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Une précision à l’échelle de la milliseconde dans le transfert d'informations entre les neurones est essentielle pour la synchronisation et la plasticité des circuits neuronaux dans le cerveau. Les axones sont des prolongements neuronaux qui assurent la communication via des impulsions électriques ou des potentiels d’action (PA). A cause du manque de myéline et de leur diamètre très fin, les axones de l'hippocampe propagent les PA lentement et ainsi générer des délais de conduction très long (jusqu’à 100 ms) qui sont traditionnellement considérés comme invariants. Cependant, plusieurs études ont montré que l'activité change la morphologie des axones et module le temps de latence de la transmission. Il convient donc de se demander si le diamètre des axones varie en fonction de l'activité pouvant influencer lapropagation des PA.Les diamètres des axones non-myélinisés de l’hippocampe (compris entre 100-350 nm) sont généralement trop petits pour être résolu par la microscopie photonique conventionnelle. Le développement récent de l’imagerie super résolution STED permet désormais l'observation de la dynamique de leur morphologie détaillée dans le tissu vivant. En combinant la microscopie STED, l’électrophysiologie avec enregistrements en champs et patch-clamp dans des tranches de cerveau de souris et des simulations informatiques, nous avons découvert que les axones du CA3 subissent un élargissement de leur diamètre après l'induction de la potentialisation à long terme (PLT). Nous démontrons que cet élargissementde diamètre augmente la vitesse de conduction des PA. Dans l'ensemble, nos résultats indiquent que les axones peuvent réguler leur diamètre de manière dynamique changeant le délai de conduction des PA, ce qui modifie le timing du transfert d’information dans les circuits neuronaux. Cette étude suggère l’existence d’un nouveau type de mécanisme structurel dans le compartiment axonal jouant un rôle pour la plasticité neuronale. / Millisecond timing precision in the transfer of information between neurons is essential for the synchrony and plasticity of neural circuits in the brain. Axons are neuronal extensions that ensure the communication via brief electrical impulses called action potentials (AP). Because they are unmyelinated and are extremely thin, hippocampal axons propagate APsslowly and thus generate long delays of conduction (up to 100 ms) that are traditionally considered invariant. However, recent studies have shown that activity changes the morphology of axons and modulate the latency of transmission, thus raising the question whether axons undergo activity-dependent structural changes that could influence the propagation of APs. The diameter of hippocampal axons (ranging between 100-350 nm) are usually too thin to be properly resolved by conventional light microscopy. However, the development of super resolution STED imaging now enables the observation of their detailed morphological dynamics in living tissue. Using a novel combination of STED microscopy, field recordings, patch-clamp electrophysiology in mouse brain slices and computer simulations we discovered that CA3 axons undergo long-lasting enlargement in their diameter after the induction of long term potentiation (LTP). We provide strong evidence that this diameter enlargement increases AP conduction velocity. Taken together, our findings indicate that axons can dynamically tune AP propagation delays by changing their diameters, thereby altering the timing of information transfer in neural circuits. This study suggests a novel and powerful structural mechanism for neural plasticity.

