Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Thèse numérisée par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal. / La cartographie peptidique est une technique comparative couramment utilisée pour l'analyse des protéines et l'identification de substitutions d'acides aminés ou de modifications post-transductionnelles dont certaines sont à l'origine de maladies graves comme l'anémie. Cette technique est constituée de trois étapes: le clivage enzymatique ou chimique de la protéine, la séparation et la détection des fragments peptidiques par une technique chromatographique. La cartographie peptidique de protéines provenant d'échantillons biologiques est une technique longue et fastidieuse. Afin de digérer les protéines, nous avons mis au point un microréacteur qui contient de la trypsine immobilisée sur un support solide. La solution de protéine est perfusée à travers le microréacteur où a lieu la digestion. Les fragments peptidiques sont collectés à la sortie du micro-réacteur et séparés par électrophorèse capillaire (CE). Ce microréacteur a montré une bonne reproductibilité des cartes peptidiques pour des concentrations de protéines assez élevées (0.08 mM). Cependant, le nombre de pics obtenus sur nos électrophérogrammes dans le cas de la [3-caséine est supérieur au nombre de peptides attendus. Nous avons montré que ce phénomène est dû au fait que les échantillons commerciaux de cette protéine comportent plusieurs isoforrnes. Dans les échantillons biologiques, les fragments peptidiques issus de la digestion de protéines sont souvent présents à des concentrations inférieures aux limites de détection usuelles par spectrophotométrie. Nous avons donc fabriqué un préconcentrateur fait de billes d'octadécylsilane (1 mm x 370 lm). Dans un premier temps, la solution de fragments peptidiques est perfusée à travers le préconcentrateur où les peptides sont retenus. Après connexion de celui-ci à un capillaire de séparation par électrophorèse capillaire, la désorption est effectuée en injectant à travers le préconcentrateur un petit volume d'une solution d'acétonitrile (65 n1). Ce volume d'élution est ensuite poussé par pression dans le capillaire de séparation. Pour éviter les problèmes associés à la présence du préconcentrateur lors de la séparation, ce dernier est déconnecté du capillaire de séparation avant application du voltage. Nos études ont montré que l'étape de préconcentration induit un phénomène chromatographique qui se superpose à la séparation électrophorétique. En conséquence, les cartes peptidiques obtenues avec une étape de préconcentration sont très différentes de celles obtenues à des concentrations élevées. En dépit de ce phénomène, nous avons obtenu des cartes peptidiques de digestats de la [3-caséine avec une bonne reproductibilité et avec des solutions de protéine à des concentrations de 400 nM. Afin de minimiser la perte d'échantillon, les manipulations et le temps nécessaires pour obtenir la cartographie peptidique à partir de la solution de protéine à basse concentration, nous avons connecté le microréacteur, le préconcentrateur et le capillaire de séparation en un système continu. Malgré la perte de résolution et d'efficacité induite par le design du système et le relativement important volume de désorption injecté (60 n1), nous avons atteint un facteur de préconcentration de 500. Nous avons obtenu les cartes peptidiques de différentes protéines à des concentrations allant de 400 nM à 800 nM en quatre heures et ce de manière reproductible. De plus, notre système est réutilisable.

