Les organismes vivants prennent des décisions en permanence à l’aide de réseau de réactions chimiques couplées (CRN) les unes aux autres. Cette capacité a inspirée de nombreux scientifiques qui cherchent aujourd’hui à construire des versions synthétiques de ces réseaux pour créer des systèmes dynamiques complexes. Les molécules d’ADN constituent une solution idéale pour construire de tels CRNs. Le travail de recherche présenté dans ce manuscrit vise à développer des surfaces actives qui permettent d’interagir avec la PEN toolbox en environnement microfluidique afin de pouvoir utiliser pleinement le potentiel de tels systèmes moléculaires. Nous avons étudié l’utilisation de la PEN toolbox en microfluidique en explorant différents paramètres. Nous discuterons ensuite de la réalisation de surfaces actives et de leur caractérisation. Celles-ci sont concues pour permettre l’immobilisation de brins d’ADN via une liaison thiol et leur largage en solution en rompant électro-chimiquement cette liaison. Nous discuterons également d’aspect technique permettant l’intégration aisée d’une telle stratégie dans des dispositifs microfluidiques. Par la suite, nous montrerons qu’il est possible de contrôler spatio-temporellement le largage d’instructions à base d’ADN. Pour ce faire, nous nous appuierons sur une version plus évoluée de l’auto-catalyseur présenté précédemment. Nous mettrons en évidence qu’il est possible d’initier de façon contrôlée des phénomènes de réaction-diffusion dans des canaux microfluidiques.Pour finir, nous ouvrirons des perspectives pour la conception de surface actives permettant un niveau de contrôle encore plus grand des systèmes moléculaires. / Living organisms perform complex information processing tasks with a help of intertwined chemical reaction networks (CRNs) and diffusion processes. These biological phenomena inspired scientists to design from the bottom-up dynamical systems with complex spatiotemporal behaviour. DNA provides a perfect solution for building these synthetic CRNs. Our research work focused on designing active surfaces with the aim to provide a convenient way to interact in microfluidics with the PEN toolbox (as an example of DNA-based CRNs) and explore the full potential of these novel biochemistry tools. We will study the step by step assembly and optimisation of the PEN toolbox parameters. Next, we will discuss the construction and characterisation of active surfaces, which provide loading and controllable release of DNA input, based on formation and electrochemical cleavage of gold-thiol bond. We will also provide a technological solution to integrate these surfaces and the PEN toolbox in microfluidics. We will show controllable triggering of basic activation and autocatalysis PEN toolbox modules. We will further apply our method for spatiotemporal control of autocatalytic CRNs, which have higher stability then simple autocatalytic module while still providing an exponential signal amplification contrary to the activation module. This approach allows us to investigate and optimise the parameters of our technology. Finally, we will discuss the construction of active surfaces with irreversibly bound DNA, which provides a higher level of the PEN toolbox spatiotemporal behaviour, based on electrical polarisation and tuning the shape of surface-attached DNA patterns.

