Voltage clamp fluorometry (VCF) was first developed in the mid 1990s by Isacoff and his colleagues. In this approach fluorophores are attached to substituted cysteine residues that are engineered by site-directed mutagenesis. Changes in the dielectric environment of the fluorophore report local transitions that are associated with electrically-related and electrically-silent transitions. VCF provides a powerful technique to observe real time reports of ion channel gating conformations. It has proven to be a useful technique because it adds insight that is not available using other techniques. X-ray crystallography studies give a predominantly static picture of the channel, while patch clamping of channels gives information only about residues that effect ionic current flow. Similarly, gating current provides insight only about residues that are charged and move across the membrane electric field. In this thesis we examined the structural rearrangements of the Shaker channel and the effect of 4-AP on channel gating. We also examined for the first time the structural rearrangements of the Kv1.5 gating and the how the channel responds to depolarization pulses. This work is instrumental in the examination of the potassium channel gating.

La fonction des canaux ioniques est finement régulée par des changements structuraux de sites clés contrôlant l’ouverture du pore. Ces modulations structurales découlent de l’interaction du canal avec l’environnement local, puisque certains domaines peuvent être suffisamment sensibles à des propriétés physico-chimiques spécifiques. Les mouvements engendrés dans la structure sont notamment perceptibles fonctionnellement lorsque le canal ouvre un passage à certains ions, générant ainsi un courant ionique mesurable selon le potentiel électrochimique. Une description détaillée de ces relations structure-fonction est cependant difficile à obtenir à partir de mesures sur des ensembles de canaux identiques, puisque les fluctuations et les distributions de différentes propriétés individuelles demeurent cachées dans une moyenne. Pour distinguer ces propriétés, des mesures à l’échelle de la molécule unique sont nécessaires. Le but principal de la présente thèse est d’étudier la structure et les mécanismes moléculaires de canaux ioniques par mesures de spectroscopie de fluorescence à l’échelle de la molécule unique. Les études sont particulièrement dirigées vers le développement de nouvelles méthodes ou leur amélioration. Une classe de toxine formeuse de pores a servi de premier modèle d’étude. La fluorescence à l’échelle de la molécule unique a aussi été utilisée pour l’étude d’un récepteur glutamate, d’un récepteur à la glycine et d’un canal potassique procaryote. Le premier volet porte sur l’étude de la stœchiométrie par mesures de photoblanchiment en temps résolu. Cette méthode permet de déterminer directement le nombre de monomères fluorescents dans un complexe isolé par le décompte des sauts discrets de fluorescence suivant les événements de photoblanchiment. Nous présentons ici la première description, à notre connaissance, de l’assemblage dynamique d’une protéine membranaire dans un environnement lipidique. La toxine monomérique purifiée Cry1Aa s’assemble à d’autres monomères selon la concentration et sature en conformation tétramérique. Un programme automatique est ensuite développé pour déterminer la stœchiométrie de protéines membranaires fusionnées à GFP et exprimées à la surface de cellules mammifères. Bien que ce système d’expression soit approprié pour l’étude de protéines d’origine mammifère, le bruit de fluorescence y est particulièrement important et augmente significativement le risque d’erreur dans le décompte manuel des monomères fluorescents. La méthode présentée permet une analyse rapide et automatique basée sur des critères fixes. L’algorithme chargé d’effectuer le décompte des monomères fluorescents a été optimisé à partir de simulations et ajuste ses paramètres de détection automatiquement selon la trace de fluorescence. La composition de deux canaux ioniques a été vérifiée avec succès par ce programme. Finalement, la fluorescence à l’échelle de la molécule unique est mesurée conjointement au courant ionique de canaux potassiques KcsA avec un système de fluorométrie en voltage imposé. Ces enregistrements combinés permettent de décrire la fonction de canaux ioniques simultanément à leur position et densité alors qu’ils diffusent dans une membrane lipidique dont la composition est choisie. Nous avons observé le regroupement de canaux KcsA pour