Développé en 2012, le système CRISPR-Cas a d'ores et déjà révolutionné les sciences du vivant en démocratisant l'édition du génome grâce à sa simplicité d'usage, sa forte efficacité et son adaptabilité. Néanmoins, l'efficacité et la précision de ce système varient grandement ce qui peut freiner ou empêcher sa mise en place. Mes travaux de doctorat se sont articulés autour de ces deux thématiques. L'édition du génome à l'aide de nucléases artificielles repose sur l'activation des voies de réparation de la cellule par induction d'une cassure double brin (DSB) dans l'ADN. Le système CRISPR-Cas est composé d'une nucléase (Cas) associée à un ARN guide qui se lie à la séquence ciblée par appariement de base. Une fois la DSB induite par la nucléase, plusieurs mécanismes de réparation entrent en compétition pour réparer la cassure. La réparation par jonction d'extrémités non-homologues (NHEJ) peut entrainer l'insertion de mutations ce qui permet de réaliser des inactivations de gène alors que la réparation par recombinaison homologue (HDR) permet des corrections ou insertions précises. Les stratégies les plus répandues pour améliorer l'efficacité de l'édition génique reposent sur l'utilisation de marqueurs de sélection. Néanmoins, ces marqueurs peuvent influencer la physiologie des cellules et leur utilisation n'est pas envisageable dans un cadre thérapeutique. Pour y remédier nous avons développé une méthode de cosélection sans marqueur se basant sur la création d'un allèle à gain de fonction. En modifiant le gène ATP1A1 encodant pour la pompe Na+/K+ ATPase par NHEJ et HDR nous avons conféré une résistance à l'ouabaïne aux cellules tout en conservant la fonctionnalité de la pompe. En ciblant simultanément le gène ATP1A1 et un gène d'intérêt, le traitement des cellules à l'ouabaïne permet de sélectionner les cellules résistantes et enrichir la population en cellules génétiquement modifiées dans le gène d'intérêt. Nous avons obtenu des augmentations drastiques de l'efficacité de NHEJ et de HDR et la cosélection à l'aide de Cas12a permet d'enrichir facilement et simultanément de multiples cibles. La méthode est simple et rapide à mettre en place et nous avons démontré sa versatilité en l'appliquant à diverses lignées cellulaires dont les cellules souches et progénitrices hématopoïétiques couramment utilisées en thérapie génique ex vivo, ce qui permet d'envisager de futures applications thérapeutiques. Notre stratégie a été déployée dans de nombreux laboratoires depuis sa publication et, de manière significative, elle a également été utilisée pour enrichir les événements de réparation des éditeurs de base et éditeurs par transcriptase inverse (prime editing) et pourrait aussi être applicable aux futurs outils d'édition du génome. La HDR est la voie privilégiée pour des perspectives thérapeutiques. Néanmoins, la NHEJ est la voie de réparation majoritaire dans les cellules humaines et la recombinaison homologue n'est active que lors des phases S et G2 du cycle cellulaire. La fusion de Cas9 avec le dégron de la géminine a permis de restreindre son activité aux phases S, G2 et M du cycle cellulaire et augmenter sensiblement le ratio de réparation par HDR. Parallèlement à la réplication de l'ADN, la recombinaison homologue présente un pic d'activité en milieu de phase S puis son activité diminue. Nous avons émis l'hypothèse que restreindre l'activité de la nucléase à la phase S permettrait d'augmenter davantage le ratio de réparation par HDR. Néanmoins, aucun dégron existant ne permet une dégradation lors des phases G1, G2 et M. Le système d'identification Fucci se base sur la fusion de dégrons à des protéines fluorescentes pour marquer les différentes phases du cycle cellulaire. Afin de développer un nouveau dégron permettant d'améliorer les systèmes Fucci et CRISPR, nous nous sommes intéressés à SLBP, une protéine active uniquement lors de la phase S. Nous avons caractérisé son dégron et l'avons utilisé afin de développer une sonde fluorescente spécifique de la phase S dont le profil d'expression a été confirmé par cytométrie en flux et microscopie en temps réel. Le marquage précis de la phase S pourrait notamment aider à élucider les voies de réparation de l'ADN. Nous avons également démontré que la fusion d'un de nos dégrons avec SpCas9 permet d'augmenter le taux de réparation par HDR de manière plus significative que le dégron de la géminine. Il sera intéressant d'évaluer sa synergie avec d'autres stratégies d'optimisation du