65 4.3.1.6 Auswertung nierenspezifischer Blutparameter ............................................................ 69 4.3.1.7 Auswertung sonstiger Blutparameter .......................................................................... 70 4.3.2 Können ex vivo toxische Einflüsse von CsA auf das Schaf nachgewiesen werden? ....... 71 4.3.2.1 Makroskopische Auswertung der Sektionsbefunde .................................................... 71 4.3.2.2 Histologische Auswertung Leber und Nieren ............................................................. 73 5 DISKUSSION ............................................................................................................................. 76 5.1 Hintergrund der Arbeit und Versuchsziele ..................................................................... 76 5.2 Bewertung des Studiendesigns und der Versuchsdurchführung .................................. 76 5.2.1 Versuchstiere und Haltungsbedingungen ........................................................................ 76 5.2.2 Studiendesign und das Schaf als Tiermodell ................................................................... 77 5.3 Diskussion der Ergebnisse ................................................................................................. 78 5.3.1 Ein Nachweis eisenmarkierter fhNPZ in vitro via MRT-Aufnahmen ist möglich .......... 78 5.3.1.1 Eine Eisenkonzentration von 3,0 mM ist für die Markierung der fhNPZ am geeignetsten ................................................................................................................. 79 5.3.1.2 Markierte fhNPZ können durch eine T2-gewichtete Sequenz dargestellt werden ...... 80 5.3.1.3 Das Detektionslimit markierter fhNPZ liegt in einer T2-gewichteten MRT-Sequenz bei 50.000 Zellen ......................................................................................................... 81 5.3.2 Die Langzeitgabe des Immunsuppressivums CsA besitzt keinen Einfluss auf das Überleben der transplantierten fhNPZ im immunprivilegierten Gehirn .......................... 81 5.3.2.1 Es gibt gruppenspezifische Unterschiede in den CsA-Blutkonzentrationen ............... 81 5.3.2.2 Die Transplantation von fhNPZ besitzt keinen bedeutenden Einfluss auf die Sensorik und Motorik ................................................................................................................. 83 5.3.2.3 Die transplantierten fhNPZ zeigen Veränderungen in Zeitverlauf und Gruppenvergleich ........................................................................................................ 84 5.3.2.4 Es können keine vitalen fhNPZ 42 Tage nach Transplantation im Schafhirn nachgewiesen werden .................................................................................................. 85 5.3.2.5 Schlussfolgerung zur Immunsuppression mittels CsA nach Stammzelltransplantation ins Schafhirn ................................................................................................................ 87 5.3.3 Die Langzeitgabe von CsA verursacht Anzeichen für pathologische Veränderungen und klinische Symptome beim Schaf ...................................................................................... 88 5.3.3.1 Die Langzeitgabe von CsA beeinflusst klinische Parameter beim Schaf .................... 88 5.3.3.2 Die Langzeitgabe von CsA zeigt wahrscheinlich keine hämodynamische Wirkung .. 89 5.3.3.3 Die Gabe von CsA zeigt Anzeichen für eine hämatologische Wirkung beim Schaf ... 89 5.3.3.4 Die Gabe von CsA zeigt eine hepatotoxische Wirkung beim Schaf ........................... 90 5.3.3.5 Die Gabe von CsA zeigt eine nephrotoxische Wirkung beim Schaf ........................... 93 5.3.3.6 Die Langzeitgabe von CsA beeinflusst weitere unspezifische Blutparameter ............ 95 5.3.3.7 Schlussfolgerungen zu Nebenwirkungen von CsA beim Schaf .................................. 95 5.4 Allgemeine Schlussfolgerung ............................................................................................. 95 5.5 Ausblick ............................................................................................................................... 96 6 ZUSAMMENFASSUNG ............................................................................................................ 