Le microbiote intestinal joue un rôle important dans la santé des chiens. Les changements dans la composition du microbiote conduisent au déséquilibre de ces micro-organismes qui est appelé dysbiose. Les objectifs de cette étude étaient d’évaluer l’impact de l’administration orale de Saccharomyces cerevisiae sur le microbiote fécal des chiens en bonne santé et d’évaluer le potentiel de Saccharomyces cerevisiae dans la prévention de la dysbiose induite par les antibiotiques. Les chiens ont été divisés en un groupe témoin (n=10) et un groupe probiotique (n=10). Le groupe probiotique a reçu 1 g/kg de S. cerevisiae par jour de D0 à D31. Les deux groupes ont reçu 15 mg/kg de métronidazole par voie orale toutes les 12h, de D11 à D17. Des écouvillons fécaux ont été prélevés sur les échantillons D0, 3, 11, 17, 20, 24 et 31 pour analyse du microbiote. Du sérum sanguin a été prélevé sur D0 et D24 pour des cytokines IL-2, IL-6, IL-8, IL-10, IL-12, IFN-Υ et TNF-α. Le séquençage de l’ADN pour l’analyse du microbiote a été effectué à l’aide de la plateforme Illumina MiSeq et les données ont été analysées à l’aide du logiciel Mothur. La supplémentation en S. cerevisiae a été associée à des changements dans la composition du microbiote après 3 jours (p-value=0,002). Comme on pouvait s’y attendre, le métronidazole a considérablement modifié la composition du microbiote des deux groupes à partir de D11 jusqu’à D17 (valeur p < 0,001). Même si les deux groupes ont changé de façon marquée de D11 à D17, il y avait une différence significative entre les groupes de D17 (p-value=0,012) et de D20 (p-value=0,036), suggérant que le probiotique utilisé a la capacité de moduler le microbiote des chiens confrontés à la dysbiose. Il n’y avait pas de différence significative entre les groupes pour le D24 (p-value=0,388), mais pour le D31, les chiens du groupe probiotique ressemblaient à leur microbiote de référence, tandis que certains animaux du groupe témoin demeuraient dans l’état dysbiotique (p-value=0,002). Le TNF-α avait considérablement diminué dans le groupe des probiotiques à partir de D0 jusqu’à D24 (p-value=0,002). La quantité de TNF-α observée dans le groupe témoin par rapport au groupe probiotique de D24 était également significativement plus élevée (p-value=0,04). Il n’y avait aucune différence significative entre les autres cytokines mesurées dans le sang. On a également observé qu’un sous-ensemble des échantillons de référence (avant la supplémentation en probiotiques) présentait une abondance plus élevée de pathobiogènes (bactéries potentiellement pathogènes comme Escherichia, Helicobacter et Pseudomonadaceae)., tandis que les autres chiens avaient une plus grande abondance d’organismes bénéfiques (tels que Fusobacteriaceae, Bacteroides, Faecalibacillus, Bacterioidaceae, et Ruminococcaceae). Trois jours après la supplémentation en probiotiques, les chiens transportant plus de pathobiogènes se sont rapprochés d’un profil microbiote plus sain. En conclusion, on a observé que l’utilisation de S. cerevisiae était associée à des changements dans la composition du microbiote chez un groupe de chiens malades. Il a également été observé que la supplémentation avec S. cerevisiae a été en mesure de moduler les changements dans le microbiote intestinal pendant la dysbiose induite par les antibiotiques chez les chiens. Mots clés : Saccharomyces cerevisiae, manipulation du microbiote, microbiote intestinal du chien, antibiotiques. / The gut microbiota plays an important role in the health of dogs. The changes in the microbiota composition lead to the imbalance of these microorganisms which is called dysbiosis. The objectives of this study were to evaluate the impact of oral administration of Saccharomyces cerevisiae on the fecal microbiota of healthy dogs and to evaluate the potential of S. cerevisiae in preventing dysbiosis induced by antibiotics. Dogs were divided in a control (n=10) and a probiotic group (n=10). The probiotic group received 1 g/kg of S. cerevisiae per day from D0 to D31. Both groups were given oral metronidazole 15 mg/kg every 12h from D11 to D17. Fecal swabs were collected on D0, 3, 11, 17, 20, 24, and 31 for microbiota analysis. Blood serum was collected on D0 and D24 for measurements of cytokines IL-2, IL-6, IL-8, IL-10, IL-12, IFN-Υ, and TNF-α. DNA sequencing for microbiota analysis