La digestion enzymatique des protéines est une méthode de base pour les études protéomiques ainsi que pour le séquençage en mode « bottom-up ». Les enzymes sont ajoutées soit en solution (phase homogène), soit directement sur le gel polyacrylamide selon la méthode déjà utilisée pour l’isolation de la protéine. Les enzymes protéolytiques immobilisées, c’est-à-dire insolubles, offrent plusieurs avantages tels que la réutilisation de l’enzyme, un rapport élevé d’enzyme-sur-substrat, et une intégration facile avec les systèmes fluidiques. Dans cette étude, la chymotrypsine (CT) a été immobilisée par réticulation avec le glutaraldehyde (GA), ce qui crée des particules insolubles. L’efficacité d’immobilisation, déterminée par spectrophotométrie d’absorbance, était de 96% de la masse totale de la CT ajouté. Plusieurs différentes conditions d’immobilisation (i.e., réticulation) tels que la composition/pH du tampon et la masse de CT durant la réticulation ainsi que les différentes conditions d’entreposage tels que la température, durée et humidité pour les particules GA-CT ont été évaluées par comparaison des cartes peptidiques en électrophorèse capillaire (CE) des protéines standards digérées par les particules. Les particules de GA-CT ont été utilisés pour digérer la BSA comme exemple d’une protéine repliée large qui requit une dénaturation préalable à la digestion, et pour digérer la caséine marquée avec de l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC) comme exemple d’un substrat dérivé afin de vérifier l’activité enzymatique du GA-CT dans la présence des groupements fluorescents liés au substrat. La cartographie peptidique des digestions par les particules GA-CT a été réalisée par CE avec la détection par absorbance ultraviolet (UV) ou fluorescence induite par laser. La caséine-FITC a été, en effet, digérée par GA-CT au même degré que par la CT libre (i.e., soluble). Un microréacteur enzymatique (IMER) a été fabriqué par immobilisation de la CT dans un capillaire de silice fondu du diamètre interne de 250 µm prétraité avec du 3-aminopropyltriéthoxysilane afin de fonctionnaliser la paroi interne avec les groupements amines. Le GA a été réagit avec les groupements amine puis la CT a été immobilisée par réticulation avec le GA. Les IMERs à base de GA-CT étaient préparé à l’aide d’un système CE automatisé puis utilisé pour digérer la BSA, la myoglobine, un peptide ayant 9 résidus et un dipeptide comme exemples des substrats ayant taille large, moyenne et petite, respectivement. La comparaison des cartes peptidiques des digestats obtenues par CE-UV ou CE-spectrométrie de masse nous permettent d’étudier les conditions d’immobilisation en fonction de la composition et le pH du tampon et le temps de réaction de la réticulation. Une étude par microscopie de fluorescence, un outil utilisé pour examiner l’étendue et les endroits d’immobilisation GA-CT dans l’IMER, ont montré que l’immobilisation a eu lieu majoritairement sur la paroi et que la réticulation ne s’est étendue pas si loin au centre du capillaire qu’anticipée. / Digesting proteins using proteolytic enzymes is a standard method in proteomic studies and bottom-up protein sequencing. Enzymes can be added in solution or gel phase depending on how the protein has been isolated. Immobilized, i.e., insoluble, proteolytic enzymes offer several advantages such as reusability of enzyme, high enzyme-to-substrate ratio, and integration with fluidic systems. In this study, we prepared glutaraldehyde-crosslinked chymotrypsin (GA-CT), which creates insoluble particles. The immobilization efficiency was determined by absorbance spectrophotometry and found to be 96% of the total amount of chymotrypsin added. Different immobilization (i.e., crosslinking) conditions such as buffer composition/pH and initial mass of CT during crosslinking as well as different storage conditions such as temperature, time and humidity for the GA-CT particles were evaluated by comparing capillary electrophoretic (CE) peptide maps of protein standards digested with the particles. The GA-CT particles were used to digest BSA as an example of a large folded protein that needs denaturation prior to digestion, and casein-fluorescein isothiocyanate (FITC) as an example of a small, labeled substrate to test enzyme activity in the presence of substrate-bound fluorescent groups. Peptide mapping of digests from GA-CT particles was achieved by CE with ultraviolet (UV) absorbance or laser induced fluorescence (LIF) detection. FITC-labeled casein was digested by GA-CT to the same extent as with free (i.e., soluble) CT. An immobilized enzyme microreactor (IMER) was fabricated by immobilizing CT inside a 250 µm i.d. fused-silica capillary tube pre-treated with 3-aminopropyltriethoxysilane to functionalize the inner walls with amine groups. Glutaraldehyde was reacted with the amine groups and then CT was immobilized by crosslinking to the GA. IMERs based on GA-CT were fabricated using an automated CE system and used to digest BSA, myoglobin, a 9-residue peptide and a dipeptide as examples of large, medium and small substrates. Digests were studied by comparing peptide maps obtained by CE coupled to either UV or mass spectrometric (MS) detection in order to evaluate immobilization conditions as a function of buffer composition/pH and reaction times. A separate study, which used fluorescence microscopy to investigate the extent and location of GA-CT immobilization in the IMER, showed that immobilization only takes place primarily near the capillary walls and that crosslinking does not extend as far into the center of the IMER as had been expected.