système CRISPR. / Developed in 2012, the CRISPR-Cas system has rapidly revolutionized life sciences and is routinely used in research laboratories worldwide. Its efficiency, simplicity and versatility greatly facilitate gene editing and functional genomics. However, the variability of its precision and efficiency is a major concern since it restrains its implementation, especially for therapeutic use. My PhD investigations revolves around these challenges. Gene editing through artificial nucleases relies on inducing a double-strand break (DSB) in the DNA to activate cellular repair pathways. For CRISPR-Cas systems, targeting is realised through base pairing between the targeted sequence and a guide RNA that associates with the Cas nuclease, making the design of new guides a simple process. Once the nuclease has elicited the DSB, several repair mechanisms compete to repair the break. Non-homologous end joining (NHEJ) can lead to mutations in the targeted sequence and allows gene knock-out while homology-directed repair (HDR) permits precise corrections or insertions. The most common strategy to enrich for cells that have undergone the desired genetic modification relies on the use of selection markers. However, since these markers can impact cell physiology, they are not suitable for therapeutic use. To address this issue, we have developed a marker free co-selection method based on the creation of a gain of function allele. By targeting ATP1A1, the gene encoding for the Na+/K+ ATPase pump, we conferred resistance to ouabain to the cells by either NHEJ or HDR while conserving the pump properties. Simultaneous targeting of ATP1A1 and a gene of interest followed by cell treatment with ouabain allows enrichment for cells genetically modified in the gene of interest. We observed a drastic improvement in efficiency for both NHEJ and HDR events and several targets can be enriched simultaneously and easily by exploiting Cas12a multiplexing capabilities. It's a simple and fast strategy and we have demonstrated its versatility by modifying various cell lines including hematopoietic and progenitor stem cells, commonly used in ex vivo gene therapy, demonstrating therapeutic potential. Since its publication, the ATP1A1 co-selection strategy has been exploited in numerous laboratories and successfully applied to enrich for base and prime editors' modifications and it could as well be applied to future genome editing tools, further demonstrating its versatility. Due to its fidelity, HDR is the preferred pathway for potential therapeutic use. Nevertheless, NHEJ is the major repair mechanism in human cells and homologous recombination is only active during S and G2 cell cycle phases. Although inhibiting NHEJ or promoting HDR by targeting proteins involved in these pathways is greatly efficient, the efficiency variability between cell lines and toxicity is considerable. Fusing Cas9 to the geminin degron restricts its activity to the S, G2 an M phases and slightly improves the HDR ratio. Alongside DNA replication, homologous recombination activity is thought to peak in the mid S phase and decline during G2 phase. We hypothesized that restricting Cas9 nuclease expression to the S phase will further bias repair towards HDR. However, no degron allowing G1, G2 and M phases degradation has been developed yet. The Fucci system is based on the fusion between degrons and fluorescent proteins to distinguish the different cell cycle phases but lack an S-phase specific probe. To improve cell cycle identification and HDR ratio, we decided to develop a degron allowing such a regulation. In that order, we studied the stem-loop binding protein (SLBP) which bind histone mRNAs and is only active during S phase and is degraded in other phases. We analysed SLBP endogenous expression pattern, characterised its degron, and used it to engineer an S-phase specific probe that we named Fucci-S. K562 and HeLa S3 cells constitutively expressing Fucci-S probe were created and their fluorescence expression pattern were analysed by FACS and live cell microscopy to confirm its S-phase specificity. Combined with the Fucci probes it allows to differentiate all the cell cycles phases and could be used in developmental and DNA repair studies. Fusing one of our newly developed degrons to SpCas9 increases HDR ratio more than the geminin degron. Additional studies would allow to establish its range of use and how it synergizes with other CRISPR-Cas optimisation strategies.