différentes compositions lipidiques. Ce regroupement ne paraît pas être causé par des interactions protéine-protéine, mais plutôt par des microdomaines induits par la forme des canaux reconstitués dans la membrane. Il semble que des canaux regroupés puissent ensuite devenir couplés, se traduisant en ouvertures et fermetures simultanées où les niveaux de conductance sont un multiple de la conductance « normale » d’un canal isolé. De plus, contrairement à ce qui est actuellement suggéré, KcsA ne requiert pas de phospholipide chargé négativement pour sa fonction. Plusieurs mesures indiquent plutôt que des lipides de forme conique dans la phase cristalline liquide sont suffisants pour permettre l’ouverture de canaux KcsA isolés. Des canaux regroupés peuvent quant à eux surmonter la barrière d’énergie pour s’ouvrir de manière coopérative dans des lipides non chargés de forme cylindrique. / The function of ion channels is finely regulated by structural changes of key domains controlling the pore opening. These structural modulations arise from interactions with the local environment, since several domains can be sensitive to specific physico-chemical properties. Movements generated in the structure become notably perceptible when channels open a passage for some ions, thus generating a measurable ionic current according to the electrochemical potential. A detailed description of these structure-function relationships is however difficult to obtain from measurements involving a set of identical channels, since the fluctuations and distributions of different individual properties remain hidden in an average. To differentiate these properties, single-molecule recordings are required. The main purpose of this thesis is to study the structural aspects and molecular mechanisms of ion channels using fluorescence spectroscopy at the single-molecule level. Studies are oriented towards the development or improvement of new methods. A class of pore-forming toxin served as a first study model. Single-molecule fluorescence was also used to study an ionotropic glutamate receptor, a glycine receptor and a prokaryotic potassium channel. The first part focuses on the study of stoichiometry using fluorescent subunit counting. This method allows a direct measure of the number of fluorescent monomers within a single complex by counting the number of step-wise fluorescence intensity decrease following photobleaching events. Here we present the first description, to our knowledge, of the dynamic assembly of a membrane protein in a lipid environment. The purified monomeric Cry1Aa toxin clusters with other monomers depending on the concentration and saturates in a tetrameric conformation. An automated method has been developed to determine the stoichiometry of GFP-tagged membrane proteins expressed on mammalian cell surface. Although this expression system is suitable for the study of proteins of mammalian origin, background fluorescence is particularly important and significantly increases the risk of error in the manual counting process. The presented method allows a fast and automated analysis based on fixed criteria. The algorithm responsible for counting fluorescent monomers was optimized from simulations and adjusts its detection parameters automatically according to the fluorescence trace recording. The composition of two ion channels was successfully verified using this program. Finally, single-molecule fluorescence is measured together with ionic current of KcsA channels using a voltage-clamp fluorometry setup. These combined recordings allowed us to describe the function of ion channels simultaneously to their position and density as they diffuse in a lipid membrane of defined composition. We observed clustering of KcsA channels for various lipid compositions. Clustering does not appear to be caused by protein-protein interaction, but rather by microdomains induced by the shape of reconstructed channels in the lipid bilayer. It seems that clustered KcsA channels could then become coupled, resulting in cooperative gating events with conductance levels multiple to the “normal” unitary channel conductance. Moreover, as opposed to what is currently suggested, KcsA does not require a negatively charged phospholipid for its function. Several of our recordings rather suggest that conically shaped lipids in the lamellar liquid crystalline phase are sufficient to allow single channel opening. Clustered channels can on the other hand overcome the energy barrier to open cooperatively in uncharged cylindrical lipids.