L’avènement de la microscopie STED (Stimulated Emission Depletion) a bouleversé le domaine desneurosciences du au fait que beaucoup de structures neuronale, tels que les épines dendritiques, lesaxones ou les processus astrocytaires, ne peuvent pas être correctement résolu en microscopiephotonique classique. La microscopie 2-photon est une technique d’imagerie photonique très largement utilisée dans le domaine des neurosciences car elle permet d’imager les événements dynamique en profondeur dans le tissu cérébral, offrant un excellent sectionnement optique et une meilleure profondeur de pénétration. Cependant, la résolution spatiale de cette approche est limitée autour de 0.5 μm, la rendant inappropriée pour étudier les détails morphologiques des neurones et synapses. Le but de mon travail de thèse était à A) développer un microscope qui permet d'améliorer l'imagerie 2-photon en la combinant avec la microscopie STED et B) démontrer son potentiel pour l'imagerie à l'échelle nanométrique de processus neuronaux dynamiques dans des tranches de cerveau aigus et in vivo. Le nouveau microscope permet d'obtenir une résolution spatiale latérale de ~ 50 nm à des profondeurs d'imagerie de ~ 50 μm dans du tissu cérébral vivant. Il fonctionne avec des fluorophores verts, y compris les protéines fluorescentes communes telles que la GFP et YFP, offrant le contraste de deux couleurs basé sur la détection spectrale et linéaire ‘unmixing’. S’agissant d’un microscope droit, utilisant un objectif à immersion ayant une grande distance de travail, nous avons pu incorporer des techniques électrophysiologiques comme patch-clamp et ajouter une plateforme pour l'imagerie in vivo. J’ai utilise ce nouveau microscope pour imager des processus neuronaux fins et leur dynamique à l’échelle nanométrique dans différent types de préparations et des régions différentes du cerveau. J’ai pu révéler des nouvelles caractéristiques morphologique des dendrites et épines. En outre, j'ai exploré différentes stratégies de marquage pour pouvoir utiliser la microscopie STED pour imager le trafic des protéines et de leur dynamique à l'échelle nanométrique dans des tranches de cerveau. / The advent of STED microscopy has created a lot of excitement in the field of neuroscience becausemany important neuronal structures, such as dendritic spines, axonal shafts or astroglial processes,cannot be properly resolved by regular light microscopy techniques. Two-photon fluorescence microscopy is a widely used imaging technique in neuroscience because it permits imaging dynamic events deep inside light-scattering brain tissue, providing high optical sectioning and depth penetration. However, the spatial resolution of this approach is limited to around half a micron, and hence is inadequate for revealing many morphological details of neurons and synapses. The aim of my PhD work was to A) develop a microscope that improves on two-photon imaging by combining it with STED microscopy and to B) demonstrate its potential for nanoscale imaging of dynamic neural processes in acute brain slices and in vivo. The new microscope achieves a lateral spatial resolution of ~50 nm at imaging depths of ~50 μm in living brain slices. It works with green fluorophores, including common fluorescent proteins like GFP and YFP, offering two-color contrast based on spectral detection and linear unmixing. Because of its upright design using a long working distance water-immersion objective, it was possible to incorporate electrophysiological techniques like patch-clamping or to add a stage for in vivo imaging. I have used the new microscope to image fine neural processes and their nanoscale dynamics in different experimental preparations and brain regions, revealing new and interesting morphological features of dendrites and spines. In addition, I have explored different labeling strategies to be able to use STED microscopy for visualizing protein trafficking and dynamics at the nanoscale in brain slices.

The finite-difference time-domain method is used to simulate the propagation of focused beams used for stimulated emission depletion (STED) microscopy as they scatter through layers of biological cells. Depletion beams that facilitate axial and lateral confinement of the fluorescence emission are modeled, and the effective point spread function of the system as a function of focal depth is assessed under one- and two-photon excitation. Results show that the lateral depletion beam retains a well-defined minimum up to the maximum simulation depth of 42 µm. In addition, the relative spatial shift between excitation and de-excitation beam foci is less than 44 nm for all simulated depths. PSF calculations suggest that sub-diffraction imaging is possible beyond the maximum simulated depth, as long as the fluorescence emission is detectable. However, strong attenuation of the fluorescence emission by the axial confinement beam may make this beam unsuitable for sub-diffraction imaging in scattering samples. / text