Les technologies CRISPR-Cas9 révolutionnent la façon dont on interroge les systèmes biologiques et offrent un immense potentiel thérapeutique pour diverses maladies génétiques. Malgré les progrès fulgurants des dernières années, l'ingénierie ciblée du génome des cellules humaines demeure un défi de taille dans certains types cellulaires. La cosélection sans marqueur est une méthode qui consiste à introduire une mutation précise dans un gène endogène pour conférer de la résistance à une molécule toxique pour les cellules non modifiées, permettant l'enrichissement des cellules modifiées par CRISPR-Cas9. Comme deux différents évènements de modifications génétiques ne sont pas statistiquement indépendants au sein d'une même cellule, la sélection des cellules ayant la première modification permet l'enrichissement d'une deuxième modification d'intérêt à un locus distant par cosélection. Dans le cadre du premier chapitre de cette thèse, nous avons développé une méthode de cosélection pour permettre l'enrichissement des cellules modifiées par éditeur de type PE, de l'anglais pour « prime editing ». Nous avons identifié des mutations dominantes avec gain de fonction du gène ATP1A1 qui confèrent différents niveaux de résistance à l'ouabaïne, un inhibiteur de la pompe à sodium/potassium (ATPase Na⁺/K⁺). Ces nouvelles mutations permettent d'effectuer jusqu'à trois étapes successives de cosélection en augmentant la dose d'ouabaïne à chape étape. La cosélection facilite grandement l'enrichissement de populations de cellules hautement modifiées et l'isolement de clones dérivés d'une seule cellule homozygote pour une modification désirée. La caractérisation des clones a révélé que l'utilisation de l'éditeur PE3 génère fréquemment des modifications non voulues et plus difficiles à détecter étant donné leurs plus grandes tailles. En somme, nos méthodes devraient faciliter l'ingénierie ciblée du génome des cellules humaines pour créer des modèles cellulaires pour la recherche biomédicale. Dans le cadre du deuxième chapitre de cette thèse, nous avons développé une méthode de sélection sans marqueur pour l'ingénierie ciblée du génome des lymphocytes T pour diverses applications en thérapie cellulaire. Cette méthode permet de simultanément intégrer un transgène codant pour un récepteur antigénique chimérique (CAR) et une mutation gain de fonction dans le locus MTOR. Cette mutation permet la sélection sans marqueur avec la rapamycine, un inhibiteur de mTOR couramment utilisé en clinique comme immunosuppresseur. Notre approche permet donc d'enrichir les cellules modifiées par CRISPR-Cas9 qui expriment un transgène thérapeutique d'intérêt. À partir d'un rapporteur fluorescent de signalisation mTORC1, nous avons démontré que mTOR demeure fonctionnelle en présence de rapamycine après l'intégration du transgène d'intérêt et de la mutation dominante. Cette méthode permet l'enrichissement efficace de lymphocytes T primaires exprimant un récepteur CD19-CAR. À partir d'essais de cytotoxicité in vitro et d'un modèle murin de leucémie lymphoblastique aiguë, nous avons observé un effet combiné des lymphocytes CAR-T et de la rapamycine en ciblant des lymphocytes B cancéreux (CD19⁺). En somme, notre stratégie devrait faciliter l'ingénierie ciblée du génome des lymphocytes T pour diverses applications en thérapie cellulaire. / CRISPR-based technologies are revolutionizing the way we interrogate biological systems, and offer a diverse array of therapeutic opportunities to treat genetic diseases. Despite significant improvements, genome editing in human cells remains challenging in a variety of cell types. Marker-free co-selection is based on the installation of a specific mutation at an endogenous locus to confer cellular resistance to a molecule that is otherwise toxic for unmodified cells, allowing the enrichment of CRISPR-engineered cells. Considering that two genome editing events at distant loci are not statistically independent within the same cell, selection for the first modification allows the enrichment of a second modification of interest via co-selection. As part of the first chapter of this thesis, we developed a marker-free co-selection method to perform successive rounds of prime editing in human cells. We first identified new ATP1A1 gain-of-function mutations to confer different levels of resistance to ouabain, a plant-derived inhibitor of the essential and ubiquitous sodium-potassium pump (Na⁺/K⁺ ATPase). Introducing these mutations sequentially allowed up to three successive rounds of selection to be performed by increasing the dose of ouabain at each step. Co-selection greatly facilitates the isolation of highly-modified populations of cells and homozygous single cell-derived clones. Characterization of single cell-derived clones revealed that the use of a complementary nick sgRNA (PE3) frequently generates tandem duplications and large deletions at the target site. Overall, our co-selection toolkit should facilitate prime editing in human cells to create cellular models for biomedical research. As part of the second chapter of this thesis, we have developed a marker-free selection method to enrich CRISPR-engineered T cells for cell therapy applications. We devised a strategy to simultaneously introduce a rapamycin resistance mutation and a CAR gene cassette to the MTOR locus via intron nesting to generate rapamycin-resistant CD19-CAR-T cells. Our strategy allows the enrichment of CRISPR-engineered T cells expressing a therapeutic transgene of interest with rapamycin, a widely used immunosuppressant. Using a fluorescent mTORC1 signaling reporter, we confirmed that mTORC1 signaling remained functional in the presence of rapamycin after the installation of the dominant gain-of-function mutation and a therapeutic transgene of interest. Using luciferase-based and FACS-based in vitro cytotoxicity assays, and a mouse model of acute lymphoblastic leukemia, we confirmed that our CAR-T cells could efficiently target CD19⁺ leukemia cells in combination with rapamycin. We foresee that our strategy could both facilitate the enrichment of CRISPR-engineered CAR-T cells and improve tumor eradication.

