In dieser Arbeit wurden die freien Antikörperleichtketten von Patienten mit Multiplen Myelom bzw. mit Multiplen Myelom und AL-Amyloidose auf das Auftreten von posttranslationalen Modifikationen mit der Hilfe von MS/MS-Spektren analysiert. Beide Patientengruppen zeichnen sich durch eine Überproduktion von monoklonalen Antikörperleichtketten aus, wobei diese bei Multiplen-Myelom-Patienten löslich und bei den AL-Amyloidose-Patienten unlöslich vorliegen. Zur Vorbereitung der massenspektrometrischen Messungen wurden die FLCs aus den Knochenmarksüberständen der Patienten isoliert. Dafür wurde eine 2-Schritt-Aufarbeitungsmethode etabliert, bei der mit Hilfe einer Affinitätschromatographie und einer präparativen SDS-PAGE die FLCs aus einer komplexen Matrix isoliert werden konnten. Mit Hilfe der MS/MS-Messungen konnten Sulfonierungen, Methylierungen, Acetylierungen, Oxidierungen und eine O-Glykosylierung identifiziert werden. In einem weiteren Schritt wurden mittels Varianzanalyse Sequenzen von AL-Amyloidose- und Multiplen-Myelom-Patienten sowie von Kontrollprobanten hinsichtlich der Verteilung der Aminosäuren statistisch analysiert. Dabei konnten mehrere Stellen im FLC-Peptid identifiziert werden, an denen bestimmte Aminosäuren in Abhängigkeit der Subgruppe signifikant unterschiedlich vorkommen. / This work analyzed posttranslational modifications of pathological free light chains (FLC) from patients who suffer from multiple myeloma or multiple myeloma and AL amyloidosis. Both patient groups show an overproduction of free light chains which are soluble in multi- ple myeloma patients and insoluble in AL amyloidosis patients. One reason for the different solubility of the free light chains may be the appearance of posttranslational modifications. In order to identity posttranslational modifications FLCs from bone marrow supernatant were isolated and mass spectrometrically analyzed using Orbitrap technology. All measurements were done with three samples of each patient subgroup. For the FLC purification a 2-step method was established which isolates FLCs with affinity chromatography and preparative SDS-PAGE. This method enables the purification of the FLCs from a complex matrix where the FLCs may not be the main component. Before mass spectrometric analyses the amino acid sequences of the FLCs were determined via PCR using FLC-specific primers. The subsequent mass spectrometric analyses verified between 92 % and 100 % of the amino acid sequences. The analysis of posttranslational modifications identified for each patient a sulfonation at cysteine C194 whose identity and localization were verified with HCD and ETD fragmen- tation mass spectrometry technology. A similar cysteine sulfonation of FLCs was found by Connors et al. [10] who identified an identical PTM on cysteine C214 in FLCs from AL amyloidosis patients. However, a sulfonation on cysteine C194 and in FLCs from multiple myeloma patients was not published before. Furthermore, a methylation of cysteine C194 was found for each sample. As for the sul- fonation, no disease-specific appearance of methylation could be revealed. This may be a consequence of a limited number of available samples. In addition, a GlcNAc-glycosylation in the N-terminus of the variable region was found for the patients SP 1070, WS 1199 and GI 1206. An exact localization of the PTM was not possible because of the loss of the PTM during HCD fragmentation and the lack of conve- nient ETD spectra. Moreover FLC sequences were analyzed statistically for the distribution of amino acids. Therefore, a multiple sequence alignment with sequences from multiple myeloma and AL amyloidosis patients as with sequences from healthy control group individuals was done. Subsequently, for each position in FLC sequence the most frequent amino acids were deter- mined and the frequencies of being the most frequent amino acid for each subgroup were calculated. As a result, positions 56 and 73 were identified where serine respectively leucine occur statistcally significantly more often in the control group than in the multiple myeloma or the AL amyloidosis subgroup. The comparison of the frequencies of the multiple myeloma and AL amyloidosis subgroup revealed significant differences at the positions 31 and 61. At the position 31 in AL amyloidosis subgroup asparagine appears more often than in the mul- tiple myeloma subgroup which may indicate that asparagine at this position enhances the bias to FLC accumulation. The position 31 was also described as influential by Stevens et al. [25], although in his studies an aspartic acid at this position increases the bias to aggregation. At position 61 an arginine exists more often in the multiple myeloma than in the AL amy- loidosis subgroup where the missing of an arginine at this position seems to enhance the tendency for FLC accumulation. This result is consistent with the findings by Hurle et al. [27, 28] and may be a result of a missing salt bridge from arginine R61 to aspartic acid D82.

