Despite their homology and analogous function, the Hox gene clusters of vertebrates and invertebrates are subject to different constraints on their structural organization. This is demonstrated by a drastically different distribution of repetitive DNA elements in the Hox cluster regions. While gnathostomes have a strong tendency to exclude repetitive DNA elements from the inside of their Hox clusters, no such trend can be detected in the Hox gene clusters of protostomes. Repeats “invade” the gnathostome Hox clusters from the 5′ and 3′ ends while the core of the clusters remains virtually free of repetitive DNA. This invasion appears to be correlated with relaxed constraints associated with gene loss after cluster duplications.

Yes / Circulating tumour cells (CTCs) have significant diagnostic potential as they can reflect both the presence and recurrence of a wide range of cancers. However, this potential continues to be limited by the lack of robust and accessible isolation technologies. An alternative to isolation might be their direct detection amongst other peripheral blood cells, although this would require markers that allow them to be distinguished from an exceptionally high background signal. This review assesses the potential role of HOX genes, a family of homeodomain containing transcription factors with key roles in both embryonic development and oncogenesis, as unique and possibly disease specific markers of CTCs.

Die Entdeckung adulter dentaler Stammzellen eröffnete ein neues Forschungsfeld im Hinblick auf die Regeneration dentaler Gewebe. Bisher liegen nur wenige Studien vor, in denen das Genexpressionsprofil dentaler Stammzellen im Vergleich zu den Knochenmarkstammzellen analysiert wurde. Diese Untersuchungen wurden vorwiegend an Mischkulturen vorgenommen. Im Gegensatz dazu war es daher das Ziel der vorliegenden Arbeit, das Genexpressionsprofil einer bestimmten Stammzell-Population, nämlich der Stro1-positiven pulpalen mesenchymalen Zahnkeimstammzellen (Stro1+ZK) im Vergleich zu Stro1-positiven mesenchymalen Knochenmarkstammzellen (Stro1+BK), zu untersuchen. Die Genexpression beider Zelltypen wurde anhand von Microarrays ermittelt. Insgesamt gingen 22.454 Gene in die Auswertung ein, wovon bei einem konservativ festgesetzten Schwellenwert einer FDR≤1% 2730 Gene eine hochsignifikant differentielle Expression zeigten. Die Analyse dieser differentiell exprimierten Gene mithilfe der Programme „DAVID“ und „Ingenuity“ ergab, dass in den Stro1+ZK vermehrt Gene heraufreguliert sind, die mit Zellfunktionen wie beispielsweise Proliferationsregulation, der Zell-zu-Zell-Signalleitung und der Organisation des Zytoskeletts verknüpft sind. Die Stro1+BK hingegen exprimieren verstärkt Gene, die mit der Organisation der extrazellulären Knochenmatrix und Zell-Adhäsion assoziiert sind. Des Weiteren findet sich in diesen Zellen eine verstärkte Expression von Genen, die mit der Struktur- und Formgebung des Skeletts in Verbindung stehen. Trotz identischem Stammzellmarker-Typus (Stro1) weisen die untersuchten mesenchymalen Stammzelltypen stark unterschiedliche Hox-Gen-Signaturen auf. Dabei zeigt sich sowohl eine Variation in Anzahl und Art der Hox-Gene als auch in deren Expressionsmuster. Stro1+BK exprimieren verstärkter Hox-Gene der Cluster A bis D (HOXA-D), die Segment- und Positionsinformationen codieren. Hingegen sind in den Stro1+ZK die Hox-Gene BARX1, MSX1, MSX2, DLX1, DLX2, PAX9 und LEF1 hochreguliert, welche eine tragende Rolle in der Zahnentwicklung spielen. So ist z.B. bereits bekannt, dass Mutationen dieser Gene zu Fehlbildungen von Zähnen wie Aplasien oder Hypoplasien führen können. Die vorliegende Arbeit zeigt, dass insbesondere hinsichtlich der Hox-Gene signifikante Unterschiede zwischen den Stro1+ZK und Stro1+BK bestehen. Weiterführende Experimente zur Aufklärung der Funktionsweise von Genen, die in den Stro1+ZK von Bedeutung sein könnten, einschließlich deren Erforschung auf proteinbiochemischer und zellbiologischer Ebene, wären wünschenswert.