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La compréhension des processus cellulaires au niveau membranaire est un domaine d’étude important en recherche biomédicale. Contourner la limite de diffraction en microscopie de fluorescence est maintenant devenu possible en exploitant les transitions moléculaires du fluorophore. Ce travail présente le développement instrumental de deux techniques complémentaires permettant d’atteindre une résolution nanométrique, grâce à l'émission stimulée (STimulated Emission Depletion - STED) d’une part, et la microscopie de fluorescence aux angles supercritiques (Supercritical Angle Fluorescence, SAF) d’autre part. La microscopie STED est une méthode permettant de surpasser la barrière de diffraction et d’atteindre des résolutions latérales de l'ordre de 40 nm dans des échantillons biologiques. Ce dispositif de microscopie exploite les transitions moléculaires des marqueurs fluorescents pour surmonter la limite de résolution due à la diffraction. L'amélioration de la résolution est obtenue par déplétion de l'état excité du fluorophores dans les régions périphériques de l'espace du volume focal. Cependant, malgré l'amélioration importante de la résolution latérale avec la technique STED, cette dernière présente une réelle complexité de mise en œuvre qui a par conséquence un impact important sur le cout des instruments STED commerciaux. Dans ce contexte, la réalisation instrumentale et la performance en imagerie d'un dispositif STED sont présentées dans ce manuscrit. Bien que les microscopes STED classiques offrent une meilleure résolution latérale, la résolution axiale est toujours limitée par la diffraction. L’amélioration de la résolution dans cette direction implique une certaine complexité instrumentale. Dans ce cadre, nous démontrons une nouvelle approche utilisant l’imagerie SAF permettant d'obtenir un sectionnement axial de l'ordre de 150 nm. L’approche se base sur la propriété d'une molécule à émettre dans les angles supercritiques uniquement lorsqu’elle se rapproche de l'interface verre-eau. Le sectionnement axial est obtenu dans une configuration simple en détectant uniquement les composantes de l’émission supercritique. La combinaison de ces techniques d'imagerie donne un outil puissant pour étudier les phénomènes moléculaires sur les membranes biologiques. / Understanding cellular processes on membranes has been a key area of biomedical research. Circumventing the diffraction limit in fluorescence microscopy has now become possible by exploiting the molecular transitions of the fluorophore. In this context, this work presents the instrumental development of two complementary techniques for realizing nanometric all-optical resolution and axial sectioning, namely STimulated Emission Depletion (STED) and Supercritical Angle Fluorescence (SAF) microscopy. STED microscopy is an elegant method that has allowed us to break the diffraction barrier with light microscopes and has achieved resolutions of the order of 40 nm (transverse) in biological samples. In this technique, we exploit the molecular transitions of the fluorescent marker to overcome the resolution limit due to diffraction. Resolution enhancement is achieved by efficient depletion of the excited state of the marker in the peripheral spatial regions of the focal volume by using depletion beams in addition to the excitation beam. Despite the major resolution improvement demonstrated, the technique is not well spread out, mainly due to its apparent complexity; and the cost and limited tunability of the commercial system. In this context, the instrumental realization and the imaging performance of a cost-effective home-built STED microscope is presented in this manuscript. While conventional STED microscopes offer improved lateral resolution, an isotropic gain in resolution usually comes at the cost of complex instrumentation. In this regard, we demonstrate SAF microscopy as a powerful tool that achieves an axial sectioning of the order of 150 nm. This is done by exploiting the property of a molecule to emit into the supercritical anglesonly when near the glass-water interface. Axial sectioning is obtained in a simple configuration by detecting solely the supercritical components of radiation. A combination of these imaging techniques offer a powerful tool to study molecular phenomena on the biological membranes.