L’ADN est reconnu depuis longtemps comme une des molécules fondamentales des organismes vivants.Support de l’information génétique, la molécule d’ADN possède aussi des propriétés qui en font unmatériel de choix pour construire à l’échelle nanométrique. Deux simples brins d’ADN complémentaireset antiparallèles (c.à.d. de directivité opposée) peuvent, par exemple, s’hybrider s’ils se rencontrent ensolution, c’est à dire s’associer l’un à l’autre. La cohésion de la molécule « double-brin » ainsi forméeest maintenue par une série de liaisons faibles entre les bases complémentaires de chaque brin. Cetteréaction d’hybridation de l’ADN est réversible : un double-brin stable à basse température retrouveral’état simple-brin à plus haute température.Notre capacité à lire (séquencer) et écrire (synthétiser) l’ADN est à l’origine de l’émergence dudomaine des nanotechnologies ADN. Cette capacité à prévoir quantitativement les interactions (cinétiqueset thermodynamiques) entre deux partenaires moléculaires quels qu’ils soient est propre à l’ADN: on peut facilement synthétiser deux molécules de même taille et nature, de manière à ce qu’elles interagissent– ou non – selon la séquence qui leur est propre. Il existe aussi toute une batterie d’enzymescapables de catalyser différentes réactions au sein d’un brin d’ADN ou entre deux brins d’ADN, parexemple : une polymérase catalyse la synthèse d’un brin d’ADN à partir de son complémentaire ; unenickase coupe un seul des deux brins d’une molécule double-brin à un emplacement spécifique ; uneexonucléase hydrolyse un brin d’ADN en fragments plus courts, tandis qu’une ligase lie deux brinscourts en un brin unique, plus long. Dans cette thèse, nous commençons par vérifier que les trois modules de l’oligator (activation,autocatalyse et inhibition) peuvent être réarrangés de manière arbitraire, afin de créer différents circuitsde réactions dynamiques. Nous appellerons cette collection de réactions catalysées par trois enzymes(polymérase, nickase et exonucléase) la boite à outils ADN. La construction et le contrôle de circuitscomplexes nécessitent de pouvoir observer les modules désirés de manière spécifique et en temps réel.A cette fin, nous mettons au point une nouvelle technique de fluorescence utilisant une interaction– souvent négligée – entre les bases d’ADN et un fluorophore qui y est attaché : celui-ci émet unefluorescence dont l’intensité dépend de l’état (simple ou double brin) et de la séquence à proximité dufluorophore. / Biological organisms process information through the use of complex reaction networks. These can bea great source of inspiration for the tailoring of dynamic chemical systems. Using basic DNA biochemistry–the DNA-toolbox– modeled after the cell regulatory processes, we explore the construction ofspatio-temporal dynamics from the bottom-up.First, we design a monitoring technique of DNA hybridization by harnessing a usually neglectedinteraction between the nucleobases and an attached fluorophore. This fluorescence technique –calledN-quenching– proves to be an essential tool to monitor and troubleshoot our dynamic reaction circuits.We then go on a journey to the roots of the DNA-toolbox, aiming at defining the best design rulesat the sequence level. With this experience behind us, we tackle the construction of reaction circuitsdisplaying bistability. We link the bistable behavior to a topology of circuit, which asks for specificDNA sequence parameters. This leads to a robust bistable circuit that we further use to explore themodularity of the DNA-toolbox. By wiring additional modules to the bistable function, we make twolarger circuits that can be flipped between states: a two-input switchable memory, and a single-inputpush-push memory. Because all the chemical parameters of the DNA-toolbox are easily accessible,these circuits can be very well described by quantitative mathematical modeling. By iterating thismodular approach, it should be possible to construct even larger, more complex reaction circuits: eachsuccess along this line will prove our good understanding of the underlying design rules, and eachfailure may hide some still unknown rules to unveil.Finally, we propose a simple method to bring DNA-toolbox made reaction circuits from zerodimensional,well-mixed conditions, to a two-dimensional environment allowing both reaction anddiffusion. We run an oscillating reaction circuit in two-dimensions and, by locally perturbing it, areable to provoke the emergence of traveling and spiral waves. This opens up the way to the building ofcomplex, tailor-made spatiotemporal patterns.