Posttranslational modifications (PTMs) play a crucial role in many cellular processes. They are reversible, dynamic, and highly regulated events that alter the properties of proteins and increase their functional diversity. The identification and quantification of PTMs are critical for deciphering the molecular mechanisms of PTMs-related biological processes and disease treatment and prevention. Two of the most common and important PTMs that regulate many protein functions are acetylation and phosphorylation. An important role of acetylation is the regulation of DNA/RNA-protein interactions. A prominent example for this are histones, whose tail regions are lysine-rich and can be highly acetylated at their N-terminal domain. In spite of the utmost importance of this PTM, methods that allow the accurate measuring the site-specific acetylation degree are missing. One of the challenges in quantifying the acetylation degree at an individual lysine residue of the histones N-termini is the occurrence of multiple lysines in close proximity. Herein, we describe the development of the ”Fragment Ion Patchwork Quantification,” a new mass spectrometry-based approach for the highly accurate quantification of sites-pecific acetylation degrees. This method combines 13C1-acetyl derivatization on the protein level, proteolysis by low-specificity proteases and quantification on the fragment ion level. Acetylation degrees are determined from the isotope patterns of acetylated b and y ions. We have shown that this approach allows determining the site-specific acetylation degrees of all lysine residues for all core histones of Trypanosoma brucei. In addition, we demonstrate the use of this approach to identify the substrate sites of histone acetyltransferases and to monitor the changes in acetylation of the histones of canonical nucleosome and transcription start site nucleosomes. Phosphorylation is one of the most common and most important PTMs. The analysis of the human genome showed that there are about 518 kinases and more than 500,000 phosphorylation sites are believed to exist in the cellular proteome. Protein phosphorylation plays a crucial role in signaling many different cell processes, such as intercellular communication, cell growth, differentiation of proliferation and apoptosis. Whereas MS-based identification and relative quantification of singly phosphorylated peptides have been greatly improved during the last decade, and large-scale analysis of thousands of phosphopeptides can now be performed on a routine-base, the analysis of multi-phosphorylated peptides is still lagging vastly behind. The low pKa value of phosphate group and the associated negative charge are considered the major source of the problems with the analysis of multi-phosphorylated peptides. These problems include the formation of phosphopeptide-metal complexes during liquid chromatography (e.g. Fe 3+), which leads to a drastic deterioration of the chromatographic properties of these peptides (peak tailing), the decreased ionization efficiencies of phosphorylated peptides compared to their unphosphorylated counterparts, the labile nature of phosphate during CID/HCD fragmentation, and the unsuitability of low-charged phosphopeptides for ETD fragmentation are the most important factors that hinder phosphorylation analysis by LC-MS/MS. Here we aimed to develop a method for improving the identification of multi-phosphorylated peptides as well as the localization of phosphorylation sites by charge-reversal derivatization of the phosphate groups. This method employs a carbodiimide-mediated phosphoramidation to converted the phosphates to stable aromatic phosphoramidates. This chemical modification of phosphosite(s) reversed the negative charge of the phosphate group(s) and increased the number of the positive charges within the phosphopeptide. This modification prevented the formation of phosphopeptide-metal ion complexes that dramatically decreases or completely diminishes the signal intensity of protonated phosphopeptides, specifically multi-phosphorylated peptides. Furthermore, the increased net charge the (phospho-)peptides made them suitable for ETD fragmentation, which generated a high number of fragment ions with high intensities that led to a better phosphopeptide identification and localization of phosphosite(s) with high confidence. / Posttranslationale Modifikationen (PTMs) spielen