In this dissertation, I explored the effects of developmental hypoxia on heart contractility in three separate species of ectotherms: the common snapping turtle (Chelydra serpentina), the American alligator (Alligator mississippiensis), and the zebrafish (Danio rerio). I began with the common snapping turtle and tested whether the utilization of the sarcoplasmic reticulum was altered in response to developmental hypoxia. In the next two chapters, developmental hypoxia of the American alligator was explored studying how the cardiac tissue was affected, specifically in physiological stressors, sarcoplasmic reticulum utilization and sensitivity to pharmacological increases in contractility. The last chapter explored how zebrafish heart contractility was altered in response to chronic hypoxia from egg to adult. Findings from these chapters suggest that while developmental hypoxia did alter cardiac contractility, it did not alter the response of the heart to physiological stressors such as increased heart rate or under hypoxia. Overall, these findings contribute to increasing the current understanding of how developmental hypoxia alters the cardiovascular system but with an emphasis on the cardiac tissue level.

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La contraction du muscle squelettique est initiée par une libération de Ca2+ du réticulum sarcoplasmique (RS) en réponse à une dépolarisation du sarcolemme. Celle-ci induit un changement de conformation du récepteur des dihydropyridines (DHPR) localisé dans les tubules T entraînant l'ouverture du récepteur de la ryanodine de type 1 (RyR1), canal calcique du RS, et la libération du Ca2+ accumulé dans le RS. Au repos, RyR1 serait maintenu fermé par une action répressive du DHPR. Néanmoins, un efflux de Ca2+ continu se développe à travers la membrane du RS, constamment compensé par l'activité des pompes Ca2+-ATPases. Des études suggèrent que cet efflux pourrait être impliqué dans la perturbation de l'homéostasie calcique dans une des pathologies musculaires des plus fréquentes et sévères, la myopathie de Duchenne. Le travail présenté vise à caractériser l'efflux de Ca2+ du RS dans les fibres musculaires squelettiques de souris normales et mdx, modèle murin de la myopathie de Duchenne, en couplant la technique de potentiel imposé et la mesure fluorimétrique du Ca2+ intracellulaire. La mise au point d'une mesure directe des variations de Ca2+ du RS à l'aide du Fluo-5N a permis de révéler dans les fibres mdx une fuite calcique du RS exacerbée. Cette approche a permis de démontrer que l'efflux calcique du RS dans la fibre musculaire squelettique au repos n'est pas un phénomène incontrôlé à travers RyR1 mais un efflux étroitement contrôlé par le DHPR. Enfin, on s'est intéressée à l'efflux de Ca2+ du RS lors d'une stimulation musculaire prolongée. Nos résultats montrent que le déclin du signal calcique cytosolique dans ces conditions résulterait de la déplétion calcique du RS / Contraction of skeletal muscle is triggered by the release of Ca2+ from the sarcoplasmic reticulum (SR) in response to depolarization of the sarcolemma. Depolarization elicits a conformational change of the dihydropyridine receptor (DHPR) localized in the tubular membrane that controls the opening of the type 1 ryanodine receptor (RyR1), the SR Ca2+ release channel. At rest, RyR1s are kept in a closed state imposed by the repressive action of DHPRs. Yet, a resting Ca2+ efflux occurs across the SR membrane, constantly balanced by the pumping activity of SR Ca2+-ATPases. Several studies suggest that this SR Ca2+ efflux, considered as purely passive, may contribute to the alteration of Ca2+ homeostasis in one of the most common and severe skeletal muscle disease, namely the Duchenne Muscular Dystrophy. The present work aims at characterizing the SR Ca2+ efflux in skeletal muscle fiber from normal and mdx mice, the murine model of Duchenne Muscular Dystrophy, by combining voltage-clamp and intracellular Ca2+ measurements. The development of a methodology allowing direct monitoring of Ca2+ changes in the SR using the Fluo-5N led us to reveal an elevated SR Ca2+ leak in mdx fibers, which may contribute to the alteration of Ca2+ homeostasis. Still using this approach, we demonstrate that the resting SR Ca2+ efflux in normal skeletal muscle fiber is not, an uncontrolled process through RyR1 but is tightly controlled by DHPR. Finally, we investigates the SR Ca2+ efflux during long-lasting stimulation. Our data indicate that the decline of SR Ca2+ release in these conditions results from SR Ca2+depletion and does not involve voltage-dependent inactivation of SR Ca2+ release

