Die zentromerischen Regionen eukaryotischer Chromosomen sind notwendig für die Segregation der Schwesternchromatiden während der Zellteilung. In den Nukleosomen in diesen Regionen ist das kanonische Histon H3 durch die zentromerische Histon H3 Variante CENP-A ersetzt. Diese wird in Saccharomyces cerevisiae Cse4 genannt. Indem CENP-A die geordnete Assemblierung einzelner Untereinheiten des Kinetochors vermittelt, spezifiziert es die zentromerische Chromosomenregion und ist damit essentiell für die korrekte Segregation der Chromosomen während der Zellteilung. Kürzlich wurde gezeigt, dass Cse4 posttranslational modifiziert wird. Von Bedeutung für diese Arbeit sind die in der essentiellen Domäne des N-terminus liegenden Methylierung von Arginin 37 und die Acetylierung von Lysin 49, die durch phänotypische Suppression eine genetische Interaktion und eine antagonistische Funktion bei der epigenetischen Regulation in der korrekten Assemblierung der Kinetochoruntereinheiten zeigen. In dieser Arbeit wurde gezeigt, dass die Acetylierung an Cse4K49 von der Histonacetyltransferase Gcn5 abhängt, und dass dieses Enzym Komponenten des SAGA-Komplexes, aber nicht des ADA-Komplexes benötigt. Außerdem konnte in dieser Arbeit gezeigt werden, dass die Acetylierung von K49 in der frühen S-Phase ansteigt und zum Ende der S-Phase abnimmt. Es konnte weiterhin eine biochemische Interaktion der N-terminalen Domäne von Cse4 mit der COMA-Untereinheit Ctf19, der zentralen Region des Kinetochors, nachgewiesen werden, möglicherweise mit einer Präferenz zu einer nicht acetylierten Form von Cse4K49. In dieser Arbeit konnte gezeigt werden, dass der Transkriptions-Co-Aktivator Komplex SAGA eine Funktion an der zentromerischen Region in S. cerevisiae aufweist. Des Weiteren ist die Acetylierung an Cse4K49 in die Rekrutierung der Kinetochoruntereinheit Ctf19 involviert, und gibt damit einen Hinweis auf einen epigenetischen Regulationsmechanismus während der Chromosomensegregation. / The centromeric regions of eukaryotic chromosomes are essential for proper chromosome segregation. The nucleosomal composition in these regions differs from that of canonical nucleosomes in that histone H3 is replaced by the H3 variant CENP-A, which is termed Cse4 in Saccharomyces cerevisiae. CENP-A is the most important epigenetic mark on centromeres and essential for accurate kinetochore establishment at centromeric sites, which in turn are necessary to connect the centromeric sites to the microtubules. Whereas the histone fold domain of Cse4 shares a sequence homology with canonical histone H3, the N-terminal domain is rather long as compared to canonical histone tails and the centromeric histone variants of higher eukaryotes. One part of this flexible, positively charged histone tail has been shown to represent an essential N-terminal domain (END). Lysine 49 was defined as an acetylation site in this region, but the modification remains to be characterized in detail. In this study, we found that the Cse4K49 acetylation is dependent on the histone acetyltransferase Gcn5, and that the enzyme in this context acts within the SAGA/SLIK complex, whereas an involvement of the smaller ADA complex was not observed. Furthermore, we addressed the cell-cycle dependence of the K49 acetylation and found an increase in early S-phase and a decrease in late S-phase, whereas the R37 methylation persisted throughout S-phase. Ctf19 was found to bind acetylated and unacetylated Cse4K49 with a preference for unacetylated Cse4. The findings presented here show that the transcriptional co-activator complex SAGA functions at centromeric regions in S. cerevisiae, and that the Cse4K49 acetylation has an influence on the recruitment of the kinetochore subunit Ctf19. This suggests an epigenetic regulatory mechanism involving a specific acetylation on the N-terminus of Cse4 in chromosome segregation.