was performed using the Illumina MiSeq platform and data was analyzed using the software Mothur. Supplementation with S. cerevisiae was associated with changes in the microbiota composition after 3 days (p-value=0.002). As expected, metronidazole markedly changed the microbiota composition of both groups from D11 to D17 (p-value<0.001). Even though both groups changed markedly from D11 to D17, there was a significant difference between groups on D17 (p-value=0.012) and on D20 (p-value=0.036), suggesting that the probiotic used has the capacity to modulate the microbiota of dogs facing dysbiosis. There was no significant difference between groups on D24 (p-value=0.388) but on D31, dogs from the probiotic group resembled their baseline microbiota while some animals from the control group remained in the dysbiotic state (p-value=0.002). TNF-α was significantly decreased in the probiotic group from D0 to D24 (p-value=0.002). The amount of observed TNF-α in the control group compared to the probiotic group on D24 was also significantly higher (p-value=0.04). There were no significant differences in the other measured cytokines from the blood. It was also observed that a subset of the dogs at baseline (before probiotic supplementation) carried higher abundances of pathobionts (potentially pathogenic bacteria such as Escherichia, Helicobacter, and Pseudomonadaceae), while the other dogs had higher abundances of beneficial organisms (such as Fusobacteriaceae, Bacteroides, Faecalibacillus, Bacterioidaceae, and Ruminococcaceae). Three days after probiotic supplementation, dogs carrying more pathobionts converted into a healthier microbiota profile. In conclusion, the use of S. cerevisiae was associated with beneficial shifts in the microbiota in a group of heathy dogs and the supplementation was able to modulate the dysbiosis caused by the use of antibiotics. Keywords: Probiotics, microbiota manipulation, intestinal dysbiosis, canine microbiome, antibiotics.

Le microbiote intestinal équin joue un rôle important dans le maintien de la santé de l'hôte. Le microbiote intestinal est composé de nombreux micro-organismes tels que les bactéries, les virus, les champignons et les archées. Cependant, la majorité de ces cellules microbiennes sont bactériennes, et par conséquent, de nombreuses études, y compris la présente, se concentrent sur l'exploration des communautés bactériennes dans l'intestin. Un déséquilibre du microbiote intestinal, appelé dysbiose, a été observé dans plusieurs conditions, telles que la colite, après l’administration d'antibiotiques ou la modification du régime alimentaire. La restauration du microbiote peut être effectuée par la transplantation de microbiote fécal (FMT). Des études utilisant les recommandations actuelles pour la FMT ont montré une récupération clinique chez les chevaux souffrant de diarrhée, mais le microbiote reste largement inchangé après la FMT et aucune étude randomisée avec contrôle placébo n'a été réalisée. Les hypothèses de ce projet étaient que le traitement avec une FMT concentrée corrigera la dysbiose plus rapidement qu’une FMT conventionnelle et le véhicule, et que le microbiote intestinal des chevaux traités avec une FMT concentrée ressemblera au microbiote intestinal du cheval donneur. L'objectif de ce projet était de développer un protocole pour améliorer la FMT chez les chevaux, en augmentant la concentration de bactéries présentes dans les selles du donneur par centrifugation, et de le tester chez les chevaux atteints de dysbiose intestinale induite par les antibiotiques. L'antibiotique triméthoprime sulfadiazine (TMS) a été administré à neuf chevaux pour induire une dysbiose intestinale. Les chevaux ont été séparés en trois groupes: les chevaux recevant une FMT concentrée (cFMT, n = 3); les chevaux recevant la FMT fraîche (fFMT), selon les recommandations actuelles (n = 3); et les chevaux recevant un véhicule (VEH) avec 10% de glycérol dans une solution saline à 0,9% (n=3). Des échantillons fécaux ont été prélevés avant et après l'administration du TMS, ainsi qu'avant, pendant et après la transplantation. Le séquençage a été réalisé à l'aide de la plateforme Illumina MiSeq et les données analysées à l'aide du logiciel Mothur. Tel qu’attendu, l'antibiotique TMS a significativement diminué la richesse microbienne chez tous les chevaux. De