Für weite Teile der Weltbevölkerung stellen Übergewicht und Adipositas ein zunehmendes Gesundheitsrisiko dar. In Deutschland sind mehr als ein Viertel der Bevölkerung übergewichtig oder adipös. Gemäß der Weltgesundheitsorganisation (WHO) definieren sich Übergewicht und Adipositas über den Body-Mass-Index (BMI), der jedoch keine Aussage über den absoluten Fettgehalt oder das Fettverteilungsmuster liefert. Dass Letzteres jedoch entscheidend ist im Hinblick auf die Entwicklung Adipositas-assoziierter Komorbiditäten, wurde in den letzten Jahren immer deutlicher. Nicht nur das absolute Körpergewicht, sondern auch die individuelle Verteilung des Fettgewebes ist stark genetisch beeinflusst, wobei eine viszerale Fettakkumulation mit einem deutlich schlechteren metabolischen Risikoprofil einhergeht als eine subkutane und femoro-gluteale Fettakkumulation. Das Risiko Adipositas-assoziierte Folgeerkrankungen zu entwickeln, scheint zudem von der Funktion des Fettgewebes abzuhängen. Eine Fettgewebsdysfunktion ist dabei unter anderem durch eine Adipozytenhypertrophie, ektope Fettverteilung und die Infiltration des Fettgewebes von Entzündungszellen charakterisiert. Für die genetische Regulation der Fettgewebsverteilung kommen unter anderem Gene in Betracht, die in den einzelnen Depots (beispielsweise subkutan versus viszeral) unterschiedlich stark exprimiert werden. Hierzu zählen auch Gene, welche während der Embryonalentwicklung aktiv sind, sodass möglicherweise von einer embryonalen Determinierung der Fettverteilung ausgegangen werden kann. Ein Teil dieser Entwicklungsgene sind die sogenannten Homeobox oder kurz HOX-Gene, die eine entwicklungsbiologisch sehr alte und hoch konservierte Gruppe darstellen. Während der embryonalen Phase nehmen sie unter anderem Einfluss auf die Ausbildung der anteriorposterioren Körperachse, die Zelldifferenzierung und die Organogenese. In der vorliegenden Arbeit wurde die Expression der Gene, HOXC9 und HOXC10, in gepaarten humanen Biopsien aus abdominal subkutanem und omentalem Fettgewebe bei 636 Probanden untersucht und mit anthropometrischen und metabolischen Parametern korreliert. Dabei zeigte sich eine höhere Expression von HOXC9 und HOXC10 im subkutanen im Vergleich zum omentalen Fettgewebe. Für beide Gene zeigte sich ein statistischer Zusammenhang zu Parametern von Übergewicht/Adipositas und Körperfettgehalt, der Adipozytendysfunktion sowie des gestörten Glukosemetabolismus. Diese Daten deuten darauf hin, dass HOXC9 und HOXC10 eine zentrale Rolle in der Entwicklung von Adipositas, pathologischer Fettverteilung sowie den daraus resultierenden Adipositas-assoziierten Erkrankungen spielen.

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Einleitung: Die Osteoarthritis ist für einen Großteil der Lahmheiten beim Pferd verantwortlich. Durch die starken Belastungen der equinen Gelenke schreitet die Osteoarthritis unweigerlich fort und setzt diese Tiere einem hohen Leidensdruck aus. Bisherige Therapien reichen nicht aus, um in osteoarthritischen Gelenken die physiologische Integrität des Knorpels wiederherzustellen. Humane und caprine nasale Knorpelzellen zeigten in präklinischen und klinischen Studien ein hohes Regenerationspotential und eine hohe Integrität nach autologer Implantation in Defekte des Gelenkknorpels. Dies wurde auf ihr „Hox-Gen-negatives“ Expressionsprofil zurückgeführt, das sich nach der Implantation dem des artikulären Knorpels anpasste. Ziel der Studie: Das Hox-Genexpressionsprofil nasaler Chondrozyten sollte mit denen artikulärer Chondrozyten in der Zellkultur verglichen werden, um den nasalen Knorpel auch beim Pferd als mögliche autologe Knorpelquelle zu identifizieren. Tiere, Material und Methoden: Knorpelgewebe wurde von 7 verstorbenen Pferden aus dem Nasenseptum und einem vorderen sowie hinterem Fesselgelenk entnommen, Chondrozyten isoliert und bis zur vierten Passage zweidimensional kultiviert. Während der Kultivierung wurden die Chondrozyten alle 3 bis 4 Tage mittelseines eigens erstellten Beurteilungsbogens evaluiert. Zellen aus der ersten (T1) und der dritten (T2) Subkultivierung wurden lysiert, die RNA extrahiert und in cDNA umgeschrieben. Es folgte eine qPCR, um die Expressionslevel von drei Hox-Genen (A3, D1, D8) und zwei knorpeltypischen Genen (SOX9, Kollagen II) an den drei verschiedenen Lokalisationen während T1 und T2 zu bestimmen. Die Quantifizierung der relativen Genexpression erfolgte anschließend mit der ΔΔCT-Methode unter Verwendung von RPL32 und GAPDH als Housekeeping-Gene. Zur statistischen Auswertung wurden die Multiple Lineare Regression, eine einfaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) und ein zweiseitiger t-Test herangezogen. Die Signifikanzniveaus aller statistischen Tests wurden auf α= 0,05 festgesetzt. Ergebnisse: Die Hox-Genexpressionen unterschieden sich in Bezug auf die drei Lokalisation und die Messzeitpunkte nicht signifikant voneinander. Die nasalen Chondrozyten wiesen während der ersten Subkultivierung gegenüber den artikulären Chondrozyten signifikant höhere Kollagen-II-Expressionen auf. Eine „Hox-Gen-negative“ Expression konnte für die Tierart Pferd nicht bestätigt werden. Die vorliegende Arbeit zeigt, dass Pferde wahrscheinlich ein speziesspezifisches Hox- Gen-Expressionsmuster aufweisen und dass die equinen Hox-Genexpressionsprofile statistisch signifikanten individuellen Einflüssen unterliegen. Schlussfolgerung: Das equine Hox-Genexpressionsprofil unterliegt statistisch signifikanten individuellen Einflüssen, die bei einer potenziellen Zelltherapie zu beachten sind. Nasale Chondrozyten eignen sich beim Pferd aufgrund ihrer genetischen Ähnlichkeit, bezogen auf die Expressionen der untersuchten Hox-Gene, zu artikulären Chondrozyten und ihrer hohen Bereitschaft zur Kollagen-II-Bildung wahrscheinlich als potenzielle Quelle für die autologe chondrozytäre Implantation (ACI).:1. Einleitung ...................................................................................................... 