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Les canaux de potassium voltage-dépendant (Kv) sont des tétramères séparés en 12 familles. Chaque sous-unité est composée de six segments transmembranaires (S1-S6). Les quatre premiers (S1-S4) forment le senseur de voltage dont le rôle est de détecter des variations en potentiel membranaire grâce à des acides aminés chargés. Ces acides aminés vont bouger et ce mouvement va être transmis au second domaine, celui du pore (S5-S6). Les domaines du pore des quatre sous-unités vont se combiner pour créer le pore. Ces sous-unités peuvent former des canaux homomériques où chaque sous-unité est identique ou des canaux hétéromériques avec des membres de la même famille. Kv6.4 (KCNG4) est un membre de la famille de sous-unité silencieuse Kv6. Les familles de sous-unités silencieuses incluent également Kv5, Kv8 et Kv9. Ils ne peuvent pas former d’homomères. À la place, il doit former des hétéromères avec Kv2. Les canaux Kv2.1/Kv6.4 ont des propriétés différentes, lorsque comparées aux homomères de Kv2.1, particulièrement avec un décalage de l’inactivation vers les négatifs. Avec la technique du « cut-open voltage clamp fluorometry » (COVCF), nous avons pu déterminer que l’absence d’une charge positive à la position Kv6.4-Y345 est responsable pour une partie du décalage tout en étant capable de réduire ce décalage avec la mutation Kv6.4-Y345R. Nous avons également pu produire l’effet inverse dans Kv2.1 avec Kv2.1-R306Y. Également, nous avons déterminé que la mutation Kv6.4-L360P trouvée chez des patients souffrant de migraines mène à cette pathologie à cause d’un problème de trafic où les sous-unités mutées ne peuvent pas atteindre la surface et produire des canaux fonctionnels. Ce problème est causé par un bris dans l’hélice alpha du segment S4-S5. Uniquement des homomères de Kv2.1 se rendent à la surface ce qui réduit l’excitabilité membranaire. Nous proposons que lorsqu’exprimée dans le ganglion trigéminal, cette mutation mène à des migraines. / Voltage-gated potassium channels (Kv) are tetramers split into 12 families. Each subunit is composed of six transmembrane helices (S1-S6). The first four of those (S1-S4) form the voltage sensor domain whose role it is to detect variations in the membrane potential through charged amino acids. The movement of those amino acids will be transmitted to the second domain, the pore domain (S5-S6). The pore domain of all four subunits will combine to form the ion conducting pore. These subunits can form homomers where all four subunits are identical or heteromers with members of the same family. Kv6.4 (KCNG4) is a member of the silent subunit family Kv6, which also includes Kv5, Kv8 and Kv9. They cannot form functioning homomers. Instead, they form heteromers with Kv2. Kv2.1/Kv6.4 channels have different properties when compared to Kv2.1 homomers, particularly a negative shift of the voltage dependence of inactivation. With the cut-open voltage clamp fluorometry (COVC) technique, we were able to determine that the absence of a gating charge at position Kv6.4-Y345 is responsible for part of this shift. We were able to recover part of this shift with the mutation Kv6.4-Y345R. We were also able to produce the inverse effect in Kv2.1 with the mutation Kv2.1-R306Y. Also, we determined that the mutation Kv6.4-L360P. which is found in patients suffering from migraines, leads to this condition because of a trafficking defect caused by the mutation stopping the subunits from reaching the membrane and making functional channels. The defect is caused by a kink in the alpha helix of the S4-S5 linker. Only Kv2.1 homomers reach the membrane which reduces membrane excitability. We propose that when expressed in the trigeminal ganglion, this mutation leads to migraines because of this trafficking defect.

Les canaux ioniques dépendants du voltage sont responsables de l'initiation et de la propagation des potentiels d'action dans les cellules excitables. De nombreuses maladies héréditaires (channelopathies) sont associées à un contrôle défectueux du voltage par ces canaux (arythmies, épilepsie, etc.). L’établissement de la relation structure-fonction exacte de ces canaux est donc crucial pour le développement de nouveaux agents thérapeutiques spécifiques. Dans ce contexte, le canal procaryote dépendant du voltage et sélectif au potassium KvAP a servi de modèle d’étude afin d’approfondir i) le processus du couplage électromécanique, ii) l’influence des lipides sur l’activité voltage-dépendante et iii) l’inactivation de type closed-state. Afin de pallier à l’absence de données structurales dynamiques du côté cytosolique ainsi que de structure cristalline dans l’état fermé, nous avons mesuré le mouvement du linker S4-S5 durant le gating par spectroscopie de fluorescence (LRET). Pour ce faire, nous avons utilisé une technique novatrice du contrôle de l’état conformationnel du canal en utilisant les lipides (phospholipides et non phospholipides) au lieu du voltage. Un modèle dans l’état fermé a