97 7 SUMMARY ................................................................................................................................. 99 8 LITERATURVERZEICHNIS ................................................................................................. 101 9 ANHANG ................................................................................................................................... 110 9.1 Ergänzende Tabelle zur Herstellung der Gelphantome ............................................... 110 9.2 Ergänzende Tabellen zur Herstellung histologischer Präparate ................................. 111 9.2.1 Herstellung der Paraffinblöcke ...................................................................................... 111 9.2.2 Histologische Färbungen und Immunhistochemische Methoden .................................. 112 9.3 Ergänzende Tabellen zur Statistik ................................................................................. 116 9.4 Verwendete Referenzwerte ............................................................................................. 118 9.5 Übersicht der ausgewerteten Blutparameter ................................................................ 119 9.6 Übersicht zu tierexperimentellen Einsätzen von Stammzellen in Schlaganfallmodellen ........................................................................................................................................... 122 9.7 Auflistung verwendeter Materialien und Geräte .......................................................... 123 9.8 Abbildungsverzeichnis ..................................................................................................... 129 9.9 Formelverzeichnis ............................................................................................................ 130 9.10 Tabellenverzeichnis ......................................................................................................... 130 10 DANKSAGUNG ....................................................................................................................... 132

Huntington's chorea is a dominantly inherited disease caused by trinucleotide (Cytosine-Adenine -Guanine) expansion in a gene coding huntingtin protein. Carriers of these mutation show symptoms associated with motor impairment, a cognitive and psychiatric disturbance, which is called Huntington's disease (HD). The major sign of HD is striatal atrophy in the middle age of life. Since it is known that huntingtin protein participates in a lot of cellular processes, such as transcriptional regulation and metabolism, these processes change by its mutation. One of the features observed in HD pathogenesis is the presence of oxidative stress. The aim of the work was to monitor the molecular changes preceding the HD manifestation in the knock-in minipig model. As a material for monitoring molecular changes leading to this condition, primary fibroblasts were used. Whereas, the oxidative stress arises from an imbalance between oxidants and antioxidants, level of reactive species and lipid peroxidation together with expression of antioxidant response associated genes was measured. At the same time, expression of metabolic and DNA repair related genes was monitored. Although the differences in oxidative stress level or the expression of antioxidative response genes were not detected, the changes in the...

Ziele der hier vorliegenden Arbeit waren eine immunhistochemische Analyse von GFAP (‚glial fibrillary acidic protein’) und GLUT-1 (Glukosetransporter-1) nach fokaler zerebraler Ischämie sowie deren mögliche Beeinflussung durch eine intravenöse Transplantation autologer mononukleärer Knochenmarkzellen (mKMZ) im Schafmodell. Eine differenzierte Analyse der Zielstrukturen in grauer und weißer Substanz (GS bzw. WS) sollte Aufschluss über eventuell unterschiedliche Reaktionsmuster liefern. Das Gehirnmaterial von zehn Tieren der bereits 2006/2007 stattgefundenen Studie, welche mit PET und MRT-Untersuchungen sowie der Durchführung von Verhaltenstests einherging, wurde retrospektiv im Rahmen der vorliegenden Arbeit untersucht. Je fünf gehörten zu einer Kontroll- bzw. Therapiegruppe (KG bzw. TG). Bei allen Versuchstieren wurde durch die permanente Okklusion der linken mittleren Zerebralarterie (pMCAO) eine fokale zerebrale Ischämie im Bereich des Neokortex hervorgerufen. Die Tiere der Therapiegruppe erhielten 24 