We develop a composite multiphysics model of excitation-contraction coupling for a rat ventricular myocyte under voltage clamp (VC) conditions to: (1) probe mechanisms underlying the response to Ca2+-perturbation; (2) investigate the factors influencing its electromechanical response; and (3) examine its rate-dependent behavior (particularly the force-frequency response (FFR)). Motivation for the study was to pinpoint key control variables influencing calcium-induced calcium-release (CICR) and examine its role in the context of a physiological control system regulating cytosolic Ca2+ concentration and hence the cardiac contractile response. Our cell model consists of an electrical-equivalent model for the cell membrane and a fluid-compartment model describing the flux of ionic species between the extracellular and several intracellular compartments. The model incorporates frequency-dependent calmodulin (CaM) mediated spatially heterogenous interaction of calcineurin (CaN) and Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase-II (CaMKII) with their principal targets and accounts for rate-dependent, cyclic adenosine monophosphate (cAMP)-mediated up-regulation. We also incorporate a biophysical model for cardiac contractile mechanics to study the factors influencing force response. The model reproduces measured VC data published by several laboratories, and generates graded Ca2+-release with high Ca2+ gain by achieving negative feedback control and Ca2+-homeostasis. We examine the dependence of cellular contractile response on: (1) the amount of activator Ca2+ available; (2) the type of mechanical load applied; (3) temperature (22 to 38ºC); and (4) myofilament Ca2+ sensitivity. We demonstrate contraction-relaxation coupling over a wide range of physiological perturbations. Our model reproduces positive peak FFR observed in rat ventricular myocytes and provides quantitative insight into the underlying rate-dependence of CICR. The role of Ca2+ regulating mechanisms are examined in handling induced Ca2+-perturbations using a rigorous cellular Ca2+ balance. Extensive testing of the composite model elucidates the importance of various direct and indirect modulatory influences on the cellular twitch-response with wide agreement with measured data on all accounts. We identify cAMP-mediated stimulation, and rate-dependent CaMKII-mediated up-regulation of Ca2+-trigger current (ICaL) as the key mechanisms underlying the aforementioned positive FFR. Our model provides biophysically-based explanations of phenomena associated with CICR and provides mechanistic insights into whole-cell responses to a wide variety of testing approaches used in studies of cardiac myofilament contractility.

Le couplage excitation-contraction (EC) du muscle squelettique correspond à l’efflux de Ca2+ par le réticulum sarcoplasmique (RS) suite à une dépolarisation sarcolemmale. Des mutations dans les gènes MTM1 et DNM2 sont responsables respectivement de la forme sévère et modérée de la myopathie centronucléaire (CNM). Chez la souris Mtm1 KO, l’absence de la (PtdInsP) 3-phosphatase MTM1 est associée à une altération du couplage EC, propablement la cause majeure de la faiblesse musculaire. Le rôle du PdtIns(4,5)P2 dans la régulation du couplage EC a été étudié dans des fibres musculaires exprimant une PtdInsP phosphatase sensible au potentiel. Grâce à une combinaison d’électrophysiologie et d’imagerie confocale, nous avons montré une altération de l’efflux calcique en réponse à de fortes dépolarisations déplétant les stocks de PdtIns(4,5)P2 à la membrane.Dans un deuxième temps, une caractérisation complète des défauts de signalisation calcique et du couplage EC a été réalisée dans les fibres musculaires isolées de souris Mtm1 KO. Nos résultats indiquent que l’efflux calcique est d’amplitude réduite, est retardé et est spatialement hétérogène. L’inhibition pharmacologique de l’activité PtdInsP 3-kinase améliore ces défauts in vitro et la