eine entscheidende Rolle in vielen zellulären Prozessen. Sie sind reversible, dynamische und hochregulierte Ereignisse, die die Proteineneigenschaften verändern und ihre funktionale Diversität erhöhen. Die Identifizierung und Quantifizierung von PTMs sind wesentlich für die Entschlüsselung der molekularen Mechanismen von PTM-regulierten biologischen Prozessen und für ein besseres Verständnis der Rolle posttranslationaler Modifikationen bei einer Vielzahl von Krankheiten. Zwei der bedeutendsten PTMs, welche die Funktion unzähliger Proteine regulieren sind die Acetylierung an Lysin-Resten und die Phosphorylierung an Serin-, Threonin- und Tyrosinresten. Im Rahmen dieser Arbeit wurden eine neue Methode zur Bestimmung des positionsspezifischen Acetylierungsgrades, sowie verbesserte Methoden für die Analyse der Phosphorylierung mittels Flüssigchromatographie-gekoppelter Tandem Massenspektrometrie entwickelt. Wir haben eine neue MS-basierte Methode (”Fragment Ion Patchwork Quantification”) entwickelt, welche es erlaubt die Acetylierungsgrade an individuellen Positionen mit hoher Genauigkeit zu messen. Diese Methode kombiniert die 13C1- Acetylderivatisierung von intakte Proteine, die Proteolyse durch Proteasen mit niedriger Spezifität, und die Quantifizierung auf dem MS2-Level. Die Acetylierungsgrade werden aus den Isotopenmustern von acetylierten b- und y-Ionen bestimmt. Obwohl unsere Methode zur Quantifizierung der positionsspezifischen Acetylierungsgrade auf jedes beliebige Protein angewandt werden kann, stand bei der Methodenentwicklung die Analyse der Histonacetylierung aufgrund ihrer herausragenden Bedeutung bei der Regulation der Genexpression im Vordergrund. Wir haben gezeigt, dass mit dieser Methode die Bestimmung der positionsspezifischen Acetylierungsgrade an allen Lysin Resten aller Core-Histone von Nukleosomhistone von Trypanosoma brucei möglich ist. Darüber hinaus haben wir diese Methode angewandt, um die Substrat-Positionen von Histon Acetyltransferasen zu identifizieren und um quantitative Veränderungen der Acetylierung an Histonen aus kanonischen Nukleosomen sowie Nukleosomen an Transkriptionsstartstellen zu analysieren. Phosphorylierung ist eine der häufigsten und wichtigsten posttranslational Proteinmodifikationen. Im Verlauf des Sequenzierung des humanen Genoms wurden 518 Gene für Proteinkinasen entdeckt und es wird angenommen, dass im zellulären Proteom mehr als 500 000 Phosphorylierungsstellen existieren. Die Proteinphosphorylierung spielet eine entscheidende Rolle in der Signalisierung vieler verschiedener Zellprozesse wie zum Beispiel der interzellulären Kommunikation, dem Zellwachstum, der Differenzierung der Proliferation und der Apoptose. Während bei der massenspektrometrie-basierte Identifizierung und relativen Quantifizierung von einfach phosphorylierten Peptiden in den letzten große Fortschritte erzielt wurden, und die Analyse tausender Phosphopeptide mittlerweile häufig routinemäßig durchgeführt werden kann, bereitet die massenspektrometrische Analyse merhfach phosphorylierter Peptide nach wie vor große Probleme. Der niedrige pKa-Wert der Phosphatgruppe, und die damit einhergehende negative Ladung ist die Hauptursache für die Probleme bei der Analyse merhfach phosphorylierter Peptide. Die mehrfache negative Ladung dieser Peptide führt zu einer ausgeprägten Neigung zur Komplexbildung mit mehrwertigen Metallionen (wie z.B. Fe3+), welche zu einer drmatischen Verschlechterung der chromatographischen Eigenschaften dieser Peptide führt (Peak Tailing), zu einer Verschlechterung der Ionisierungseffizienz, und zu einem ungewöhnlich niedrigen Protonierungsgrad im Positivionen-Modus, welcher diese Peptide für eine Fragmentierung mittels ETD ungeeignet macht. Im Rahmen dieser Arbeit wurde mittels chemischer Modifikation der Phosphatgruppe versucht sowohl die Detektion von mehrfach-phosphorylierten Peptiden, als auch die Lokalisierung von Phosphorylierungsstellen zu verbessern. Hierfür wurden die Phosphatgruppen unter Verwendung des Aktivierungsreagenzes EDC in hydrolysestabile, aromatische Phosphoramidate überführt. Die durch diese Modifikation erzielte Ladungsumkehr führt wie erwartet zu einer verbesserten Signalintensität bei den entsprechend modifizierten Phosphopeptiden, sowie zu einem verbesserten Fragmentierungsverhalten bei ETD, und somit letztlich zu einer verbesserten Lokalisierbarkeit der Phosphatgruppe inerhalb des Peptids.