Le large éventail d'applications du système CRISPR-Cas a conduit à des innovations biotechnologiques qui sont sur le point de transformer l'industrie pharmaceutique actuelle. Néanmoins, l'atteinte d'un haut niveau d'efficacité à un gène cible reste encore aujourd'hui un défi pour l'édition du génome. Ceci est dû principalement à la capacité encore limitée de modifier tous les sites du génome humain, tout comme le faible taux de recombinaison homologue obtenu chez les cellules de mammifères. Ainsi, l'optimisation des processus de modification génique s'avère indispensable pour favoriser les diverses utilisations de l'édition du génome. Dans cette thèse, il a été question de (i) développer une méthode d'enrichissement de cellules génétiquement modifiées et (ii) augmenter la polyvalence de l'édition du génome en augmentant la plage de ciblage du système CRISPR-Cas9 dans le génome humain. L'objectif de la première partie de cette thèse visait à étudier la fonctionnalité du gène ATP1A1, codant pour la pompe sodium/potassium (Na⁺/K⁺ ATPase), comme marqueur endogène de l'édition du génome. Dans ce sens, nous avons modifié la sensibilité de cette pompe pour l'ouabaïne en insérant des mutations dominantes dans le locus ATP1A1, ce qui a permis de générer des cellules résistantes à l'ouabaïne. La capacité de multiplexage du système CRISPR-Cas permet de co-cibler simultanément ATP1A1 et le locus d'intérêt, où il est possible d'enrichir des évènements de réparation par NHEJ ou par RH dans les deux locus à la suite de l'ajout d'ouabaïne. Ainsi, nous avons démontré que cette approche peut être appliquée non seulement aux lignées cellulaires, mais aussi aux cellules primaires ce qui permet d'envisager une possible utilisation pour le développement thérapeutique ex vivo. Dans le deuxième objectif de cette thèse, il était question d'optimiser le système CRISPR1-Cas9 de Streptococcus thermophilus dans le but d'élargir le répertoire de nucléases pour l'édition du génome. Dans ce sens, nous avons optimisé l'expression de l'ARN guide et nous avons caractérisé diverses variantes de St1Cas9 permettant de cibler des régions riches en A/T. Autant sous forme de nucléase que d'éditeur de base, l'application de nos variantes de St1Cas9 in vitro a permis d'obtenir des hauts taux d'édition du génome humain. Ainsi, la taille de St1Cas9 est idéale pour sa vectorisation avec son ARN guide dans un seul vecteur adéno-associés (AAV). Dans ce sens, nous avons démontré que l'administration du vecteur AAV-St1Cas9 permet de sauver la létalité et les anomalies métaboliques dans un modèle murin de tyrosinémie héréditaire de type I. En tout, ces travaux illustrent des outils permettant d'augmenter le rendement d'édition et l'ouverture de nouvelles régions géniques pouvant être ciblées à l'intérieur du génome humain à l'aide du système CRISPR-Cas9. Ainsi, nous avons démontré la fonctionnalité des outils développés au cours de ce projet de thèse pour diverses applications ex vivo et in vivo, permettant ainsi d'élargir le potentiel thérapeutique de l'édition du génome.