Les cellules déficientes pour la recombinaison homologue (RH) présentent un ralentissement des fourches de réplication, un nombre aberrant de centrosomes et une aneuploïdie même en absence de stress exogène (Bertrand P 2003, Daboussi F 2005, 2008, Deng 1999, 2002, Griffin 2000, Kraakman-van der Zwet 2002). De plus, la fréquence des mitoses présentant des chromosomes surnuméraires est plus élevée dans ces cellules.L’ensemble des ces résultats suggéraient que le ralentissement des fourches de réplication dans les cellules déficientes pour la RH pourrait avoir un impact direct sur la formation de centrosomes surnuméraires. De plus, nous voulions savoir si cela pouvait également influencer la ségrégation des chromosomes au cours de la mitose. Les résultats que nous avons obtenus sont rassemblés dans l’article intitulé : “Homologous Recombination protects against mitotic defects and unbalanced chromosome segregation caused by spontaneous replication stress”.Le traitement des cellules compétentes pour la RH avec 5µM d’hydroxyurée (HU), un inhibiteur de l’enzyme de synthèse des dNTPs, induit un ralentissement des fourches de réplication parfaitement comparable à celui observé dans les cellules déficientes pour la RH. Après traitement à l’HU des cellules compétentes pour la RH, la fréquence de mitoses présentant des chromosomes surnuméraires augmente et devient similaire à la fréquence de mitoses avec des chromosomes surnuméraires pour les cellules déficientes pour la HR non traitées à l’HU. Nous avons mesuré l’impact de l’HU sur l’apparition des ponts anaphasiques et sur des défauts de ségrégation des chromosomes lors de la mitose. En l’absence de traitement, nous observons une fréquence plus élevée de ponts anaphasiques et de défauts de ségrégation dans des cellules déficientes pour la RH. Des traitements avec 5µM d’HU augmentent la fréquence des ponts anaphasiques et des erreurs de ségrégation dans les cellules compétentes pour la RH, pour atteindre un niveau comparable aux cellules déficientes pour la RH. Ainsi, une altération de la dynamique de réplication consécutive à une déficience de RH ou à un traitment avec de faibles doses d’HU induit des défauts au cours de la mitose. Un lien direct entre une dynamique de réplication anormale et l’apparition d’un nombre aberrant de centrosomes pourrait être la persistance en mitose d’ADN non répliqué ou endommagé.  Comme l’ADN non répliqué ou les fourches bloquées induisent la formation d’ADN simple brin couvert par RPA, nous avons compté le nombre de cellules en G2/M présentant des foyers de RPA, et observé que la fraction de cellules ayant plus de 5 foyers de RPA augmente dans des cellules déficientes pour Brca2. En conclusion, nous proposons un lien direct entre des altérations de la cinétique de réplication, l’apparition de centrosomes surnuméraires et des défauts de ségrégation des chromosomes en mitose dans les cellules déficientes pour la RH même non soumises à un stress exogène. L’utilisation de faibles doses d’HU dans des cellules compétentes pour la RH mime les phénotypes observés dans les cellules déficientes pour la RH et confirme notre modèle.Nous avons également cherché à comprendre les causes du ralentissement des fourches de réplication observé dans les cellules déficientes pour la RH. Il est ainsi possible que les arrêts de fourches spontanés soient une conséquence d’un stress oxydatif endogène. Dans les cellules compétentes pour la RH, le redémarrage des fourches bloquées est possible et assure une progression normale de la réplication de l’ADN. Ceci favorise une ségrégation équilibrée des chromosomes, le maintien de la diploïdie et la stabilité du génome. Dans des cellules déficientes pour la RH, les blocages de fourches devraient être délétères puisque les principaux mécanismes de redémarrage des fourches ne sont pas fonctionnels. De plus, l’arrêt prolongé des fourches ainsi que les cassures double brin générées par l’effondrement des fourches devraient activer des voies de signalisation. Nous avons néanmoins observé que les cellules ne sont pas bloquées dans le cycle cellulaire, ce qui suggère qu’un seuil supérieur de dommages doive être atteint pour induire l’arrêt du cycle. Les stress endogènes ne semblent donc pas suffisamment élevés pour atteindre ce seuil : même si l’ensemble des fourches parcourant le génome sont ralenties, l’activation d’origines cryptiques permet de