survie des souris in vivo, suggérant que l’accumulation des substrats de MTM1 participe au défaut du couplage EC. Ces résultats montrent le bénéfice thérapeutique d’une approche pharmacologique aux inhibiteurs d’activité PtdInsP 3-kinase.Enfin, nous avons montré que les fibres musculaires d’un modèle murin de la forme modérée de CNM (KI-Dnm2R465W) partagent certaines altérations du couplage EC avec le modèle Mtm1 KO (retard de l’efflux calcique) pouvant contribuer à la faiblesse musculaire. Cependant, d’autres défauts (altérations structurales, réduction de l’efflux calcique) affectent plus sévèrement le modèle Mtm1 KO, et pourraient être déterminants dans la différence de sévérité entre les deux formes de CNM / Excitation-contraction (EC) coupling is the process whereby a membrane depolarization leads to an increased cytosolic Ca2+ content, allowing contraction. Mutations in the genes MTM1 and DNM2 are responsible respectively for severe and moderate forms of centronuclear myopathy (CNM). In Mtm1 KO mouse model, MTM deficiency is associated with defective EC coupling, which makes probably the major contribution to muscle meakness.PdtIns(4,5)P2 involvement in regulating EC coupling has been investigated in muscle fibers expressing a voltage sensing PtdInsP phosphatase. Thanks to a combination of electrophysiology and confocal imaging techniques, we showed a reduction of SR Ca2+ release amplitude in response to strong depolarizations activating PdtIns(4,5)P2 depletion at plasma membrane.Secondly, we made a complete characterization of calcium signaling and EC coupling properties in isolated muscle fibers from Mtm1 KO mice. Our results demonstrate that SR Ca2+ release is depressed, delayed and spatially heterogeneous in diseased fibers. Moreover, we showed that pharmacological inhibition of PtdInsP 3-kinase activity improves these defects in vitro and mice survival in vivo, suggesting that accumulation of MTM1 substrates may participate to defective EC coupling. Overall, these results provide proof of concept for the use of PtdIns 3-kinase inhibitors in severe form of CNM.Finally, we showed that muscle fibers from murine model of moderate CNM form (KI-Dnm2R465W) share some of EC coupling defects with Mtm1 KO model (delayed SR Ca2+ release) that may contribute to muscle weakness. However, other defects (structural alterations, depressed SR Ca2+ release) affect more severely Mtm1 KO model, and may be critical in determining the severity of CNM

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L’exposition à une situation d’hypokinésie induit une atrophie fonctionnelle et phénotypique du musclesquelettique. Différents mécanismes sont suggérés contribuer à ce phénomène de plasticité musculaire,incluant en particulier des modifications de l’homéostasie calcique et de la production d’espèces réactivesde l’oxygène qui, en relation avec certains processus inflammatoires, activeraient des voies d’apoptose etde protéolyse musculaire. Le présent travail a porté un intérêt spécifique à ces phénomènes dans le cadrede l’atrophie musculaire induite par une hypokinésie ainsi que dans la récupération après cessation de ceprotocole. À l’aide d’approches cellulaires nous montrons que l’extrusion du calcium cytoplasmique estconsidérablement ralentie dans les fibres musculaires atrophiées. Cet effet, lié au moins en partie à unecontribution altérée des mitochondries, pourrait jouer un rôle dans l’activation de voies protéolytiquescalcium-dépendantes. Dans un deuxième temps, nous avons étudié l’évolution du niveau de stressoxydant et de l’expression de différentes cytokines ainsi que de marqueurs de la voie apoptotiquecaspase-dépendante et de la protéolyse musculaire au cours du phénomène de récupération après la fin del’hypokinésie. Les résultats montrent que le retour à la normale de la masse musculaire est facilité lors dela phase précoce (1-5 jours) de récupération via la modulation de l’apoptose mitochondriale et de laprotéolyse musculaire. Par contre le stress oxydant et la voie apoptotique impliquant TNF-a persistentjusqu’à 14 jours de récupération, alors que la masse musculaire est déjà reconstituée. / Exposure to hypokinesia induces a functional and phenotypic atrophy of skeletal muscle. Several types ofmechanisms have been suggested to contribute to this