L'ADN est reconnu depuis longtemps comme une des molécules fondamentales des organismes vivants. Support de l'information génétique, la molécule d'ADN possède aussi des propriétés qui en font un matériel de choix pour construire à l'échelle nanométrique. Deux simples brins d'ADN complémentaires et antiparallèles (c.à.d. de directivité opposée) peuvent, par exemple, s'hybrider s'ils se rencontrent en solution, c'est à dire s'associer l'un à l'autre. La cohésion de la molécule " double-brin " ainsi formée est maintenue par une série de liaisons faibles entre les bases complémentaires de chaque brin. Cette réaction d'hybridation de l'ADN est réversible : un double-brin stable à basse température retrouvera l'état simple-brin à plus haute température. Notre capacité à lire (séquencer) et écrire (synthétiser) l'ADN est à l'origine de l'émergence du domaine des nanotechnologies ADN. Cette capacité à prévoir quantitativement les interactions (cinétiques et thermodynamiques) entre deux partenaires moléculaires quels qu'ils soient est propre à l'ADN : on peut facilement synthétiser deux molécules de même taille et nature, de manière à ce qu'elles interagissent - ou non - selon la séquence qui leur est propre. Il existe aussi toute une batterie d'enzymes capables de catalyser différentes réactions au sein d'un brin d'ADN ou entre deux brins d'ADN, par exemple : une polymérase catalyse la synthèse d'un brin d'ADN à partir de son complémentaire ; une nickase coupe un seul des deux brins d'une molécule double-brin à un emplacement spécifique ; une exonucléase hydrolyse un brin d'ADN en fragments plus courts, tandis qu'une ligase lie deux brins courts en un brin unique, plus long. En utilisant ces simples réactions (hybridation, polymérisation, coupe spécifique et hydrolyse), il est possible de construire des réactions qui associent des brins d'ADN " input " à des brins d'ADN " output " selon le modèle " input -> input + output ". Si l'output est de la même nature que l'input, il peut servir d'input à une autre réaction. On définit alors qu'à chaque réaction est associé un " module " : par exemple, le module AtoB encode la réaction A -> A + B. Lorsque A s'hybride à AtoB, il est allongé par une polymérase suivant la séquence du module AtoB, formant ainsi un brin constitué de la séquence de A suivie de la séquence de B. Ce produit est alors coupé entre A et B par une nickase : A et B peuvent alors se détacher du module AtoB. Montagne et al. (MSB, 2011) ont démontré qu'en associant trois modules encodant les trois types de réaction " activation " (A -> A+ B), " autocatalyse " (A -> 2A) et " inhibition " (B -> inhibiteur de A), complétées d'une exonucléase hydrolysant inputs et outputs (mais pas les modules), il est possible d'obtenir un oscillateur qui fonctionne dans un tube à essai, mais qui est entièrement constitué de matériel biologique : l'oligator. Dans cette thèse, nous commençons par vérifier que les trois modules de l'oligator (activation, autocatalyse et inhibition) peuvent être réarrangés de manière arbitraire, afin de créer différents circuits de réactions dynamiques. Nous appellerons cette collection de réactions catalysées par trois enzymes (polymérase, nickase et exonucléase) la boite à outils ADN. La construction et le contrôle de circuits complexes nécessitent de pouvoir observer les modules désirés de manière spécifique et en temps réel. A cette fin, nous mettons au point une nouvelle technique de fluorescence utilisant une interaction - souvent négligée - entre les bases d'ADN et un fluorophore qui y est attaché : celui-ci émet une fluorescence dont l'intensité dépend de l'état (simple ou double brin) et de la séquence à proximité du fluorophore. Cette méthode, nommée N-quenching (pour nucleobase-quenching), a fait l'objet d'une publication dans Nucleic Acids Research. A l'origine, les oscillations de l'oligator étaient observées au moyen d'un agent intercalant de l'ADN dont la fluorescence dépend de la quantité totale d'ADN présente en solution. En utilisant N-quenching, il est possible d'observer de manière spécifique les différents composants de l'oligator, et d'en apprécier les oscillations déphasées : il suffit d'attacher un fluorophore à un module afin d'observer la présence ou l'absence de l'input associé. Ces outils en main, nous abordons l'assemblage de circuits de réactions plus complexes, en nous intéressant plus particulièrement à la bistabilité. Le phénomène de bistabilité est extrêmement courant au sein des systèmes de régulation de l'expression génétique, ainsi que dans divers systèmes chimiques. Une fois déterminées les caractéristiques requises pour obtenir un système bistable avec notre boîte à outils, nous construisons un circuit dont les deux états de stabilité correspondent à deux modules autocatalytiques qui s'inhibent mutuellement par le biais de deux modules d'inhibition. N-quenching s'avère être un outil indispensable pour discerner sans ambiguïté les deux états stables du bistable. Nous avons ensuite montré qu'il est possible de donner de nouvelles fonctions