Mémoire numérisé par la Division de la gestion de documents et des archives de l'Université de Montréal.

Mémoire numérisé par la Division de la gestion de documents et des archives de l'Université de Montréal

No description available.

La protéomique est un sujet d'intérêt puisque l'étude des fonctions et des structures de protéines est essentiel à la compréhension du fonctionnement d'un organisme donné. Ce projet se situe dans la catégorie des études structurales, ou plus précisément, la séquence primaire en acides aminés pour l’identification d’une protéine. La détermination des protéines commence par l'extraction d'un mélange protéique issu d'un tissu ou d'un fluide biologique pouvant contenir plus de 1000 protéines différentes. Ensuite, des techniques analytiques comme l’électrophorèse en gel polyacrylamide en deux dimensions (2D-SDS-PAGE), qui visent à séparer ce mélange en fonction du point isoélectrique et de la masse molaire des protéines, sont utilisées pour isoler les protéines et pour permettre leur identification par chromatographie liquide and spectrométrie de masse (MS), typiquement. Ce projet s'inspire de ce processus et propose que l'étape de fractionnement de l'extrait protéique avec la 2D-SDS-PAGE soit remplacé ou supporté par de multiples fractionnements en parallèle par électrophorèse capillaire (CE) quasi-multidimensionnelle. Les fractions obtenues, contenant une protéine seule ou un mélange de protéines moins complexe que l’extrait du départ, pourraient ensuite être soumises à des identifications de protéines par cartographie peptidique et cartographie protéique à l’aide des techniques de séparations analytiques et de la MS. Pour obtenir la carte peptidique d'un échantillon, il est nécessaire de procéder à la protéolyse enzymatique ou chimique des protéines purifiées et de séparer les fragments peptidiques issus de cette digestion. Les cartes peptidiques ainsi générées peuvent ensuite être comparées à des échantillons témoins ou les masses exactes des peptides enzymatiques sont soumises à des moteurs de recherche comme MASCOT™, ce qui permet l’identification des protéines en interrogeant les bases de données génomiques. Les avantages exploitables de la CE, par rapport à la 2D-SDS-PAGE, sont sa haute efficacité de séparation, sa rapidité d'analyse et sa facilité d'automatisation. L’un des défis à surmonter est la faible quantité de masse de protéines disponible après analyses en CE, due partiellement à l'adsorption des protéines sur la paroi du capillaire, mais due majoritairement au faible volume d'échantillon en CE. Pour augmenter ce volume, un capillaire de 75 µm était utilisé. Aussi, le volume de la fraction collectée était diminué de 1000 à 100 µL et les fractions étaient accumulées 10 fois; c’est-à-dire que 10 produits de séparations étaient contenu dans chaque fraction. D'un autre côté, l'adsorption de protéines se traduit par la variation de l'aire d'un pic et du temps de migration d'une protéine donnée ce qui influence la reproductibilité de la séparation, un aspect très important puisque 10 séparations cumulatives sont nécessaires pour la collecte de fractions. De nombreuses approches existent pour diminuer ce problème (e.g. les extrêmes de pH de l’électrolyte de fond, les revêtements dynamique ou permanent du capillaire, etc.), mais dans ce mémoire, les études de revêtement portaient sur le bromure de N,N-didodecyl-N,N-dimethylammonium (DDAB), un surfactant qui forme un revêtement semi-permanent sur la paroi du capillaire. La grande majorité du mémoire visait à obtenir une séparation reproductible d'un mélange protéique standard préparé en laboratoire (contenant l’albumine de sérum de bovin, l'anhydrase carbonique, l’α-lactalbumine et la β-lactoglobulin) par CE avec le revêtement DDAB. Les études portées sur le revêtement montraient qu'il était nécessaire de régénérer le revêtement entre chaque injection du mélange de protéines dans les conditions étudiées : la collecte de 5 fractions de 6 min chacune à travers une séparation de 30 min, suivant le processus de régénération du DDAB, et tout ça répété 10 fois. Cependant, l’analyse en CE-UV et en HPLC-MS des fractions collectées ne montraient pas les protéines attendues puisqu'elles semblaient être en-dessous de la limite de détection. De plus, une analyse en MS montrait que le DDAB s’accumule dans les fractions collectées dû à sa désorption de la paroi du capillaire. Pour confirmer que les efforts pour recueillir une quantité de masse de protéine étaient suffisants, la méthode de CE avec détection par fluorescence induite par