manière inattendue, la composition des suspensions fécales des donneurs cFMT et fFMT était significativement différente de la composition de base des receveurs cFMT et fFMT, respectivement. La composition du microbiote des chevaux ayant reçu une transplantation fécale (concentrée ou non) était significativement différente après la transplantation, alors que ce n’était pas le cas chez les chevaux ayant reçu le véhicule. En outre, l’abondance relative de Escherichia était significativement plus élevée dans les suspensions fécales du donneur cFMT par rapport aux suspensions fécales du donneur fFMT. Les principales limites de ce projet sont la petite taille des groupes et l'exposition des selles des donneurs à l'oxygène et à la congélation-décongélation. En outre, le modèle de dysbiose peut ne pas être optimal pour tester l'efficacité de la FMT, et des études réalisant la FMT chez les chevaux souffrant de diarrhée sont nécessaire. Cette étude a contribué à la recherche de nouvelles approches pour améliorer la FMT chez les chevaux. Le faible effet mesuré avec les deux protocoles de FMT et l’augmentation de Escherichia démontre que les protocoles actuels doivent être optimisés avant de pouvoir recommander la FMT pour traiter et prévenir la dysbiose chez les chevaux. / The equine gut microbiota plays an important role in maintaining the health of the host. The gut microbiota is composed of many microorganisms such as bacteria, viruses, fungi, and archaea. However, the majority of these microbial cells are bacterial cells, and consequently, many studies, including the present one, focus on exploring bacterial communities in the gut. An imbalance of the gut microbiota, termed dysbiosis, has been observed in several conditions such as colitis, colic, after antibiotic administration, or diet modification. Restoration of the gut to a healthy state can be performed through fecal microbiota transplantation (FMT). Studies using current recommendations for FMT have shown clinical recovery in horses with diarrhea, but the microbiota remains largely unchanged after FMT and no controlled studies have been performed. The hypotheses of this project were that treatment with concentrated FMT will correct dysbiosis faster than conventional FMT and the vehicle, and that the gut microbiota of horses treated with concentrated FMT will resemble the gut microbiota of the donor. The objective of this project was to develop an improved protocol for FMT in horses, by increasing the concentration of bacteria found in the donor stool using centrifugation, and to test it in horses with antibiotic-induced intestinal dysbiosis. The antibiotic trimethoprim sulfadiazine (TMS) was administered to nine horses to induce intestinal dysbiosis. Horses were separated into three groups: horses receiving concentrated FMT (cFMT) (n=3); horses receiving fresh FMT (fFMT), as per current recommendations (n=3); horses receiving a vehicle (VEH) with 10% glycerol in 0.9% saline (n=3). Fecal samples were collected before and after antibiotic administration, as well as before, during, and after transplantation. Sequencing was performed using the Illumina MiSeq platform and data analysed using the software Mothur. As expected, the antibiotic TMS significantly decreased the richness in all horses (P < 0.05). Unexpectedly, the membership of the cFMT and fFMT donor fecal suspensions was significantly different from cFMT and fFMT recipients’ baseline membership, respectively. The membership of the cFMT and fFMT recipient horses was significantly different after transplantation, while the vehicle recipients were not. In addition, the Escherichia genus was found in significantly higher relative abundances in the cFMT donor fecal suspensions when compared to the fFMT donor fecal suspensions. The main limitations of this study are the small sample size and exposure of cFMT donor stool to oxygen and freeze-thawing. In addition, the dysbiosis model may not be optimal to test the efficacy of FMT, and studies performing FMT in horses with diarrhea are warranted. This study contributed to the search for novel approaches to improve FMT in horses. The weak effect of both FMT protocols on the gut microbiota and the increase in Escherichia suggest that further clinical studies are needed before FMT can be recommended to treat and prevent dysbiosis in horses.