ainsi été produit et a démontré qu’un mouvement latéral modeste de 4 Å du linker S4-S5 est suffisant pour mener à la fermeture du pore de conduction. Les interactions lipides - canaux jouent un rôle déterminant dans la régulation de la fonction des canaux ioniques mais ne sont pas encore bien caractérisées. Nous avons donc également étudié l’influence de différents lipides sur l’activation voltage - dépendante de KvAP et mis en évidence deux sites distincts d’interactions menant à des effets différents : au niveau du senseur de voltage, menant au déplacement de la courbe conductance-voltage, et du côté intracellulaire, influençant le degré de la pente de cette même courbe. Nous avons également démontré que l’échange de lipides autour de KvAP est extrêmement limité et affiche une dépendance à l’état conformationnel du canal, ne se produisant que dans l’état ouvert. KvAP possède une inactivation lente particulière, accessible depuis l'état ouvert. Nous avons étudié les effets de la composition lipidique et de la température sur l'entrée dans l'état inactivé et le temps de récupération. Nous avons également utilisé la spectroscopie de fluorescence (quenching) en voltage imposé afin d'élucider les bases moléculaires de l’inactivation de type closed-state. Nous avons identifié une position à la base de l’hélice S4 qui semble impliquée à la fois dans le mécanisme responsable de ce type d'inactivation et dans la récupération particulièrement lente qui est typique du canal KvAP. / Voltage-gated ion channels are responsible for the initiation and propagation of action potentials in excitable cells. Several hereditary diseases (channelopathies) are associated with a defective voltage control by these channels, leading to arrhythmias, epilepsy, etc. Hence, establishing the exact structure/function relation for ion channels is crucial for the development of new specific therapeutic agents. Here, the bacterial voltage-gated potassium channel KvAP served as a model to study i) electromechanical coupling, ii) influence of lipids on the voltage dependent activity and iii) closed-state inactivation. To overcome the lack of structural information on the cytosolic side and of crystal structure in the closed state, we determined the S4-S5 linker movement during gating using fluorescence spectroscopy (LRET). We were able to control the conformational state of the channels by using lipids (phospholipids and non phospholipids) instead of voltage clamp. Based on these experimental constraints, a model in the closed state was produced, showing that a small 4Å radial displacement of the S4-S5 linker is sufficient to close the conduction pore. Interactions between lipids and membrane proteins play an important role in the regulation of ion channels activity but are not well characterized. We studied the influence of different lipids on KvAP voltage-dependent activation and showed two distinct effects related to different interactions sites: one bound to the voltage sensor, leading to a shift of the conductance-voltage curve, and another at the intracellular side near the pore region, affecting the steepness of this curve. We also showed that the exchange of lipids is very limited around KvAP and seems to be state dependent, occuring only when the channels are kept in the open state. KvAP has a slow inactivation atypical, accessible from the open state. We studied the effects of lipid composition and temperature on entry into inactivation and recovery. We also used voltage-clamp fluorometry in bilayers to investigate closed-state inactivation molecular basis. We identified a position at the bottom of the S4 helix that seems involved in the mechanism for slow inactivation and the extremely slow recovery from inactivation typically displayed by KvAP.

Les canaux ioniques sont des complexes macromoléculaires clés exprimés dans tous les types de cellules et sont impliqués dans divers processus physiologiques, y compris la génération et la propagation de potentiels d'action. Des canaux défectueux conduisent à des maladies graves, notamment l'épilepsie, des arythmies et des syndromes douloureux, ce qui en fait une cible potentielle intéressante pour le développement de médicaments. Pour améliorer notre compréhension de ces assemblages biologiques et éventuellement trouver des traitements spécifiques pour les canalopathies, il est crucial d'étudier la structure et la fonction des canaux ioniques. L'objectif principal de cette thèse a été d'étudier ce type de détails structurels et fonctionnels pour trois canaux ioniques associés aux domaines des capteurs de douleur et des canaux potassiques voltage-dépendants en utilisant des techniques de fluorescence et d'électrophysiologie. Dans le premier projet, nous avons étudié la stœchiométrie des canaux hétéromères Kv2.1 / 6.4 (chapitre trois). La technique du décompte de sous-unités isolées (single subunit counting :ssc) permet de compter les sous-unités marquées par fluorescence d’un complexe isolé en déterminant le nombre d'événements de