Die Menge an RNA in Eukaryonten wird durch ihre kinetischen Transkriptions-, Verarbeitungs- und Abbauraten bestimmt. Diese kinetischen Raten wurden bereits ausführlich in Zellpopulationen untersucht, allerdings unter der Annahme, dass diese in verschiedenen Zelltypen identisch sind. Die Genexpression ist jedoch während biologischer Prozesse wie z.B der Zellproliferation, Zelldifferenzierung und Zellteilung hochdynamisch. Die Untersuchung der RNA- Kinetikraten in Einzelzellen, die sich in verschiedenen Phasen desselben dynamischen Prozesses befinden, kann uns ein umfangreicheres Bild davon geben, wie RNA-Kinetikraten die Genexpression zeitabhängig koordinieren. In diesem Projekt, Wir haben die Methode der RNA- Stoffwechselmarkierung und der biochemischen Nukleosidkonversion mit der Einzelzell-RNA- Sequenzierung kombiniert. Wir leiteten ein zeitabhängiges kinetisches Geschwindigkeitsmodell ab und schätzten RNA-Transkriptions- und - Abbauraten über den zeitlichen Verlauf des Zellzyklus ab. Dabeiverwendeten wir Näherungen basierend auf der Lösung des resultierenden Differentialgleichungssystems. Wir fanden heraus, dass Transkriptions- und Abbauraten der meisten zyklischen Gene hochdynamisch sind. Unterschiedliche kinetische Regulationsmuster formen spezifische Genexpressionsprofile. Etwa 89 % der 377 von uns analysierten zyklischen Gene werden durch dynamische Transkriptions- und Abbauraten reguliert. Während der dynamischen Transkriptionsrate beobachteten wir auch, dass einige zyklische Gene durch dynamische Zerfallsraten angetrieben wurden. Unsere Studie bekräftigt die Bedeutung der zeitlichen Regulation von der Genexpression durch Produktion und Zerfall. Darüber hinaus hat die von uns entwickelte Methode das Potenzial, an verschiedene biologische Prozesse angepasst zu werden. Unser Ansatz in dieser Studie kann die Untersuchung der zeitlichen Genexpressionsregulation und der RNS- Kinetikraten voranbringen. / RNA abundance in eukaryotes is determined by its kinetic rates of transcription, processing and degradation. Each of the kinetic rates has been extensively studied in bulk cell populations assuming they are equal in different cells. However, gene expression is highly dynamic during biological processes such as cell proliferation, cell differentiation, and cell division. Investigation of RNA kinetic rates in individual cells which are in different phases of the same dynamic process can give us a more comprehensive picture of how RNA kinetic rates coordinate gene expression in a time-dependent manner. In this project, we adapted the RNA metabolic labeling and biochemical nucleoside conversion method to droplet- based single-cell RNA sequencing. We derived a time- dependent kinetic rate model and estimated RNA transcription and degradation rates over the time course of the cell cycle using approximations based on the solution of the resulting system of differential equations. We found that transcription and degradation rates of most cycling genes are highly dynamic. Different kinetic regulation patterns shape specific gene expression profiles. Around 89% of the 377 cycling genes we analyzed are regulated by dynamic transcription and degradation rates. While dynamic transcription rate was prevalent, we also observed some cycling genes were driven by dynamic decay rates. Our study underscores the importance of temporal gene expression regulation by both production and decay. Moreover, the method we developed has the potential to be adapted to different biological processes. We suggest that our approach can advance the study of temporal gene expression regulation and RNA kinetic rates.

Die Lokalisierung von mRNA ist ein wichtiger regulativer Mechanismus in polarisierten Zellen und in frühen Embryonalstadien. Dort sind räumliche Muster maternaler mRNA für die korrekte Entwicklung der Körperachsen und die Spezifizierung der Keimzellen verantwortlich. Systematische Analysen dieser Prozesse wurden jedoch bisher limitiert durch einen Mangel an räumlicher und zeitlicher Auflösung von Einzelzell- Sequenzierungsdaten. Wir analysierten die Dynamik des räumlichen und zeitlichen Transkriptoms während frühen Embryonalstadien von Zebrafischen. Wir verbesserten Empfindlichkeit und Auflösung von tomo-seq und erfassten damit systematisch räumlich aufgelöste Transkriptome entlang der animal-vegetalen-Achse Embryonen im Einzell-Stadium und fanden 97 vegetal lokalisierte Gene. Außerdem etablierten wir eine Hochdurchsatz kompatible Variante der RNA-Markierungsmethode scSLAM-seq. Wir wendeten diese in Embryonen während der Gastrulation. Von den vegetal lokalisierten Genen waren 22 angereichert in Keimzellen, was eine funktionelle Rolle bei der Spezifizierung von Keimzellen nahelegt. Mit tomo-seq untersuchten wir die evolutionäre Konservierung der RNA-Lokalisierung zwischen Zebrafischen und gereiften Oozyten zweier Xenopus-Arten. Wir verglichen die lokalisierten Gene, suchten nach konservierten 3'UTR-Motiven, und fanden zum Teil überlappende Motive, was auf eine mögliche mechanistische Konservierung der Lokalisierungsmechanismen hinweist. Wir untersuchten auch RNA-Editierung von Adenin zu Inosin während der Embryonalentwicklung und in den Organen erwachsener Fische. In im Gehirn exprimierten Transkripten fanden wir 117 Editierstellen, die hauptsächlich für Ionentransporter kodieren und zum Teil zum Menschen konserviert sind. Die höchsten Editierraten konnten wir in Eierstöcken, Hoden und frühen Embryonen nachweisen, was auf eine mögliche Rolle bei der Regulierung der RNA-Stabilität hindeutet. / Subcellular localization of mRNA is an important regulatory mechanism in polarized cells. In early embryos of many species, spatial patterns of maternal mRNA are essential for the proper development of body axes and the specification of germ cells. These processes have been studied in zebrafish, but systematic analyses have been hindered by a lack of spatial and temporal information in single-cell RNA sequencing. We performed a spatial-temporal analysis of the zebrafish transcriptome during early embryonic development to systematically characterize localized mRNA and the fate of maternal transcripts until gastrulation stage. We enhanced sensitivity and resolution of the tomo-seq method and systematically acquired spatially-resolved transcriptomes along the animal-vegetal axis of one-cell stage zebrafish embryos, and found 97 genes to be localized vegetally. Furthermore, we established an in vivo and high-throughput compatible version of the single-cell RNA labeling method scSLAM-seq in gastrulation stage embryos. We followed localized transcripts until gastrulation and found transcripts of 22 of the vegetally localized genes enriched in primordial germ cells. We propose that these genes have a functional role in the early priming of the germ cell fate. To investigate the evolutionary conservation of vegetal RNA localization, we acquired tomo-seq datasets of mature oocytes of two xenopus species. We compared the pools of localized RNA and searched for conserved 3’UTR motifs. The resulting sets showed high similarity, possibly reflecting a mechanistic conservation of localization pathways. We also investigated RNA A-to-I editing during embryonic development and in organs of adult fish. Specifically, we identified 117 recoding editing sites in the brain that mainly encode for ion transporters and are partly conserved in humans. We detected the highest editing levels in ovary, testes and in early embryos, implicating a potential role in regulating RNA stability.