au bistable en le connec- tant à d'autres modules ou sous-circuits : c'est ainsi que nous avons assemblé un circuit " mémoire " pouvant être mis à jour au moyen de deux " inputs " externes, puis une mémoire flip-flop capable de switcher entre ses deux états stables au moyen d'un unique input externe. Les résultats de ce travail ont été publiés dans Proceedings of the National Academy of Sciences. Les connections entre différents modules de nos circuits de réactions sont basées sur un système d'adressage chimique: c'est la reconnaissance entre deux brins d'ADN qui structure le réseau et nous travaillons donc dans l'espace des séquences. Il est aussi envisageable d'utiliser l'espace réel, c'est à dire de passer d'un système en zéro dimension à un système - par exemple - en deux dimensions ou chaque molécule possède désormais des coordonnées spatiales (en plus d'une adresse chimique). On s'intéresse alors à l'évolution spatiale de nos réactions. Nous avons mis au point un dispositif fluidique permettant d'enfermer hermétiquement nos circuits de réactions sous la forme d'une fine couche de liquide de la forme désirée. Le système est alors observé au moyen d'un microscope pour résoudre les composantes spatiales: nous y installons un oscillateur biochimique et montrons qu'en contrôlant réaction et diffusion, il est possible d'observer l'émergence de motifs spatio-temporels complexes. De par la nature du matériel les constituant (ADN et enzymes), nos systèmes se situent à l'interface directe entre le vivant et le non-vivant. Notre boîte à outils s'inspire (quoique de manière très sché- matique) de la régulation de l'expression génétique : elle forme par conséquent une sorte de modèle expérimental permettant l'étude des relations entre la structure du circuit d'une part et sa fonction, d'autre part, telles qu'elles pourraient être au sein du vivant. Ces circuits pourraient aussi être utilisés pour diriger des nanorobots ADN in situ, supprimant ainsi le besoin de stimulus externe commandant leurs mouvements. D'autres applications potentielles incluent le transfert de ces systèmes in vivo, à des fins thérapeutiques par exemple (médicament intelligent). Cela reste cependant un défi, dont la première étape sera d'améliorer la robustesse de ces circuits afin qu'ils puissent fonctionner dans des milieux plus hostiles qu'un tube à essai.

La gestion et transmission d’information au sein d’organismes vivants implique la production et le trafic de molécules via des voies de signalisation sutructurées en réseaux de réactions chimiques. Ces derniers varient selon leur forme, taille ainsi que la nature des molécules mises en jeu. Parmi eux, les réseaux de régulation génétiques nous ont servi de modèle pour le développement et la mise en place d’un système de programmation moléculaire in vitro. En effet, l’expression d’un gène est majoritairement dominé par des facteurs de transcription, autres protéines ou acides nucléiques, eux-mêmes exprimés par d’autres gènes. L’ensemble forme l’interactome de la cellule, carte globale des interactions entre gènes et sous-produits, où la fonction du réseau est relié à sa topologie. L’observation des noeuds et sous-architectures dénote trois mécanismes récurrents : premièrement, la nature des interactions est de type activation ou inhibition, ce qui implique que tout comportement non trivial est obtenu par une combinaison de noeuds plutôt que le développement de nouvelles interactions. Ensuite, la longévité du réseau est assurée par la stabilité chimique de l’ADN couplée à la chimiosélectivié des réactions enzymatiques. Enfin, l’aspect dynamique est maintenu par le constant anabolisme/catabolisme des intermédiaires et donc l’utilisation de combustible/énergie. C’est suivant ces observations que nous avons développé un ensemble de trois réactions enzymatiques élémentaires : la «PEN-DNA toolbox». L’architecture du réseau, à savoir les connections entre les noeuds est médiée par la séquence de brins d’ADN synthétiques (appelés matrice), et trois enzymes (polymérase, nickase, et exonucléase) assurent la catalyse des réactions chimiques. La production et dégradation des intermédiaires consomme des désoxyribonucléotides triphosphates et rejette des désoxyribonucléotides monophosphate, dissipant ainsi le potentiel chimique. Les réactions sont suivies grâce au greffage d’un fluorophore sur le brin matriciel et au «nucleobase quenching» qui intervient lorsqu’une base d’un intermédiaire se rapproche du fluorophore après hybdridation sur le brin matriciel. L’activation correspond alors à la synthèse d’un brin output en réponse à un brin input, alors que l’inhibition survient lorsqu’un brin output s’hybride sur un brin matriciel, empêchant ainsi à l’input correspondant de s’y fixer. Oscillations, bistabilité et mémoire sont des exemples de comportements implémentés en PEN-DNA toolbox, faisant appel à des architectures de plus en plus complexes. Pour cela, un réglage fin des concentrations en effecteurs (ADN et enzymes) est nécessaire, ce qui sous-tend l’existence de plusieurs