photoblanchiment, qui apparaissent en sauts irréversibles vers le bas sur les traces de fluorescence. Pour désigner la stœchiométrie la plus probable, nous avons utilisé des calculs de probabilités pondérées et avons constaté que les canaux Kv2.1 / 6.4 s'expriment dans un arrangement 2 : 2. Plus précisément, les études fonctionnelles des canaux concatémériques montrent que les sous-unités Kv6.4 et 2.1 doivent être disposées de manière alternée. Le deuxième projet était également basé sur des expériences de SSC et visait à déterminer l'état oligomérique du nouveau canal ionique TACAN (chapitre quatre). Nous avons trouvé une portion significative de canaux intracellulaires, ce qui a provoqué une fluorescence de fond dans les expériences de SSC traditionnelles réalisées avec les cellules mammifères. Pour améliorer le rapport du signal sur bruit de fond, nous avons effectué des expériences de SSC sur des canaux purifiés qui ont été immobilisés sur des lamelles de verre fonctionnalisées Ni-NTA. En utilisant la méthode de calcul décrite dans le premier projet, nous avons trouvé différents états oligomériques et proposons que les canaux TACAN natifs s'assemblent en tétramères qui sont instables lorsqu'ils sont solubilisés dans un détergent. Dans le dernier projet, nous avons étudié la relation structure-fonction de la sous-unité auxiliaire DPP6 pour les canaux Kv4.2 (chapitre cinq). Ici, nous avons progressivement tronqué le grand domaine extracellulaire de 700 acides aminés de DPP6 et étudié son effet sur les courants macroscopiques en utilisant la technique du cut-open voltage clamp. Nous avons constaté que les sous-unités DPP6 avec un domaine extracellulaire court ne parviennent pas à moduler les propriétés du canal aussi efficacement que la DPP6 pleine longueur. Plus précisément, la seconde moitié du domaine extracellulaire b-propeller de DPP6 est responsable d'une inactivation du canal considérablement accélérée. Sur la base de la structure cristalline du domaine extracellulaire, nous avons proposé qu'un domaine b-propeller stable et possiblement la formation de dimères DPP6 sont responsables de la déstabilisation efficace de l'état du canal ouvert. / Ion channels are key macromolecular complexes expressed in all cell types and are involved in various physiological processes including the generation and propagation of action potentials. Defective channels lead to severe diseases including epilepsy, arrhythmias and pain syndromes making them an interesting potential drug target. To improve our understanding of these biological assemblies and eventually find specific treatments for channelopathies, it is crucial to study the structure and function of ion channels. The main purpose of this thesis has been to investigate such structural and functional details of three ion channel complexes from the field of pain sensors and voltage-gated potassium channels using fluorescence and electrophysiological techniques. In the first project, we studied the stoichiometry of heteromeric Kv2.1/6.4 channel complexes (chapter three). Single subunit counting (SSC) allows to directly count the number of fluorescently labeled subunits by determining the number of irreversible, step-wise photobleaching events. To determine the most probable stoichiometry, we used weighted likelihood calculations and found that Kv2.1/6.4 channels express in a 2:2 arrangement. More precisely, functional studies of concatemeric channels (performed by our collaborators) illustrate that Kv6.4 and 2.1 subunits need to be arranged in an alternating fashion. The second project was also based on SSC experiments and aimed at determining the oligomeric state of the novel ion channel TACAN (chapter four). We found a significant amount of channels in the intracellular which caused background fluorescence in traditional SSC experiments performed in cells. To improve the signal to background ratio, we performed SSC experiments on purified channels that were immobilized on Ni-NTA functionalized glass coverslips. Using the model selection method described in the first project, we found different oligomeric states and propose that native TACAN channels assemble as tetramers which are unstable when solubilized in detergent. In the last project, we investigated the structure-function relation of the auxiliary DPP6 subunit in Kv4.2 channel complexes (chapter five). Here, we progressively truncated DPP6’s 700 amino acids long extracellular domain and studied its effect on macroscopic currents using the cut-open voltage clamp technique. We found that DPP6 subunits with a short extracellular domain fail to modulate the channel properties as efficiently as the full length DPP6. More precisely, the second half of the extracellular b-propeller domain of DPP6 is responsible for drastically accelerated channel inactivation. Based on the crystal structure of the extracellular domain, we proposed that a stable b-propeller domain and possibly DPP6 dimer formation is responsible for destabilizing the open channel state efficiently.

