Development of atherosclerosis, the hardening of the arteries, is dependent on levels of serum cholesterol, which is regulated by the liver via LDL receptors (LDLR). The expression and internalization of LDL receptors depend on several proteins including PCSK9. In fact, previous studies in our laboratory have shown that NEU1 down regulation leads to LDLR hypersialylation which results in its stabilization via reduced interactions with PCSK9. New evidence suggests that NEU1 which de-sialylates LDLR, may affect the ability of another hepatic receptor, the asialoglycoprotein receptor (ASGR), which is comprised of ASGR1 and ASGR2, to interact with LDLR potentially causing its internalization and therefore reduced ability to take up LDL. We investigated how sialidase plays a role in the interaction of ASGR with LDLR. Knockdown and overexpression experiments suggest that NEU1 allows stabilization of LDLR at the cell membrane via ASGR interactions. Treatment of HepG2 cells with monensin which inhibits recycling from the early endosome, unveiled a new truncated ASGR1 isoform potentially lacking its lectin motif. This may be a novel regulatory step in ASGR biosynthesis that warrants further studies. Lysosomal inhibition with chloroquine resulted in concurrent accumulations of NEU1, LDLR and ASGR1, further suggesting these proteins are biosynthetically connected. Our studies revealed a novel isoform of ASGR1 in membrane fractions of HepG2 cell lysates that can associate with NEU1 and LDLR. The impact of NEU1 and ASGR1 on the function and stability of LDLR might lead to new clues for lowering serum cholesterol and reducing atherosclerosis. / Thesis / Master of Science (MSc)

The current thesis presents work on the structure and dynamics of oligosaccharides and polysaccharides as well as the free energetics of carbohydrate-protein interactions. By applying various computational tools such as molecular dynamics simulation, our in-house fast sugar structure prediction software, replica exchange molecular dynamics, homology modeling, umbrella sampling, steered molecular dynamics as well as the thermodynamic integration formalism, we have been able to study the role of water on the surface of homopolysaccharides as well as complex oligosachharides, we have been able to produce a prediction of the bound structure of triantennary oligosaccride on the asialoglycoprotein receptor, we have been able to estimate the free energy of binding of ManΑ1→2Man to the HIV-1 inactivating protein, Cyanovirin-N as well as the relative binding free energies of mutants of Cyanovirin-N to the same ligand.

L'alpha-1 antitrypsine (A1AT) est un inhibiteur de sérine protéase sécrété principalement par le foie et libéré dans la circulation où sa concentration physiologique est de 1,5 à 3,5 g/L. La principale fonction de l'A1AT est d'inhiber l'activité de l'élastase des neutrophiles (NE) afin de maintenir l'équilibre protéase/anti-protéase dans les poumons. Son déficit (A1ATD) touche plus de 3,4 millions d'individus dans le monde chez qui l'élastase des neutrophiles décompose l'élastine, provoquant ainsi une diminution de l'élasticité du poumon ainsi qu'une dégradation de son tissu conjonctif. En conséquence, l'A1ATD entraîne des troubles respiratoires tels que l'emphysème ou la maladie pulmonaire obstructive chronique et ceux qui en sont atteints nécessitent des injections fréquentes d'A1AT purifiée à partir du sang d'un donneur. Cependant, l'A1AT plasmatique est hétérogène dans son état de glycosylation et sa qualité varie d'un lot à l'autre. De plus, il y a un risque, même très faible, de transmission d'agents pathogènes avec l'administration d'A1AT purifiée par plasma. Par conséquent, il existe un besoin pour une version recombinante. La glycoprotéine mature possède trois sites de N-glycosylation comprenant principalement des structures de type complexe bi-antennaires afucosylées et α-2,6-di-sialylées, A2G2S2 (6,6). Bien que la glycosylation ne soit pas essentielle à l'activité inhibitrice de l'A1AT, il a été démontré qu'elle a un impact significatif sur sa demi-vie in vivo. Notamment, l'acide sialique, un monosaccharide terminal chargé négativement présent sur les N-glycanes, aide à prolonger la demi-vie de l'A1AT dans le sérum en empêchant l'interaction entre l'avant-dernier galactose (Gal) du N-glycane et les récepteurs hépatiques des asialoglycoprotéines (ASGPRs), composés de deux sous-unités appelées lectines hépatiques (HL) 1 et 2, qui se lient aux glycoprotéines asialylées contenant un Gal terminal et conduisent à leur dégradation. Par conséquent, il est important de produire A1AT dans un système d'expression qui peut effectuer les modifications post-traductionnelles (PTM) appropriées à des fins thérapeutiques. Jusqu'à