laser (CE-LIF) était utilisée pour séparer et collecter la protéine, albumine marquée de fluorescéine isothiocyanate (FITC), sans l'utilisation du revêtement DDAB. Ces analyses montraient que l'albumine-FITC était, en fait, présente dans la fraction collecté. La cartographie peptidique a été ensuite réalisée avec succès en employant l’enzyme chymotrypsine pour la digestion et CE-LIF pour obtenir la carte peptidique. / Proteomics is a field of growing interest because the study of protein function and structure is essential to understand how an organism operates. This project is concerned with structural studies, or more precisely the primary amino acid sequence for identification of proteins. Protein determination starts with a protein extract obtained from tissue or a biological fluid, which can contain more than 1000 distinct proteins. Analytical techniques like two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis (2D-SDS-PAGE), which separates proteins based on their isoelectric point and molar mass, are then used to isolate the different proteins and permit their identification by liquid chromatography and mass spectrometry (MS) typically. This project, inspired by the fractionation of a protein extract by 2D-SDS-PAGE, proposes to support or to replace it with multiple fractionations by capillary electrophoresis (CE) in a quasi-multidimensional scheme. The individual fractions, containing a single protein or a mixture of proteins much less complex than the original extract, would then be analyzed to identify the proteins by peptide mapping and by protein mass mapping using analytical separation techniques and MS. To obtain a peptide map of proteins isolated in a fraction, enzymatic or chemical proteolysis is carried out and the peptide fragments in the digest are separated. The generated peptide map is either compared to a second sample to reveal changes, or the exact masses of the peptides are submitted to search engine like MASCOT™, which permits the identification of proteins by interrogation of genomic data bases. The exploitable advantages of CE compared to 2D-SDS-PAGE are its high separation efficiency, its rapid analysis and its easy automation. The challenge to overcome is its small quantity of mass available after CE fractionation due in part to protein adsorption on the capillary walls, but due mainly to the tiny sample volumes used in CE. To increase mass, a 75 µm ID capillary was used in this study. Also, the volume into which each fraction is collected was decreased from 1000 to 100 µL and each fraction was collected 10 times; in other words 10 injections of the protein mixture were made. On the other hand, protein adsorption leads to variations in peak area and migration time of a given protein which influences the repeatability of CE separations, a very important aspect since 10 cumulative separations are needed for fraction collection. There are numerous approaches to reduce this problem (e.g. using pH extremes for the background electrolyte, using dynamic or permanent capillary coatings, etc.) but in this project, studies focused on didodecyldimethylammonium bromide (DDAB), a surfactant that forms a semi-permanent wall coating in the capillary. The majority of work presented here was aimed at obtaining a reproducible CE separation of a standard protein mixture prepared in house (containing bovine serum albumin, carbonic anhydrase, α-lactalbumin and β-lactoglobulin) while using the DDAB coating. Studies of this particular coating material revealed that it was necessary to regenerate the DDAB coating between each injection of the protein mixture under the studied conditions: collection of 5 fractions of 6 min each across a 30-min separation that followed the DDAB regeneration, repeated 10 times. However, CE-UV and HPLC-MS analyses of the collected fractions showed none of the expected proteins present; they seemed to be below the instrument detection limits. In addition, the MS analyses revealed that DDAB had accumulated in the collected fractions due to its desorption from the capillary walls. To confirm that our efforts to collect a certain protein mass were sufficient, CE coupled to laser-induced fluorescence detection (CE-LIF) was used to separate and then collect the protein albumin labeled with fluorescein isothiocyanate (FITC) without the DDAB coating in the capillary. Analyses demonstrated that albumin-FITC was, in fact, present in the collected fraction. Peptide mapping was then successfully carried out using the enzyme chymotrypsin for digestion and CE-LIF for peptide mapping.