Hyperexcitabilité est l'un des changements les plus importants observés dans de nombreuses maladies neuro-dégénératives telles que la sclérose latérale amyotrophique (SLA) et la maladie d'Alzheimer. De nombreuses recherches études se sont concentrées sur la réduction de l'hyperexcitabilité, soit en inactivant les canaux sodiques ce qui va réduire la génération de potentiels d'action, soit en prolongeant l'ouverture des canaux potassiques ce qui va qui ramener la membrane à son état de repos et réduire l’activité des neurones. Ainsi, pour cibler l'hyperexcitabilité, il faut tout d’abord comprendre les différents aspects de la fonction des canaux ioniques au niveau. Les objectifs des travaux présentés dans cette thèse consistent à déterminer le mécanisme d'inactivation dans les canaux potassiques Shaker. Les canaux Shaker Kv s'inactivent rapidement pour culminer le potentiel d'action et maintenir l'homéostasie des cellules excitables. L'inactivation de type N est causée par les 46 premiers acides aminés situés de l'extrémité N-terminale du canal, encore appelé, peptide d'inactivation (IP). De nombreuses études mutationnelles ont caractérisé l'inactivation de type N au niveau fonctionnel, cependant, la position de l'IP à l'état de repos et leur transition lors de l'inactivation est encore débattue. L'objectif de la première étude consiste à évaluer le mouvement des IP pendant leur inactivation à l'aide de la fluorométrie en voltage imposé. En insérant un acide aminé non naturel, la 3-[(6-acétyl-2-naphtalényl) amino]-L-alanine (Anap), qui est sensible aux changements d'environnement, nous avons identifié séparément les mouvements de la boule et de la chaîne. Nos données suggèrent que l'inactivation de type N se produit dans un mouvement biphasique en libérant d'abord le IP, ce qui va bloquer le pore du côté cytoplasmique. Pour affiner davantage la position de repos des IP, nous avons utilisé le transfert d'énergie de résonance à base de lanthanide et le métal de transition FRET. Nous proposons que le IP se situe dans la fenêtre formée par le canal et le domaine T1, interagissant avec les résidus acides-aminés du domaine T1. Dans notre deuxième étude, nous avons montré que le ralentissement de l'inactivation de type N observé dans la première étude est causée par une expression élevée des canaux Shaker. En effet, l'extrémité C-terminale du canal interagit avec les protéines d'échafaudage associées à la membrane pour la formation d'amas. Nous avons aussi montré qu'en tronquant les quatre derniers résidus C-terminaux impliqués dans la formation des amas, nous empêchons également le ralentissement de la cinétique d'inactivation dans les canaux Shaker. Nous avons également démontré que l'inactivation lente de type N n'est pas affectée par l'accumulation des cations potassiques [K+] externe ou toute diaphonie entre les sous-unités voisines. Cette étude élucide non seulement la cause du ralentissement de l'inactivation, mais montre également que les canaux modifient leur comportement en fonction des conditions d'expression. Les résultats trouvés au niveau moléculaire ne peuvent donc pas toujours être extrapolés au niveau cellulaire. / Hyperexcitability of neurons is a major symptom observed in many degenerative diseases such as ALS and Alzheimer’s disease. A lot of research is focused on reducing hyperexcitability, either by inactivating sodium channels that will reduce the generation of action potentials, or by prolonging the opening of potassium channels which will help to bring the membrane back to resting state and thus, reduce firing frequency of neurons. At the molecular level, it is important to understand different aspects of ion channel function to target hyperexcitability. The aim of this thesis was to investigate in two projects the inactivation mechanism in Shaker potassium channels. Shaker Kv channels inactivate rapidly to culminate the action potential and maintain the homeostasis of excitable cells. The so-called N-type inactivation is caused by the first 46 amino acids of the N-terminus of the channel, known as the inactivation peptide (IP). Numerous mutational studies have characterized N-type inactivation functionally, however, the position of the IP in the resting state and its transition during inactivation is still debated. The aim of the first project was to track the movement of IP during inactivation using voltage clamp fluorometry. By inserting an unnatural amino acid, 3-[(6-acetyl-2-naphthalenyl) amino]-L-alanine (Anap), which is sensitive to changes in environment, we identified the movements of ball and chain separately. Our data suggests that N-type inactivation occurs in a biphasic movement by first releasing the IP, which then blocks the pore from the cytoplasmic side. To further narrow down the resting position of the inactivation peptide, we used Lanthanide-based Resonance Energy transfer and transition metal FRET. We propose that the inactivation peptide is located in the window formed by the channel and the T1 domain, interacting with the acidic residues of the T1 domain. In a follow-up study, we explored the reason underlying slow inactivation kinetics observed during the study of N-type inactivation in the first project. High expression of Shaker channels results in slowing of the N-type inactivation. The C-terminus of the channel interacts with membrane associated scaffold proteins for cluster formation. In this study, we have shown that by truncating the last four C-terminal residues involved in cluster formation, and hence preventing channel clustering, we also prevent slowing of the inactivation kinetics in Shaker channels. We also showed that slow N-type inactivation is not affected by accumulation of external [K+] or any crosstalk between the neighboring subunits. The second project not only elucidates the cause of the inactivation slow-down but illustrates that the channels alter their behavior dependent on the expression conditions. Results found on the molecular level can thus not always be extrapolated to the cellular level.