Stunden nach dem Eingriff eine Transplantation autologer mKMZ (4x106/kg KGew). Nach sieben Wochen wurden die Versuchstiere getötet, ihre Schädel perfundiert und ihre Gehirne fixiert. Eine Lamelle der Gehirne wurde für die anschließende histologische Untersuchung in 30% Saccharose konserviert. Nach der Etablierung der Antikörper GFAP und GLUT-1 wurden vier Regionen der Gehirn-lamellen immunhistochemisch markiert und abschließend qualitativ und quantitativ analysiert. Die Regionen I (infarktnah) und III (infarktfern) lagen in der ipsilateralen Hemisphäre, die Regionen II (korrespondierend zu Region I) und IV (korrespondierend zu Region III) in der kontralateralen Hemisphäre. Durch den höheren Substanzverlust an Gehirnmasse in der ipsi-lateralen Hemisphäre der KG, wurden in dieser Tiergruppe die Regionen III und IV nicht ausgewertet. Vor der Analyse sind die physiologischen Markierungsmuster der vier Regionen in grauer und weißer Substanz an zwei gesunden Tieren (Prozesskontrolle) aufgezeigt worden. Durch die elektronenmikroskopische Untersuchung von Präparaten und anhand von GFAP/GLUT-1 doppelmarkierten Präparaten konnte festgestellt werden, dass die Astrozytenendfüßchen durch den hier verwendeten GLUT-1 Antikörper nicht markiert wur-den, sondern dass alleinig die gefäßständige, 55 kDa schwere Isoform detektiert worden ist. Die fokale zerebrale Ischämie führte in beiden Gruppen zu einer hochgradigen reaktiven Astrogliose mit Ausprägung einer Glianarbe in Region I. Protoplasmatische Astrozyten der grauen und fibrilläre Astrozyten der weißen Substanz zeigten hypertrophe Veränderungen. Die reaktive Astrogliose von Region I spiegelte sich in einer erhöhten GFAP-Dichte wider (p<0,05 in der Therapiegruppe). Region III hatte die gleiche GFAP-Dichte wie die Regionen II und IV. Der direkte Vergleich zwischen den Regionen I der beiden Gruppen zeigte Veränderungen der GFAP-Dichte durch die Zelltherapie auf: In der GS der Therapiegruppe lag eine geringere GFAP-Dichte vor, in der WS eine höhere (≠ p<0,05; GS und WS). Die Ergebnisse der GLUT-1-Analyse sind denen der GFAP-Analyse sehr ähnlich. Durch den Schlaganfall ist es zu einer erhöhten GLUT-1-Expression in GS und WS (p<0,05 WS) von Region I der Kontrollgruppe gekommen. Auch in Region I der Therapiegruppe konnten er-höhte GLUT-1-Dichten in GS und WS (p<0,05 WS) detektiert werden, zusätzlich dazu lag in der GS von Region III der Therapiegruppe eine erhöhte GLUT-1-Dichte vor (p<0,05). Der Vergleich zwischen beiden Gruppen zeigte Veränderungen durch die Therapie für die Regio-nen I und II auf. Die GLUT-1-Dichte der WS war in beiden Regionen in der TG erhöht (p<0,05), die GS von Region I zeigte in der Therapiegruppe eine geringere GLUT-1-Dichte. Ein Schlaganfall führt zu einer Erhöhung der GFAP sowie GLUT-1-Dichten in WS und GS im infarktnahen Gebiet. Durch die Transplantation von 4x106 autologen mononukleären Knochenmarkzellen pro kg KGew 24 Stunden nach dem Schlaganfall können diese Strukturen in ihren Expressionsmustern beeinflusst werden, dabei reagieren graue und weiße Substanz unterschiedlich: Die GS mit einer Verringerung, die WS mit einer Erhöhung der GFAP- bzw. GLUT-1-Dichte (p<0,05 WS, GLUT-1). Die Funktionskreisläufe in infarktfernen Regionen sind sieben Wochen nach dem Schlaganfall auf Astrozytenebene normalisiert (vgl. Region III). Die erhöhte GLUT-1-Dichte (p<0,05) in der GS der infarktfernen Region ist möglicherweise mit einem erhöhten Glukosemetabolismus in Verbindung zu setzen. Dies kann jedoch erst durch die Auswertung der FDG-PET-Daten beantwortet werden. Ob die durch Transplantation autologer mKMZ festgestellten Veränderungen der GFAP- und GLUT-1-Dichte in der Therapiegruppe zusätzlich mit einer verbesserten motorischen Leistung der Tiere einhergingen, wird erst durch die Analyse der Daten aus den Verhaltenstests festgestellt werden können.