plasticity phenomenon, including changes inintracellular calcium handling and in production of reactive oxygen species which, together withinflammatory processes, would activate muscle apoptosis and proteolysis pathways. The present workspecifically focussed on these mechanisms within the framework of a model of hypokinesia-inducedatrophy and of recovery from this atrophy. Measurements on isolated muscle cells revealed that the rateof myoplasmic calcium extrusion was considerably reduced in atrophied muscle fibres. This effect whichappears to be, at least in part, related to an altered mitochondrial contribution, may play a pivotal role inthe activation of calcium-dependent proteolysis pathways. We then studied the time course of changes inoxidative stress as well as in the expression level of several cytokines and proteins specifically involvedin proteolysis and caspase-dependent apoptotic pathways, along the course of recovery from atrophy. Ourresults demonstrate that, at early stages (1-5 days) of recovery, muscle re-growth is mediated via themodulation of mitochondrial-driven apoptosis and muscle proteolysis. In contrast, oxidative stress and theTNF-a related apoptotic pathway remain activated until late stages (14 days) of recovery, at a time whenmuscle mass has already recovered.

La cascade d’évènements permettant la contraction de la fibre musculaire striée squelettique en réponse à l’activité électrique de sa membrane plasmique est regroupée sous le terme de couplage excitation-contraction (EC). Le couplage EC a lieu au niveau des triades, domaines nanoscopiques au niveau desquels les invaginations transversales de la membrane plasmique (tubules-T) sont en contact étroit avec deux citernes terminales adjacentes de réticulum sarcoplasmique (RS). Plus précisément, lors de l’excitation d’une fibre musculaire, un potentiel d’action se propage dans toute la surface de la membrane plasmique et en profondeur de la cellule via les tubules-T. Cette dépolarisation y est détectée par les protéines membranaires sensibles au potentiel Cav1.1 qui en retour, par couplage mécanique, déclenchent l’ouverture des canaux calciques du RS que sont les récepteurs de la ryanodine de type 1 (RYR1s). Ceci est à l’origine de l’augmentation massive de Ca2+ intracellulaire qui déclenche l’activation des myofilaments et donc la contraction. La compréhension des mécanismes de contrôle et de régulation des canaux RYR1s reste encore aujourd’hui limitée. En particulier, la mesure de l’activité physiologique de ces canaux dans la fibre musculaire intacte est toujours réalisée de manière très indirecte. Par ailleurs le rôle éventuel de variations de potentiel de la membrane du RS pendant l’activité musculaire n’a jamais été révélé. Une connaissance approfondie de ces phénomènes est pourtant essentielle à la compréhension de la fonction musculaire squelettique normale et pathologique. Dans ce contexte, l’objectif général de mon projet de thèse a été de mettre au point et utiliser des biosenseurs fluorescents localisés spécifiquement à la membrane des citernes terminales du RS de fibres musculaires différenciées – par leur fusion à une séquence d’adressage appropriée. Grâce à la combinaison des techniques d’électrophysiologie et d’imagerie de la fluorescence des biosenseurs sur fibres musculaires isolées, nous avons pu étudier l’activité du RS au cours de la fonction musculaire. Plus particulièrement, mon travail de thèse aborde deux problèmes biologiques principaux : le potentiel de membrane du RS et la signalisation calcique du RS au cours du couplage EC. Le premier objectif a visé à caractériser les changements de potentiel de la membrane du RS pendant l’activation du couplage EC. Pour cela, nous avons utilisé des biosenseurs de FRET de la famille Mermaid. Nos résultats montrent qu’il n’y a pas de changement substantiel du potentiel transmembranaire du RS pendant l’activation du couplage EC. Ces données confirment – pour la première fois en condition physiologique – que le flux de Ca2+ à travers les canaux RYR1s est équilibré par des contre-flux ioniques compensatoires qui permettent le maintien du potentiel de membrane du RS. Ceci assure la pérennité du flux de Ca2+ et contribue à l’efficacité du couplage EC. Le deuxième objectif a visé à détecter les variations de concentration