1 2. Literaturübersicht .......................................................................................... 2 2.1 Knorpel ..................................................................................................... 2 2.1.1 Allgemeiner Überblick ....................................................................... 2 2.1.2 Chondrogenese und Regeneration .................................................. 3 2.1.3 Intraartikulärer Hyaliner Knorpel ....................................................... 3 2.1.4 Extraartikulärer Hyaliner Knorpel....................................................... 6 2.2 Osteoarthritis bei Mensch und Pferd ........................................................ 8 2.2.1 Bedeutung und Ätiologie ................................................................... 8 2.2.2 Pathogenese ..................................................................................... 9 2.2.3 Diagnostik ........................................................................................ 10 2.2.4 Bisherige Therapieansätze .............................................................. 12 2.3 Knorpelgewebe in der Forschung .............................................................13 2.3.1 Kultivierung von Chondrozyten ......................................................... 13 2.3.2 Tiermodelle in der Osteoarthritisforschung ....................................... 15 2.3.3 Neue Therapieansätze ..................................................................... 17 2.3.3.1 Stammzellbasierte Verfahren ...................................................... 17 2.3.3.2 Artikuläre autologe Chondrozyten .............................................. 19 2.3.3.3 Nasale Chondrozyten ................................................................. 21 2.4 Hox-Gene ................................................................................................ 22 2.4.1 Allgemeiner Überblick ..................................................................... ..22 2.4.2 Regulation der Hox-Gene ................................................................. 23 2.4.3 Erkrankungen im Zusammenhang mit Hox-Genen ........................... 25 3. Ziel der Studie ........................................................................................... 27 4. Publikation ................................................................................................ 28 5. Diskussion................................................................................................. 45 5.1 Primer ....................................................................................................46 5.2 Auswahl der Messzeitpunkte und Proben ............................................. 47 5.3 Hox-Genprofile kultivierter equiner Chondrozyten ................................ 49 5.4 Individuelle Hox-Genprofile ................................................................... 50 5.5 SOX9 und Kollagen II .............................................................................51 5.6 Hox-Genprofile im Vergleich verschiedener Spezies ............................. 53 5.7 Ausblick ................................................................................................ 53 6. Schlussfolgerung ...................................................................................... 55 7. Zusammenfassung ................................................................................... 56 8. Summary .................................................................................................. 58 9. Referenzen .............................................................................................. 60 9.1 Literaturverzeichnis .............................................................................. 60 9.2 Abbildungsverzeichnis.......................................................................... 71 10. Anhang .................................................................................................. 72 10.1 Evaluierungsbogen Chondrozytenkulturen ........................................ 72 10.2 Auszug aus der Korrelationsmatrix ..................................................... 73 10.3 Publikationsverzeichnis Christiane Storch .......................................... 74 11. Danksagung .......................................................................................... 75 / Introduction: Osteoarthritis is responsible for most of the lameness in horses. Due to severe stress on equine joints, osteoarthritis inevitably progresses and results in a high degree of suffering. Current therapeutic options are not sufficient to restore the physiological integrity of the cartilage in osteoarthritic joints. Human and caprine nasal chondrocytes demonstrated high regenerative potential and integrity after autologous implantation into articular cartilage defects in preclinical and clinical studies. This was attributed to their “Hox gene negative” expression profile, matching the profile of articular cartilage after implantation. Aim of the study: The Hox gene expression profile of nasal chondrocytes was compared with those of articular chondrocytes in a cell culture to address nasal cartilage as a possible autologous source also in horses. Animals, Material and Methods: Cartilage was harvested from the nasal septum, one anterior and one posterior fetlock joint of deceased 7 horses, chondrocytes were isolated and cultured two-dimensionally until the fourth passage. During cultivation, chondrocytes were evaluated every 3 to 4 days using a specially designed assessment sheet. Cells were harvested during the first (T1) and third (T2) subcultivation. RNA was extracted and transcribed into cDNA. Subsequently, qPCR was performed to determine the expression levels of three Hox genes (A3, D1, D8) and two tissue-identifying genes (SOX9, collagen II) of the three locations after T1 and T2. Quantification of relative gene expression was performed with the ΔΔCT method using RPL32 and GAPDH as housekeeping genes. Multiple linear regression, one-way analysis of variance (ANOVA), and two-tailed t-test were used for statistical analysis. The significance levels of all statistical tests were set at α= 0.05. Results: Hox gene expressions were not significantly different in terms of localization and measurement time points. Nasal chondrocytes exhibited significantly higher collagen II expression than articular chondrocytes during the first subcultivation. 