Titre de l'écran-titre (visionné le 12 janvier 2024) / Les protéines sont des machines moléculaires essentielles au fonctionnement des organismes vivants. Malgré plus de 60 ans de recherche en ce sens, notre compréhension des mécanismes qui façonnent leur évolution reste loin d'être complète. Les nouvelles méthodes d'édition de génome offrent de nouvelles possibilités en termes de méthodologie pour l'étude à haut débit de l'effet des mutations sur la fonction des protéines. Les connaissances découlant de ces nouvelles approches ont un potentiel important pour améliorer la santé humaine, animale et végétale. Les travaux effectués dans le cadre de cette thèse ont en premier lieu élaboré une nouvelle méthodologie basée sur l'édition de base pour l'étude à haut débit de l'effet des mutations sur la fonction des protéines. Cette approche a identifié plus de 700 sites ayant une importance fonctionnelle dans les gènes essentiels de levure. Les données générées par cette expérience ont aussi permis d'identifier des propriétés de sgRNA déterminantes pour l'efficacité de l'édition base. Dans le deuxième chapitre, nous avons utilisé une approche de mutagenèse systématique pour caractériser les mutations menant à la résistance à un antifongique, la 5-fluorocytosine, dans le gène FCY1. Nous avons en même temps pu mesurer les compromis résistance-fonction pour les mutants de ce gène, et pu valider la capacité de notre jeu de données à prédire le phénotype de résistance de mutants d'orthologues provenant d'espèces de levures pathogènes. Finalement, nous avons utilisé nos connaissances des propriétés de FCY1 acquises au chapitre précédent pour en faire un modèle d'évolution des protéines. Plus précisément, nous avons exploré le rôle potentiel de l'épistasie en trans entre des mutants de perte de fonction dans la transition d'un complexe homomérique vers hétéromérique suite à une duplication de gène. Nous avons découvert des centaines de paires d'allèles inactifs de FCY1 pouvant se complémenter, et avons pu explorer les propriétés de ces mutants et des complexes hétéromériques résultants. / Proteins are molecular machines essential to the functioning of living organisms. Despite more than 60 years of research in this direction, our understanding of the mechanisms that shape their evolution remains far from complete. Recently developed genome tools methods offer new possibilities in terms of methodology for the high-throughput study of the effect of mutations on protein function. The knowledge resulting from these new approaches has significant potential in human, animal, and plant health. In the first chapter of this thesis, we developed a new methodology based on base editing for the high-throughput study of the effect of mutations on protein function. This approach identified more than 700 sites of functional importance in essential yeast genes. The data generated by this experiment also made it possible to understand sgRNA properties that are decisive for the efficiency of base editing. In the second chapter, we used a systematic mutagenesis approach to characterize the mutations leading to resistance to an antifungal, 5-fluorocytosine, in the FCY1 gene. At the same time, we measured the resistance-function trade-offs for mutants of this gene and validated the ability of our dataset to predict the resistance phenotype of orthologous mutants from pathogenic species. Finally, we used our knowledge of the properties of FCY1 acquired in the previous chapter to use it as a model for protein evolution. Specifically, we explored the potential role of trans epistasis between loss-of-function mutants in the transition from a homomeric to a heteromeric complex following gene duplication. We have discovered hundreds of pairs of inactive FCY1 alleles that can complement each other, and have been able to explore the properties of these mutants and the resulting heteromeric complexes.