La cartographie peptidique est une méthode qui permet entre autre d’identifier les modifications post-traductionnelles des protéines. Elle comprend trois étapes : 1) la protéolyse enzymatique, 2) la séparation par électrophorèse capillaire (CE) ou chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC) des fragments peptidiques et 3) l’identification de ces derniers. Cette dernière étape peut se faire par des méthodes photométriques ou par spectrométrie de masse (MS). Au cours de la dernière décennie, les enzymes protéolytiques immobilisées ont acquis une grande popularité parce qu’elles peuvent être réutilisées et permettent une digestion rapide des protéines due à un rapport élevé d’enzyme/substrat. Pour étudier les nouvelles techniques d’immobilisation qui ont été développées dans le laboratoire du Professeur Waldron, la cartographie peptidique par CE est souvent utilisée pour déterminer le nombre total de peptides détectés et leurs abondances. La CE nous permet d’avoir des séparations très efficaces et lorsque couplée à la fluorescence induite par laser (LIF), elle donne des limites de détection qui sont 1000 fois plus basses que celles obtenues avec l’absorbance UV-Vis. Dans la méthode typique, les peptides venant de l’étape 1) sont marqués avec un fluorophore avant l’analyse par CE-LIF. Bien que la sensibilité de détection LIF puisse approcher 10-12 M pour un fluorophore, la réaction de marquage nécessite un analyte dont la concentration est d’au moins 10-7 M, ce qui représente son principal désavantage. Donc, il n’est pas facile d’étudier les enzymes des peptides dérivés après la protéolyse en utilisant la technique CE-LIF si la concentration du substrat protéique initial est inférieure à 10-7 M. Ceci est attribué à la dilution supplémentaire lors de la protéolyse. Alors, afin d’utiliser le CE-LIF pour évaluer l’efficacité de la digestion par enzyme immobilisée à faible concentration de substrat,nous proposons d’utiliser des substrats protéiques marqués de fluorophores pouvant être purifiés et dilués. Trois méthodes de marquage fluorescent de protéine sont décrites dans ce mémoire pour étudier les enzymes solubles et immobilisées. Les fluorophores étudiés pour le marquage de protéine standard incluent le naphtalène-2,3-dicarboxaldéhyde (NDA), la fluorescéine-5-isothiocyanate (FITC) et l’ester de 6-carboxyfluorescéine N-succinimidyl (FAMSE). Le FAMSE est un excellent réactif puisqu’il se conjugue rapidement avec les amines primaires des peptides. Aussi, le substrat marqué est stable dans le temps. Les protéines étudiées étaient l’-lactalbumine (LACT), l’anhydrase carbonique (CA) et l’insuline chaîne B (INB). Les protéines sont digérées à l’aide de la trypsine (T), la chymotrypsine (CT) ou la pepsine (PEP) dans leurs formes solubles ou insolubles. La forme soluble est plus active que celle immobilisée. Cela nous a permis de vérifier que les protéines marquées sont encore reconnues par chaque enzyme. Nous avons comparé les digestions des protéines par différentes enzymes telles la chymotrypsine libre (i.e., soluble), la chymotrypsine immobilisée (i.e., insoluble) par réticulation avec le glutaraldéhyde (GACT) et la chymotrypsine immobilisée sur billes d’agarose en gel (GELCT). Cette dernière était disponible sur le marché. Selon la chymotrypsine utilisée, nos études ont démontré que les cartes peptidiques avaient des différences significatives selon le nombre de pics et leurs intensités correspondantes. De plus, ces études nous ont permis de constater que les digestions effectuées avec l’enzyme immobilisée avaient une bonne reproductibilité. Plusieurs paramètres quantitatifs ont été étudiés afin d’évaluer l’efficacité des méthodes développées. La limite de détection par CE-LIF obtenue était de 3,010-10 M (S/N = 2,7) pour la CA-FAM digérée par GACT et de 2,010-10 M (S/N = 4,3) pour la CA-FAM digérée par la chymotrypsine libre. Nos