présent, la production d'A1AT recombinante (rA1AT) a été tentée dans différents systèmes d'expression cellulaire avec un succès limité. Malgré la disponibilité de diverses lignées cellulaires, les cellules ovariennes de hamster chinois (CHO) ont été largement utilisées pour la production de glycoprotéines thérapeutiques car ces cellules sont compatibles avec des stratégies de glyco-ingénierie pour produire des glycoprotéines recombinantes composées de glycanes de type humain. Cependant, ces cellules synthétisent des N-glycanes de type complexe comprenant de la fucosylation centrale et de l'acide sialique lié en α-2,3. Par conséquent, dans ce projet, l'objectif était de développer une version recombinante d'A1AT avec un profil de glycosylation humaine exprimée en cellules CHO modifiées et qui se prête à des utilisations thérapeutiques. À cette fin, dans notre étude, nous avons d'abord empêché l'α-2,3 sialylation ainsi que la fucosylation centrale en éliminant les gènes responsables via la technologie CRISPR/Cas9, suivie de la surexpression de l'α-2,6‐sialyltransférase humaine à l'aide d'un système d'expression inductible au cumate. Nous avons ensuite montré la supériorité du promoteur inductible CR5 pour l’expression de A1AT par rapport à cinq promoteurs constitutifs forts couramment utilisés dans l'industrie. En utilisant le promoteur CR5, nous avons généré des populations de CHO stables modifiées par glyco-ingénierie produisant plus de 2,1 g/L pour la forme native et 2,8 g/L pour la version mutée d'A1AT avec des N-glycanes analogues au produit clinique dérivé du plasma, la Prolastin-C. L'effet bénéfique de la supplémentation en N‐acétylmannosamine du milieu de culture cellulaire sur la glycosylation de l'A1AT a également été démontré. Enfin, nous avons montré que l'activité anti‐élastase des rA1ATs est comparable à celle de la Prolastin-C, et que la substitution des résidus méthionines critiques par des valines rendait A1AT significativement plus résistante à l'oxydation. Nous avons ensuite étudié l'impact de la glycosylation d'A1AT sur son interaction avec les orthologues d'ASGPR. Pour cela, nous avons initialement utilisé un test d'internalisation cellulaire basé sur la lignée cellulaire hépatique humaine HepG2 connue pour exprimer les ASGPRs à sa surface et avons examiné leur interaction avec les rA1ATs possédant divers profils de glycosylation. Comme le test d'internalisation basé sur les cellules HepG2 a démontré un faible rapport signal sur bruit (SNR) ainsi qu'un niveau élevé de signal de fond d'internalisation, nous avons cherché à développer un nouveau test basé sur des cellules CHO surexprimant des orthologues ASGPR recombinants. Alors que la sous-unité HL-1 humaine seule était suffisante pour lier et internaliser l'A1AT asialylée, les sous-unités HL-1 et HL-2 étaient nécessaires pour former des récepteurs fonctionnels et ayant une forte affinité pour les ASGPR de rat et de souris. Afin d'améliorer le SNR de notre test cellulaire d'internalisation, le tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) a été utilisé pour enrichir les populations de cellules CHO pour celles exprimant des niveaux élevés d'orthologues ASGPR. Enfin, en utilisant des structures de glycanes remodelés par voie enzymatique de Prolastin-C, nous n'avons observé aucune internalisation lorsque les glycanes sont terminés avec α-2,6-Neu5Ac ni α-2,8-Neu5Ac-α-2,6-Neu5Ac par l’ASGPR de l'humain, du rat et de la souris. D'autre part, l'absorption de Prolastin-C portant des glycanes bi-antennaires avec une branche terminée par de l'acide sialique α-2,3 et l'autre par du galactose terminal, par l'ASGPR de souris a été statistiquement plus élevée que celle de l'humain et du rat. En somme, l'A1AT recombinante résistante à l'oxydation décrite dans ce projet pourrait représenter un meilleur médicament biothérapeutique tout en offrant une alternative sûre et plus stable pour la thérapie d'augmentation. Nous avons également contribué à une meilleure compréhension de l'impact de la sialylation de l'A1AT sur son internalisation cellulaire par les orthologues ASGPR. / Alpha-1 antitrypsin (A1AT) is a serine protease inhibitor secreted primarily by the liver, and released in the circulation where its physiological concentration is 1.5-3.5 g/L. The main physiological function of A1AT is to inhibit the activity of neutrophil elastase (NE) to maintain the protease/anti-protease balance in the lung. The A1AT deficiency (A1ATD) is affecting more than 3.4 million individuals worldwide where neutrophil elastase breaks down elastin, thereby causing a decrease in the elasticity of the lung as well as a degradation of its connective tissue. As a result, A1ATD leads to respiratory disorders such as emphysema