Les techniques de super-résolution offrent un nouvel aperçu de la description de l'organisation moléculaire dynamique de la membrane plasmique. Parmi ces techniques, la microscopie par déplétion d'émission stimulée (stimulated emission depletion, STED) dépasse la limite de diffraction optique et atteint une résolution de quelques dizaines de nanomètres. Il est une technique polyvalente qui peut être combinée avec d'autres techniques telles que la spectroscopie par corrélation de fluorescence (fluorescence correlation spectroscopy, FCS), fournissant des résolutions spatiales et temporelles élevées pour explorer les processus dynamiques qui se produisent dans les cellules vivantes. Ce projet de doctorat vise à mettre en œuvre un microscope STED, puis à combiner ce module STED avec la technique FCS pour les applications biologiques. Des études théoriques du STED et de la technique combinant STED et FCS ont permis dans les aspects spatio-temporels. Une solution analytique pour la fonction d'autocorrélation FCS a été dérivée dans l'état de déplétion STED incomplet. et un nouveau modèle d'ajustement FCS a été proposé. La méthode de variation du volume d’observation FCS (spot variation FCS, svFCS) a démontré sa capacité à identifier la présence de nanodomaines limitant la diffusion latérale des molécules dans la membrane plasmique. L’approche STED-FCS permet d’étendre l’application de la svFCS à l'échelle nanométrique afin d’évaluer la persistance plus ou moins importante de tels nanodomaines. Dans ce contexte, des simulations préliminaires de Monte Carlo ont été réalisées figurant des molécules diffusant en présence d'auto-assemblage/désassemblage dynamique des nanodomaines. / Super-resolution techniques offer new insight into the description of the dynamic molecular organization at the plasma membrane. Among these techniques, the stimulated emission depletion (STED) microscopy breaks the optical diffraction limit and reaches the resolution of tens of nanometer. It is a versatile setup that can be combined with other techniques such as fluorescence correlation spectroscopy (FCS), providing both high spatial and temporal resolutions to explore dynamic processes occurring in live cells. This PhD project aims at implementing a STED microscope, and then at combining this STED module with FCS technique for biological applications. Detailed theoretical studies on STED and the combined STED-FCS technique in spatio-temporal aspects were performed. An analytical solution for FCS autocorrelation function was derived in the condition of incomplete STED depletion and a new FCS fitting model was proposed to overcome this problem. The spot variation FCS (svFCS) method has demonstrated its capability to identify the presence of nanodomains constraining the lateral diffusion of molecules at the plasma membrane. The STED-FCS can extend the svFCS approach to the nanoscale evaluating the long-lasting existence of such nanodomains. Within this frame, preliminary Monte Carlo simulations were conducted mimicking molecules diffusing in the presence of dynamic self-assembling/disassembling nanodomains.

La première méthode vise à améliorer la vitesse d’imagerie de la microscopie super-résolue àtempérature ambiante pour des applications biologiques. En tant qu’une technique de scan, lamicroscopie STED a besoins d’être parallélisé pour faire de l’imagerie rapide en champ large. Nousavons obtenu une parallélisation massive de la microscopie STED en utilisant les réseaux d’optiqueavec une excitation en en champ large et une caméra rapide pour détection. Les images super-résoluesd’un champ de 3 μm par 3 μm sont acquises en scannant une maille élémentaire du réseau optique, quipeut être aussi petite que 290 nm * 290 nm. La microscopie Lattice-STED est démontrée avec unerésolution allant jusqu'à 70 nm à une cadence de 12,5 images par seconde.La deuxième méthode étend la microscopie super-résolue à la température de l’hélium liquide pourdes applications aux technologies quantiques. Des résolutions optiques à l'échelle nanométrique desémetteurs quantique est une étape cruciale vers le contrôle des états délocalisés formés par lesinteractions fortes et cohérentes entre des émetteurs. Dans ce contexte, nous avons développé unetechnique de microscopie à des températures cryogéniques, dénommée la microscopie Essat. Cettetechnique est basée sur la saturation optique de l'état excité des molécules fluorescentes uniques parl’excitation d’un faisceau en forme d’anneau. Une résolution moins de 10 nm est obtenue avec debasses intensités d'excitation, plus de millions de fois plus faibles que celles utilisées dans lamicroscopie STED à la température ambiante. Par rapport aux approches basées sur la superlocalisation,notre technique offre une occasion unique de résoudre sous la limite de diffraction lesmolécules uniques ayant des fréquences de résonance optiques qui se chevauchent. Ceci ouvre la voieà l'étude des interactions cohérentes entre émetteurs uniques et à la manipulation de leur degréd'intrication. / The first technique aims at improving the imaging speed of super-resolution microscopy at roomtemperature for biological applications. As a scanning technique, STED (Stimulated EmissionDepletion) microscopy needs parallelization for fast wide-field imaging. Using well-designed opticallattices for depletion together with wide-field excitation and a fast camera for detection, we achievelarge parallelization of STED microscopy. Wide field of view super-resolved images are acquired byscanning over a single unit cell of the optical lattice, which can be as small as 290 nm * 290 nm.Lattice-STED imaging is demonstrated with a resolution down to 70 nm at 12.5 frames per second.The second one extends super-resolution microscopy to liquid helium temperature for applications inquantum technologies. Optical resolution of solid-state single quantum emitters at the nanometer scaleis a challenging step towards the control of delocalized states formed by strongly and coherentlyinteracting emitters. ESSat (Excited State Saturation) microscopy operating at cryogenic temperaturesis based on optical saturation of the excited state of single fluorescent molecules with a doughnutshapedbeam. Sub-10 nm resolution is achieved with extremely low excitation intensities, more thanmillion times lower than those used in room temperature STED microscopy. Compared to superlocalisationapproaches, our technique offers a unique opportunity to super-resolve single moleculeshaving overlapping optical resonance frequencies, paving the way to the study of coherent interactionsbetween single emitters and to the manipulation of their degree of entanglement.