études ont aussi démontrées que la courbe d’étalonnage était linéaire dans la région de travail (1,0×10-9-1,0×10-6 M) avec un coefficient de corrélation (R2) de 0,9991. / Peptide mapping is a routine method for identifying post-translational modifications of proteins. It involves three steps: 1) enzymatic proteolysis, 2) separation of the peptide fragments by capillary electrophoresis (CE) or high performance liquid chromatography (HPLC), 3) identification of the peptide fragments by photometric methods or mass spectrometry (MS). During the past decade, immobilized enzymes for proteolysis have been gaining in popularity because they can be reused and they provide fast protein digestion due to the high ratio of enzyme-to-substrate. In order to study new immobilization techniques developed in the Waldron laboratory, peptide mapping by CE is frequently used, where the total number of peptides detected and their abundance are related to enzymatic activity. CE allows very high resolution separations and, when coupled to laser-induced fluorescence (LIF), provides excellent detection limits that are 1000 times lower than with UV-Vis absorbance. In the typical method, the peptides produced in step 1) above are derivatized with a fluorophore before separation by CE-LIF. Although the detection sensitivity of LIF can approach 10 12 M for a highly efficient fluorophore, a major disadvantage is that the derivatization reaction requires analyte concentrations to be approx. 10 7 M or higher. Therefore, it is not feasible to study enzymes using CE-LIF of the peptides derivatized after proteolysis if the initial protein substrate concentration is <10-7 M because additional dilution occurs during proteolysis. Instead, to take advantage of CE-LIF to evaluate the efficiency of immobilized enzyme digestion of low concentrations of substrate, we propose using fluorescently derivatized protein substrates that can be purified then diluted. Three methods for conjugating fluorophore to protein were investigated in this work as a means to study both soluble and immobilized enzymes. The fluorophores studied for derivatization of protein standards included naphthalene-2,3-dicarboxaldehyde (NDA), fluoresceine-5-isothiocyanate (FITC) and 6-carboxyfluorescein N-succinimide ester (FAMSE). The FAMSE was found to be an excellent reagent that conjugates quickly with primary amines and the derivatized substrate was stable over time. The studied substrates were -lactalbumin (LACT), carbonic anhydrase (CA) and insulin chain-B (INB). The CE-LIF peptide maps were generated from digestion of the fluorescently derivatized substrates by trypsin (T), chymotrypsin (CT) or pepsin (PEP), either in soluble or insoluble forms. The soluble form of an enzyme is more active than the immobilized form and this allowed us to verify that the conjugated proteins were still recognized as substrates by each enzyme. The digestion of the derivatized substrates with different types of chymotrypsin (CT) was compared: free (i.e., soluble) chymotrypsin, chymotrypsin cross-linked with glutaraldehyde (GACT) and chymotrypsin immobilized on agarose gel particles (GELCT), which was available commercially. The study showed that, according to the chymotrypsin used, the peptide map would vary in the number of peaks and their intensities. It also showed that the digestion by immobilized enzymes was quite reproducible. Several quantitative parameters were studied to evaluate the efficacy of the methods. The detection limit of the overall method (CE-LIF peptide mapping of FAM-derivatized protein digested by chymotrypsin) was 3.010-10 M (S/N = 2.7) carbonic anhydrase using insoluble GACT and 2.010-10 M (S/N = 4.3) CA using free chymotrypsin. Our studies also showed that the standard curve was linear in the working region (1.0×10-9-1.0×10-6 M) with a correlation coefficient (R2) of 0.9991.

No description available.