comportements pour un même circuit, dépendant des conditions paramétriques. L’établissement d’une carte de chaque combinaison de paramètres avec le comportement global associé permettrait de comprendre le fonctionnement du réseau dans son ensemble, et donnerait accès à tous les comportements disponibles. Dans le cas d’un système dynamique non linéaire, une telle carte est un diagramme de bifurcation du système. Pour explorer de manière exhaustive les possibilités d’un réseau dans un cadre expérimental raisonable, nous avons développé une plateforme microfluidique capable de générer des goutelettes d’eau dans l’huile à partir de quatres canaux aqueux différents. Ce dispositif nous donne accès, grâce à un contrôle fin des contributions de chaque canal aqueux, à des goutelettes monodisperses (volume de l’ordre du picolitre) dont le contenu est différent pour chaque goutelette. Nous avons adapté notre dispositif aux contraintes matérielles (design microfluidique, génération de goutelettes à contenu différents et controllés, observation et stabilité à long terme) et techniques (tracabilité des goutelettes et stabilité/compatibilité chimique). (...) / Information processing within and in between living organisms involves the production and exchange of molecules through signaling pathways organized in chemical reactions networks. They are various by their shape, size, and by the nature of the molecules embroiled. Among them, gene regulatory networks were our inspiration to develop and implement a new framework for in-vitro molecular programming. Indeed, the expression of a gene is mostly controlled by transcription factors or regulatory proteins and/or nucleic acids that are themselves triggered by other genes. The whole assembly draws a web of cross-interacting genes and their subproducts, in which the well controlled topology relates to a precise function. With a closer look at the links between nodes in such architectures, we identify three key points in the inner operating system. First, the interactions either activate or inhibit the production of the later node, meaning that non trivial behaviors are obtained by a combination of nodes rather than a specific new interaction. Second, the chemical stability of DNA, together with the precise reactivity of enzymes ensures the longevity of the network. Finally, the dynamics are sustained by the constant anabolism/catabolism of the effectors, and the subsequent use of fuel/energy. All together, these observations led us to develop an original set of 3 elementary enzymatic reactions: the PEN-DNA toolbox. The architecture of the assembly, i.e. the connectivity between nodes relies on the sequence of synthetic DNA strands (called DNA templates), and 3 enzymes (a polymerase, a nickase and an exonuclease) are taking care of catalysis. The production and degradation of intermediates consume deoxyribonucleoside triphosphates (dNTP) and produce deoxynucleotide monophosphates leading to the dissipation of chemical potential. Reactions are monitored thanks to a backbone modification of a template with a fluorophore and the nucleobase quenching effect consecutive to an input strand binding the template. The activation mechanism is then the production of an output following the triggering of an input strand, and the inhibition comes from the production of an output strand that binds the activator-producing sequence. Various behaviors such as oscillation, bistability, or switchable memory have been implemented, requiring more and more complex topologies. For that, each circuit requires a fine tuning in the amount of chemical parameters, such as templates and enzymes. This underlies the fact that a given network may lead to different demeanors depending on the set of parameters. Mapping the output of each combination in the parameter space to find out the panel of behaviors leads to the bifurcation diagram of the system. In order to explore exhaustively the possibilities of one circuit with a reasonable experimental cost, we developped a microfluidic tool generating picoliter-sized water-in-oil droplets with different contents. We overcame the technical challenges in hardware (microfluidic design, droplet generation and long-term observation) and wetware (tracability of the droplet and emulsion compatibility/stability). So far, bifurcation diagrams were calculated from mathematical models based on the enzymes kinetics and the thermodynamic properties of each reaction. The model was then fitted with experimental data taken in distant points in the parameter space. Here, millions of droplets are created, and each one encloses a given amount of parameters, becoming one point in the diagram. The parameter coordinates are barcoded in the droplet, and the output fluorescence signal is recorded by time lapse microscopy. We first applied this technique to a well-known network, and obtained the first experimental two-dimensional bifurcation diagram of the bistable system. The diagram enlightens features that were not described by the previous mathematical model. (...)