'Hox gene negative' expression could not be confirmed in horses. This study demonstrates that equine Hox gene expression pattern is likely species-specific and that equine Hox gene expression profiles are subject to statistically significant individual influences. Conclusion: The equine Hox gene expression profile is subject to statistically significant individual influences that should be considered in potential cell therapy. Nasal chondrocytes are probably suitable as a potential source for autologous chondrocyte implantation (ACI) in horses due to their genetic similarity, in terms of the expressions of the examined Hox genes, to articular chondrocytes and their high propensity for collagen II formation.:1. Einleitung ...................................................................................................... 1 2. Literaturübersicht .......................................................................................... 2 2.1 Knorpel ..................................................................................................... 2 2.1.1 Allgemeiner Überblick ....................................................................... 2 2.1.2 Chondrogenese und Regeneration .................................................. 3 2.1.3 Intraartikulärer Hyaliner Knorpel ....................................................... 3 2.1.4 Extraartikulärer Hyaliner Knorpel....................................................... 6 2.2 Osteoarthritis bei Mensch und Pferd ........................................................ 8 2.2.1 Bedeutung und Ätiologie ................................................................... 8 2.2.2 Pathogenese ..................................................................................... 9 2.2.3 Diagnostik ........................................................................................ 10 2.2.4 Bisherige Therapieansätze .............................................................. 12 2.3 Knorpelgewebe in der Forschung .............................................................13 2.3.1 Kultivierung von Chondrozyten ......................................................... 13 2.3.2 Tiermodelle in der Osteoarthritisforschung ....................................... 15 2.3.3 Neue Therapieansätze ..................................................................... 17 2.3.3.1 Stammzellbasierte Verfahren ...................................................... 17 2.3.3.2 Artikuläre autologe Chondrozyten .............................................. 19 2.3.3.3 Nasale Chondrozyten ................................................................. 21 2.4 Hox-Gene ................................................................................................ 22 2.4.1 Allgemeiner Überblick ..................................................................... ..22 2.4.2 Regulation der Hox-Gene ................................................................. 23 2.4.3 Erkrankungen im Zusammenhang mit Hox-Genen ........................... 25 3. Ziel der Studie ........................................................................................... 27 4. Publikation ................................................................................................ 28 5. Diskussion................................................................................................. 45 5.1 Primer ....................................................................................................46 5.2 Auswahl der Messzeitpunkte und Proben ............................................. 47 5.3 Hox-Genprofile kultivierter equiner Chondrozyten ................................ 49 5.4 Individuelle Hox-Genprofile ................................................................... 50 5.5 SOX9 und Kollagen II .............................................................................51 5.6 Hox-Genprofile im Vergleich verschiedener Spezies ............................. 53 5.7 Ausblick ................................................................................................ 53 6. Schlussfolgerung ...................................................................................... 55 7. Zusammenfassung ................................................................................... 56 8. Summary .................................................................................................. 58 9. Referenzen .............................................................................................. 60 9.1 Literaturverzeichnis .............................................................................. 60 9.2 Abbildungsverzeichnis.......................................................................... 71 10. Anhang .................................................................................................. 72 10.1 Evaluierungsbogen Chondrozytenkulturen ........................................ 72 10.2 Auszug aus der Korrelationsmatrix ..................................................... 73 10.3 Publikationsverzeichnis Christiane Storch .......................................... 74 11. Danksagung .......................................................................................... 75