en Ca2+ à proximité immédiate des canaux RYR1s. Pour cela, nous avons utilisé le biosenseur fluorescent sensible au Ca2+ GCamP6f. Le biosenseur adressé à la membrane du RS fournit un accès unique à l’activité individuelle de populations distinctes de canaux RYR1s au sein de différentes triades d’une même fibre musculaire. Au-delà de la caractérisation détaillée des propriétés des sondes GCaMP6f dans cette préparation, nos résultats montrent la stupéfiante synchronisation de l’activité de libération de Ca2+ des triades d’une même fibre musculaire au cours du couplage EC. Les résultats ouvrent des perspectives particulièrement intéressantes pour les études de situations pathologiques d’altération de l’activité des canaux RYR1s / Excitation-contraction (EC) coupling in skeletal muscle corresponds to the sequence of events through which muscle fiber contraction is triggered in response to plasma membrane electrical activity. EC coupling takes place at the triads; these are nanoscopic domains in which the transverse invaginations (t-tubules) of the surface membrane are in closed apposition with two adjacent terminal cisternae of the sarcoplasmic reticulum membrane (SR). More precisely, EC coupling starts with action potentials fired at the endplate, propagating throughout the surface membrane and in depth into the muscle fiber through the t-tubules network. When reaching the triadic region, action potentials activate the voltage-sensing protein Cav1.1. In turns, Cav1.1 directly open up the type 1 ryanodine receptor (RYR1) in the immediately adjacent SR membrane, through intermolecular conformational coupling. This triggers RYR1-mediated SR Ca2+ release which produces an increase in cytosolic Ca2+ triggering contraction. Current understanding of the mechanisms involved in the control and regulation of RYR1 channels function is still limited. One reason is related to the fact that detection of RYR1 channel activity in intact muscle fibers is only achieved with indirect methods. Also, whether SR the membrane voltage experiences changes during muscle activity has so far never been experimentally assessed. Yet, deeper knowledge of these processes is essential for our understanding of muscle function in normal and disease conditions. In this context, the general aim of my PhD project was to design and use fluorescent protein biosensors specifically localized at the SR membrane of differentiated muscle fibers, by fusing them to an appropriate targeting sequence. Thanks to a combination of single cell physiology and biophysics techniques based on electrophysiology and biosensor fluorescence detection, we were able to study the SR activity during muscle fiber function. Specifically, my PhD work focused on two major issues: SR membrane voltage and SR calcium signaling during EC coupling. The first aim of my work was to characterize SR membrane voltage changes during muscle fiber activity. For this, we used voltage sensitive FRET-biosensors of the Mermaid family. Results show that the SR trans-membrane voltage experiences no substantial change during EC coupling. This provides the first experimental evidence, in physiological conditions, for the existence of ion counter-fluxes that balance the charge deficit associated with RYR1-mediated SR Ca2+ release. Indeed, this process is essential for maintaining the SR Ca2+ flux upon RYR1 channels opening and thus critically important for EC coupling efficiency. The second objective of my work aimed at detecting the changes in Ca2+ concentration occurring in the immediate vicinity of the RYR1 Ca2+ release channels during muscle fiber activation. For this, we took advantage of one member of the recent generation of genetically encoded Ca2+ biosensor: GCaMP6f. The SR-targeted biosensor provides a unique access to the individual activity of RYR1 channels populations within distinct triads of a same muscle fiber. Beyond allowing a detailed characterization of the biosensor properties in this preparation, results highlight the remarkable uniformity of SR Ca2+ release activation from one triad to another, during EC coupling. These results open up stimulating perspectives for the investigation of disease conditions associated with defective behavior of RYR1 channels.

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