Mitochondrien sind essentielle Organellen eukaryotischer Zellen. Sie erfüllen eine Vielzahl wichtiger Funktionen in den Zellen: neben ihrer herausragenden Bedeutung für die Energieproduktion haben sie eine zentrale Rolle im Stoffwechsel, der Ionenhomöostase, sowie beim Zelltod. Weiterhin sind Mitochondrien hochdynamische Organellen. Die Erscheinung des mitochondrialen Netzwerks wird durch die Vorgänge der Fusion und Teilung kontinuierlich verändert. Eine morphologische oder funktionale Heterogenität dieser Organellen wurde bereits in verschiedenen Zelltypen und innerhalb einzelner Zellen beobachtet. Über die Bedeutung dieser Beobachtungen gibt es jedoch nur Vermutungen. Es wird angenommen, dass sie die Folgen eines mitochondrialen Anpassungsmechanismus an unterschiedliche metabolische Anforderungen darstellen. Bislang ist wenig darüber bekannt, ob mitochondriale Proteine auch eine heterogene intrazelluläre Verteilung aufweisen. Um Informationen über die Lokalisation mitochondrialer Proteine zu erhalten, wird unter anderem die Fluoreszenzmikroskopie eingesetzt. Im Rahmen dieser Arbeit wurden sowohl Konfokal- als auch beugungsunbegrenzte STED-Mikroskopie in Kombination mit mathematischen Auswertealgorithmen verwendet, um mitochondriale Proteinverteilungen quantitativ innerhalb einzelner Säugerzellen zu analysieren. In dieser Arbeit wurde gezeigt, dass eine Vielzahl mitochondrialer Proteine, welche in verschiedenen mitochondrialen Subkompartimenten lokalisieren und unterschiedliche Funktionen erfüllen, eine heterogene Dichteverteilung in Form eines Gradienten, mit einer höheren Proteindichte in Zellkernnähe, innerhalb einzelner Zellen aufweist. Diese Gradientenverteilung ist zudem bereits direkt nach der Zellteilung in beiden Tochterzellen zu beobachten. Des Weiteren wurde gezeigt, dass die Hyperelongation von Mitochondrien eine Verringerung des Ausmaßes der Gradientenverteilung von Tom20 bewirkt. Außerdem wurde im Rahmen dieser Arbeit gezeigt, dass in Zellen, in denen die Mikrotubuli depolymerisiert vorliegen, das Ausmaß der intrazellulären Tom20-Gradientenverteilung deutlich verringert ist. Diese Beobachtung legt die Vermutung nahe, dass der Vorgang des mitochondrialen Transports einen entscheidenden Einfluss auf die heterogene Verteilung mitochondrialer Proteine hat. Somit wurde durch diese Arbeit das Verständnis der intrazellulären Heterogenität mitochondrialer Proteinverteilungen entscheidend verbessert. Durch die erhaltenen Ergebnisse kann festgestellt werden, dass viele mitochondriale Proteine eine heterogene Verteilung in Form eines intrazellulären Dichtegradienten aufweisen, die durch Vorgänge der mitochondrialen Dynamik (Teilung, Bewegung) kontrolliert wird.

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