Das streng regulierte Gleichgewicht zwischen CO2-Aufnahme und Transpiration ist für Pflanzen essentiell und hängt von kontrollierten Turgoränderungen ab, die durch die Aktivität verschiedener Anionen- und Kationenkanäle verursacht werden. Diese Kanäle sind Teil von Signalkaskaden, die z. B. durch Phytohormone wie ABA (Abscisinsäure) und JA (Jasmonat) ausgelöst werden, die beide bei Trockenstress in den Schließzellen wirken. Darüber hinaus ist bekannt, dass JA an der Reaktion der Pflanze auf Pathogenbefall oder Verwundung beteiligt ist. GORK (guard cell outward rectifying K+ channel) ist der einzige bekannte, auswärts gleichrichtende K+-Kanal in Schließzellen und somit für den K+-Efflux beim Schließen der Stomata verantwortlich. Im Rahmen dieser Arbeit konnte nachgewiesen werden, dass GORK ein wesentlicher Bestandteil des JA-induzierten Stomatschlusses ist. Dies gilt für beide Auslöser, sowohl die Blattverwundung als auch die direkte Anwendung von JA. Patch-Clamp-Experimente an Protoplasten von Schließzellen untermauerten dieses Ergebnis, indem sie GORK-K+-Auswärtsströme als direktes Ziel von JA-Signalen entlarvten. Da bekannt ist, dass zytosolische Ca2+-Signale sowohl bei ABA- als auch bei JA-Signalen eine Rolle spielen, wurde die Interaktion von GORK mit Ca2+-abhängigen Kinasen untersucht. Eine antagonistische Regulation von GORK durch CIPK5-CBL1/9-Komplexe und ABI2 konnte durch DEVC (double electrode voltage clamp) sowie Protein-Protein-Interaktions-Experimente identifiziert und durch in-vitro Kinase-Assays untermauert werden. Patch-Clamp-Aufzeichnungen an Protoplasten von Schließzellen der cipk5-2 Funktions-Verlust-Mutante zeigten die Bedeutung von CIPK5 für den JA-induzierten Stomaschluss via Aktivierung von GORK. Die Interaktion verschiedener CDPKs (Ca2+-abhängige Proteinkinasen) mit GORK wurde ebenfalls untersucht. Neben der Ca2+-Signalübertragung ist auch die Produktion von ROS (reaktive Sauerstoffspezies) für die ABA- und MeJA-Signalübertragung von Bedeutung. In DEVC-Experimenten konnte ein reversibler Effekt von ROS auf die GORK-Kanalaktivität nachgewiesen werden, was ein Teil der Erklärung für diese ROS-Effekte bei ABA- und MeJA-Signalen sein könnte. / Maintaining the balance between CO2 uptake and transpiration is important for plants and depends on tightly controlled turgor changes caused by the activity of various anion and cation channels. These channels are part of signaling cascades triggered, for example, by phytohormones such as ABA (abscisic acid) and JA (jasmonate), both of which act during drought stress in guard cells. In addition, JA is known to be involved in the plant's response to pathogen attack or wounding. GORK (guard cell outward rectifying K+ channel) is the only known outward rectifying K+ channel in guard cells and therefore responsible for K+ efflux during stomatal closure. In the course of this work it could be demonstrated by stomatal aperture assays, that GORK is an essential part of JA-induced stomatal closure. This is true for both triggers, leaf wounding as well as direct MeJA (methyl jasmonate) application. Patch clamp experiments on guard cell protoplasts backed this finding by revealing GORK K+ outward currents as a target of JA signaling in guard cells. As cytosolic Ca2+ signals are known to be involved in both ABA as well as JA signaling, the interaction of GORK with Ca2+-dependent kinases was examined consequently. An antagonistic regulation of GORK by CIPK5-CBL1/9 complexes and ABI2 was identified by DEVC (double electrode voltage clamp) and protein-protein interaction experiments and backed up by in vitro kinase assays. Patch-clamp recordings on guard cell protoplasts of cipk5-2 kinase loss-of-function mutant revealed the importance of CIPK5 for JA-triggered stomatal closure via activation of GORK. The interaction of different CDPKs (Ca2+-dependent protein kinases) with GORK was also investigated. Besides Ca2+ signaling also ROS (reactive oxygen species) production is essential in ABA and MeJA signaling. In DEVC experiments a reversible effect of ROS on GORK channel activity could be demonstrated, which could be one piece in the explanation of those ROS effects in ABA and MeJA signaling.