La leucémie aigüe myéloïde est un cancer hautement létal notamment parce que le taux de rechutes est élevé, ce qui traduit l’importance du développement de nouvelles thérapies. Ces dernières peuvent tirer avantage du fait que les cellules leucémiques peuvent exprimer des antigènes qui ne sont pas exprimés par les tissus sains, soit les antigènes spécifiques aux tumeurs (TSA). À cet effet, nos collaborateurs ont découvert une source importante « d'aberrantly expressed TSA » (aeTSA) dans les régions non codantes de l’ADN. Ces aeTSA sont présentés par les molécules de CMH I et plusieurs ont provoqué la réactivité des lymphocytes T (LTs) in vitro. En plus d'être spécifiques aux cellules cancéreuses, ces aeTSA sont partagés entre plusieurs patients ce qui fait d'eux des cibles intéressantes dans le cadre d’immunothérapies. Sachant que c’est le récepteur de cellules T (TCR) qui confère la spécificité aux LTs, le but est d'isoler et de caractériser des TCR anti-aeTSA en vue de leur utilisation comme outils thérapeutiques. Pour ce faire, l’expansion de LTs CD8+ naïfs provenant de donneurs sains a été réalisée grâce à une co-culture avec des cellules dendritiques autologues chargées avec l'aeTSA d’intérêt. Les LTs CD8+ spécifiques du aeTSA ont été triés à l’aide d'un marquage dextramères et l’ARN a été isolé afin de réaliser le séquençage du TCR. Ce dernier a révélé que le répertoire de TCR anti-aeTSA est nettement oligoclonal, facilitant l'identification des séquences des chaînes α et β des clonotypes les plus abondants. En revanche, les répertoires de TCR anti-LMP2 426-434 (antigène viral) et anti-WT1 37-45 (antigène associé aux tumeurs) étaient plus diversifiés. De plus, des tests d'avidité fonctionnelle réalisés à l'aide d'ELISpot en concentrations décroissantes de peptides ont révélé que l'avidité fonctionnelle des LTs qui reconnaissent les aeTSA est similaire à celle du peptide LMP2 426-434, ce qui suggère que les aeTSA stimulent des réponses T de hautes avidités. Ensuite, la délétion du TCR endogène a été réalisée à l'aide de la technique CRISPR-Cas9, montrant plus de 90% d'efficacité. À des fins d'optimisation de protocoles, le TCR 1G4 spécifique de NY-ESO-1 a été introduit dans le locus TRAC et, simultanément, le knock-out de la chaîne α du TCR endogène a été réalisé afin de limiter les mésappariements et la compétition entre ces deux TCR. Les prochaines étapes seront d’introduire le gène codant pour le TCR spécifique d'aeTSA dans des LTs et de vérifier que les cellules éditées sont réactives envers ces aeTSA. Finalement, ce projet pourrait ouvrir la voie au ciblage d'aeTSA à l’aide de l’ingénierie du TCR pour rediriger un grand nombre de LTs envers les cellules leucémiques. / Acute myeloid leukemia is a highly lethal cancer for which effective immunotherapies are actively sought. These immunotherapies can take advantage of the fact that leukemia cells can express antigens that are not expressed by healthy tissues, namely tumor-specific antigens (TSA). In this regard, our collaborator's team has discovered an important source of aberrantly expressed TSA (aeTSA) in the non-coding regions of DNA. These aeTSAs are presented by MHC 1 molecules and can elicit T cells reactivity in vitro. In addition to being specific to cancer cells, these aeTSAs are shared between several patients, which makes them interesting targets in the context of immunotherapies. Knowing that the T cell receptor (TCR) is responsible for T cells specificity, the goal is to isolate and characterize anti-aeTSA TCRs for their use as therapeutic tools. To this end, we expanded aeTSA-specific T cells from naive CD8+ T cells obtained from healthy donors through co-culture with autologous dendritic cells loaded with the relevant aeTSA. The aeTSA-specific CD8+ T cells identified by dextramer staining were sorted for RNA extraction TCR sequencing. Amplicon sequencing reveals that the expanded anti-aeTSA TCR repertoire is markedly oligoclonal, facilitating the identification of dominant TCR α and β chains. In contrast, the anti-LMP2 426-434 (viral antigen) and anti-WT1 37-45 (tumor-associated antigen) TCR repertoires were more diverse. In addition, functional avidity tests, performed using ELISpot in decreasing concentrations of peptides, revealed that the functional avidity of T cells recognizing aeTSA is similar to LMP2 426-434 peptide, suggesting that aeTSAs stimulate high-avidity responses. Then, endogenous TCR knock-out was performed using the CRISPR-Cas9 technique, showing more than 90% efficiency. For protocol optimization purposes, the 1G4 TCR specific for NY-ESO-1 was introduced into the TRAC locus and, simultaneously, the knock-out of the α chain of the endogenous TCR was achieved in order to limit mismatches and competition between these two TCRs. The next steps will be to introduce the gene coding for the aeTSA-specific TCR into T cells and to validate that the edited cells are reactive toward these aeTSAs. Ultimately, this project could pave the way for targeting aeTSAs using TCR engineering to redirect large numbers of T cells toward leukemic cells.