Ziele der hier vorliegenden Arbeit waren eine immunhistochemische Analyse von GFAP (‚glial fibrillary acidic protein’) und GLUT-1 (Glukosetransporter-1) nach fokaler zerebraler Ischämie sowie deren mögliche Beeinflussung durch eine intravenöse Transplantation autologer mononukleärer Knochenmarkzellen (mKMZ) im Schafmodell. Eine differenzierte Analyse der Zielstrukturen in grauer und weißer Substanz (GS bzw. WS) sollte Aufschluss über eventuell unterschiedliche Reaktionsmuster liefern. Das Gehirnmaterial von zehn Tieren der bereits 2006/2007 stattgefundenen Studie, welche mit PET und MRT-Untersuchungen sowie der Durchführung von Verhaltenstests einherging, wurde retrospektiv im Rahmen der vorliegenden Arbeit untersucht. Je fünf gehörten zu einer Kontroll- bzw. Therapiegruppe (KG bzw. TG). Bei allen Versuchstieren wurde durch die permanente Okklusion der linken mittleren Zerebralarterie (pMCAO) eine fokale zerebrale Ischämie im Bereich des Neokortex hervorgerufen. Die Tiere der Therapiegruppe erhielten 24 Stunden nach dem Eingriff eine Transplantation autologer mKMZ (4x106/kg KGew). Nach sieben Wochen wurden die Versuchstiere getötet, ihre Schädel perfundiert und ihre Gehirne fixiert. Eine Lamelle der Gehirne wurde für die anschließende histologische Untersuchung in 30% Saccharose konserviert. Nach der Etablierung der Antikörper GFAP und GLUT-1 wurden vier Regionen der Gehirn-lamellen immunhistochemisch markiert und abschließend qualitativ und quantitativ analysiert. Die Regionen I (infarktnah) und III (infarktfern) lagen in der ipsilateralen Hemisphäre, die Regionen II (korrespondierend zu Region I) und IV (korrespondierend zu Region III) in der kontralateralen Hemisphäre. Durch den höheren Substanzverlust an Gehirnmasse in der ipsi-lateralen Hemisphäre der KG, wurden in dieser Tiergruppe die Regionen III und IV nicht ausgewertet. Vor der Analyse sind die physiologischen Markierungsmuster der vier Regionen in grauer und weißer Substanz an zwei gesunden Tieren (Prozesskontrolle) aufgezeigt worden. Durch die elektronenmikroskopische Untersuchung von Präparaten und anhand von GFAP/GLUT-1 doppelmarkierten Präparaten konnte festgestellt werden, dass die Astrozytenendfüßchen durch den hier verwendeten GLUT-1 Antikörper nicht markiert wur-den, sondern dass alleinig die gefäßständige, 55 kDa schwere Isoform detektiert worden ist. Die fokale zerebrale Ischämie führte in beiden Gruppen zu einer hochgradigen reaktiven Astrogliose mit Ausprägung einer Glianarbe in Region I. Protoplasmatische Astrozyten der grauen und fibrilläre Astrozyten der weißen Substanz zeigten hypertrophe Veränderungen. Die reaktive Astrogliose von Region I spiegelte sich in einer erhöhten GFAP-Dichte wider (p<0,05 in der Therapiegruppe). Region III hatte die gleiche GFAP-Dichte wie die Regionen II und IV. Der direkte Vergleich zwischen den Regionen I der beiden Gruppen zeigte Veränderungen der GFAP-Dichte durch die Zelltherapie auf: In der GS der Therapiegruppe lag eine geringere GFAP-Dichte vor, in der WS eine höhere (≠ p<0,05; GS und WS). Die Ergebnisse der GLUT-1-Analyse sind denen der GFAP-Analyse sehr ähnlich. Durch den Schlaganfall ist es zu einer erhöhten GLUT-1-Expression in GS und WS (p<0,05 WS) von Region I der Kontrollgruppe gekommen. Auch in Region I der Therapiegruppe konnten er-höhte GLUT-1-Dichten in GS und WS (p<0,05 WS) detektiert werden, zusätzlich dazu lag in der GS von Region III der Therapiegruppe eine erhöhte GLUT-1-Dichte vor (p<0,05). Der Vergleich zwischen beiden Gruppen zeigte Veränderungen durch die Therapie für die Regio-nen I und II auf. Die GLUT-1-Dichte der WS war in beiden Regionen in der TG erhöht (p<0,05), die GS von Region I zeigte in der Therapiegruppe eine geringere GLUT-1-Dichte. Ein Schlaganfall führt zu einer Erhöhung der GFAP sowie GLUT-1-Dichten in WS und GS im infarktnahen Gebiet. Durch die Transplantation von 4x106 autologen mononukleären Knochenmarkzellen pro kg KGew 24 Stunden nach dem Schlaganfall können diese Strukturen in ihren Expressionsmustern beeinflusst werden, dabei reagieren graue und weiße Substanz unterschiedlich: Die GS mit einer Verringerung, die WS mit einer Erhöhung der GFAP- bzw. GLUT-1-Dichte (p<0,05 WS, GLUT-1). Die Funktionskreisläufe in infarktfernen Regionen sind sieben Wochen nach dem Schlaganfall auf Astrozytenebene normalisiert (vgl. Region III). Die erhöhte GLUT-1-Dichte (p<0,05) in der GS der infarktfernen Region ist möglicherweise mit einem erhöhten Glukosemetabolismus in Verbindung zu setzen. Dies kann jedoch erst durch die Auswertung der FDG-PET-Daten beantwortet werden. Ob die durch Transplantation autologer mKMZ festgestellten Veränderungen der GFAP- und GLUT-1-Dichte in der Therapiegruppe zusätzlich mit einer verbesserten motorischen Leistung der Tiere einhergingen, wird erst durch die Analyse der Daten aus den Verhaltenstests festgestellt werden können.