Bei der Herstellung und Lagerung von Milch und Milchprodukten kommt es in unterschiedlichem Ausmaß zur Bildung von reversiblen und irreversiblen Proteinquervernetzungen. Dabei verändern sich neben technologischen auch ernährungsphysiologische Eigenschaften des Produktes. Die für die Oligomerisation verantwortlichen Strukturen sind bisher nur zum Teil bekannt. Daher soll in dieser Arbeit zunächst das Ausmaß der Quervernetzung in einer größeren Anzahl an handelsüblichen Milchprodukten ermittelt und mit den für diese Proben gemessenen Gehalten der für irreversible Quervernetzungsreaktionen in Lebensmitteln wichtigen Aminosäurederivate Lysinoalanin (LAL) und Histidinoalanin (HAL) verglichen werden. Der Beitrag dieser beiden Dehydroalanin-Derivate für Oligomerisationen ist jedoch stark von der Art ihres Bildungsweges abhängig. Da es in der Literatur keine abschließenden Untersuchungen über eine intra- oder intermolekularen Bildung von LAL und HAL gibt, ist dies eine grundlegende Aufgabe, um in der Folge den Anteil von unbekannten Crosslinks für die analysierten Lebensmittel bestimmen zu können. Die Identifizierung dieser vorhandenen, jedoch strukturell unbekannten Crosslinks ist ein weiteres Ziel der vorliegenden Untersuchungen. Hierbei richtet sich das Interesse vor allem auf Quervernetzungsprodukte, die im Zusammenhang mit der nicht-enzymatischen Bräunung oder Maillard-Reaktion gebildet werden. Aus der Literatur ist eine Vielzahl von Verbindungen, die an der Oligomerisation und den damit verbundenen Eigenschaftsänderungen von Proteinen beteiligt sind, aus Modellansätzen oder in vivo-Studien bekannt. Untersuchungen zum Vorkommen dieser Strukturen in handelsüblichen Lebensmitteln fehlen jedoch in den überwiegenden Fällen. Dazu ist neben der Synthese einzelner Verbindungen als Standardmaterial die Entwicklung bzw. Optimierung der Analytik für Lebensmittelmatrices durchzuführen. Einige der bekannten, aber noch nicht in Lebensmitteln nachgewiesenen Crosslinkaminosäuren zeichnen sich durch eine charakteristische Fluoreszenz aus. Die Zunahme der Fluoreszenz in technologisch hergestellten Milchprodukten ist aus der Literatur bekannt, eine Identifizierung der dafür verantwortlichen Verbindungen fehlt hingegen. Daher ist ein weiteres Ziel dieser Arbeit, individuelle, fluoreszierende Crosslinks in Milchprodukten zu charakterisieren und zu quantifizieren.

Bei der Herstellung und Lagerung von Milch und Milchprodukten kommt es in unterschiedlichem Ausmaß zur Bildung von reversiblen und irreversiblen Proteinquervernetzungen. Dabei verändern sich neben technologischen auch ernährungsphysiologische Eigenschaften des Produktes. Die für die Oligomerisation verantwortlichen Strukturen sind bisher nur zum Teil bekannt. Daher soll in dieser Arbeit zunächst das Ausmaß der Quervernetzung in einer größeren Anzahl an handelsüblichen Milchprodukten ermittelt und mit den für diese Proben gemessenen Gehalten der für irreversible Quervernetzungsreaktionen in Lebensmitteln wichtigen Aminosäurederivate Lysinoalanin (LAL) und Histidinoalanin (HAL) verglichen werden. Der Beitrag dieser beiden Dehydroalanin-Derivate für Oligomerisationen ist jedoch stark von der Art ihres Bildungsweges abhängig. Da es in der Literatur keine abschließenden Untersuchungen über eine intra- oder intermolekularen Bildung von LAL und HAL gibt, ist dies eine grundlegende Aufgabe, um in der Folge den Anteil von unbekannten Crosslinks für die analysierten Lebensmittel bestimmen zu können. Die Identifizierung dieser vorhandenen, jedoch strukturell unbekannten Crosslinks ist ein weiteres Ziel der vorliegenden Untersuchungen. Hierbei richtet sich das Interesse vor allem auf Quervernetzungsprodukte, die im Zusammenhang mit der nicht-enzymatischen Bräunung oder Maillard-Reaktion gebildet werden. Aus der Literatur ist eine Vielzahl von Verbindungen, die an der Oligomerisation und den damit verbundenen Eigenschaftsänderungen von Proteinen beteiligt sind, aus Modellansätzen oder in vivo-Studien bekannt. Untersuchungen zum Vorkommen dieser Strukturen in handelsüblichen Lebensmitteln fehlen jedoch in den überwiegenden Fällen. Dazu ist neben der Synthese einzelner Verbindungen als Standardmaterial die Entwicklung bzw. Optimierung der Analytik für Lebensmittelmatrices durchzuführen. Einige der bekannten, aber noch nicht in Lebensmitteln nachgewiesenen Crosslinkaminosäuren zeichnen sich durch eine charakteristische Fluoreszenz aus. Die Zunahme der Fluoreszenz in technologisch hergestellten Milchprodukten ist aus der Literatur bekannt, eine Identifizierung der dafür verantwortlichen Verbindungen fehlt hingegen. Daher ist ein weiteres Ziel dieser Arbeit, individuelle, fluoreszierende Crosslinks in Milchprodukten zu charakterisieren und zu quantifizieren.