or chronic obstructive pulmonary disease. Treatment of this health condition requires frequent injections of A1AT purified from donor blood. However, plasma A1AT is heterogeneous in its glycosylation state and its quality varies from batch to batch. Moreover, there is a risk, however very low, of pathogen transmittance with plasma-purified A1AT administration. Therefore, there is a need for recombinant version. The mature glycoprotein has three N-glycosylation sites possessing mostly afucosylated, α-2,6-di-sialylated bi-antennary complex-type structures, A2G2S2 (6,6). Though glycosylation is not essential for A1AT's inhibitory activity, it has been shown to have a significant impact on its in vivo half-life. Notably, sialic acid, a terminal negatively charged monosaccharide present on N-glycans, helps to prolong the half-life of A1AT in serum by preventing the interaction between the penultimate galactose (Gal) of the N-glycan and the hepatic asialoglycoprotein receptors (ASGPRs), composed of two subunits termed hepatic lectin (HL) 1 and 2, which bind to asialylated glycoproteins containing terminal Gal and lead to their degradation. To this extend, it is important to produce A1AT in an expression system that can carry out the appropriate post-translational modifications (PTMs) for therapeutic purposes. Thus far, the production of recombinant A1AT (rA1AT) has been attempted in different cell expression systems with limited success. Despite the availability of various cell lines, Chinese hamster ovary (CHO) cells have been widely used to produce therapeutic glycoproteins as these cells can tolerate glycoengineering strategies to produce recombinant glycoproteins with human-like glycans. However, these cells synthesize complex-type N-glycans with core-fucosylation along with α-2,3-linked sialic acid. Therefore, in this research project, the aim was to develop a recombinant version of A1AT with human glycosylation pattern expressed in genetically engineered CHO cells that would be amenable to therapeutic uses. To this end, in our study, we first prevented α-2,3 sialylation as well as core-fucosylation by eliminating the corresponding genes via CRISPR/Cas9 technology, followed by overexpressed human α-2,6‐sialyltransferase using a cumate‐inducible CHO expression system. We then showed superiority of the CR5 inducible promoter compared to five strong constitutive promoters commonly used in the industry. Using the CR5 promoter, we generated glycoengineered stable CHO pools producing over 2.1 g/L of the wild-type and 2.8 g/L of the mutein forms of A1AT, with N‐glycans analogous to the plasma‐derived clinical product, Prolastin-C. The effect of N‐acetylmannosamine supplementation to the cell culture media on the A1AT glycosylation was also demonstrated. Finally, we showed that the anti‐elastase activity of rA1ATs is comparable to that of Prolastin-C, and that substitution of critical methionine residues with valines rendered A1AT significantly more resistant to oxidation. We then studied the impact of A1AT glycosylation on its interaction with ASGPR orthologs. For this, we initially used a cell-based internalization assay based on the human HepG2 hepatic cell line known to express ASGPRs at its surface and examined their interaction with rA1ATs possessing various glycosylation profiles. As HepG2 cell-based internalization assay demonstrated poor signal-to-noise ratio (SNR) as well as high level of background internalization signal, we then aimed at developing a new assay based on CHO cells overexpressing recombinant ASGPRs orthologs. While human HL-1 subunit alone was sufficient to bind and internalize asialylated A1AT, both HL-1 and HL-2 subunits were required to form functional and high affinity receptors for the rat and mouse ASGPRs. To enhance SNR of our cell-based uptake assay, fluorescence-activated cell sorting (FACS) was used to enrich the CHO pools for cells expressing high levels of ASGPR orthologs. Finally, using enzymatically remodelled glycan structures of Prolastin-C, we observed no uptake when glycans are terminated with α-2,6-Neu5Ac nor α-2,8-Neu5Ac-α-2,6-Neu5Ac by human, rat, and mouse ASGPR orthologs. On the other hand, the uptake of Prolastin-C bearing bi-antennary glycans with one branch terminated with α-2,3 sialic acid and the other with terminal galactose, by mouse ASGPR was observed to be statistically higher than that by human and rat ASGPR orthologs. Collectively, the oxidation-resistant recombinant A1AT described in this project could represent a viable biobetter drug while offering a safe and more stable alternative for augmentation therapy. We also contributed a better understanding of the impact of A1AT sialylation on its cellular uptake by ASGPR orthologs.