compenser et ainsi de maintenir la progression dans le cycle. Mais puisque les cellules ne sont pas arrêtées dans le cycle, des fourches bloquées, de l’ADN endommagé ou non répliqué pourraient persister jusqu’à la transition G2/M et in fine perturber le déroulement de la mitose. Des centrosomes multipolaires provoquent la formation de fuseaux multipolaires et favorisent la ségrégation déséquilibrée des chromosomes, entraînant l’aneuploïdie, la déstabilisation du génome et le développement de cancers. / HR deficient cells show slow replication kinetics, aberrant centrosome number and aneuploidy even in the absence of any exogenous stress (Bertrand P 2003, Daboussi F 2005, 2008, Deng 1999, 2002, Griffin 2000, Kraakman-van der Zwet 2002). Frequency of mitosis with extra centrosomes is elevated and replication kinetics decreased in HR deficient compared to HR proficient cells, in the absence of exogenous stress. Thus the question arose, if replication slowing down in HR deficient cells has direct impact on the appearance of supernumerary centrosomes. Furthermore we wanted to know if this might directly impact chromosome segregation. The results we gained are brought together in the paper “Homologous recombination suppression causes spontaneous mitotic alterations through endogenous replication stress”. By treating our HR proficient cells with 5µM HU we found the perfect concentration to mimic replication dynamics of HR deficient cells in an HR proficient background. This concentration was applied to HR proficient cells. After HU treatment the frequency of mitosis with extra centrosomes was elevated in HR proficient cells. Now they showed the same frequency of mitosis with extra centrosomes, than unchallenged HR deficient cells. We measured the impact of HU treatment on occurrence of anaphase bridges or aberrant mitotic segregation. In the absence of treatment higher frequency of anaphase bridges and aberrant mitotic segregation was detected for HR deficient cells. With 5µM HU the frequency of anaphase bridges and aberrant mitosis could be elevated in HR proficient cells. Now they showed aberrant mitotic features with the same frequency than unchallenged HR deficient cells. A direct link between abnormal replication kinetics and aberrant centrosomes might be unreplicated or damaged DNA, that enter mitosis. Unreplicated or blocked DNA might harbour ss DNA bound RPA. Thus we counted G2/M cells with RPA foci. Indeed the fraction of cells that harbour more than 5 RPA foci was elevated in Brca2 deficient in comparison to Brca2 proficient cells. In conclusion we propose a direct link between delayed replication, supernumerary centrosomes and aberrant chromosome segregation in unchallenged HR deficient cells. If we mimicked replication kinetics of HR deficient cells in an HR proficient background, we also mimicked frequency of mitosis with extra centrosome number and aberrant chromosome segregation. Furthermore we investigated the causes of replication slowing down in HR deficient cells. It can be hypothesized that endogenous oxidative stress is implicated in spontaneous fork arrest. In HR proficient cells, reactivation of stalled replication forks and therefore normal replication progression is assured. This favours balanced chromosome segregation, diploidy and genetic stability.In HR deficient cells, replication fork blockage might be detrimental as the main restart mechanism for blocked forks is absent. Prolonged fork blockage or DSB’s arising by fork collapse or resolution of blocked replication forks might activate signalling pathways. However cells are not arrested in cell cycle progression, suggesting that a threshold should be reached to activate cell cycle arrest. Endogenous stress is not sufficient high to reach this threshold. Replication is genome wide slowed down. In this context, the activation of cryptic origins compensates at least partly the slow replication velocity. However, because cells were not arrested in cell cycle progression, some blocked replication forks and damaged or unreplicated DNA regions might persist until G2/M phase and affect centrosome duplication and chromosome segregation. Multipolar centrosomes cause multipolar spindles and favour unbalanced chromosome segregation leading to aneuploidy, genetic instability and cancer development.

Chez les bactéries, la ségrégation du chromosome est initiée durant la phase de réplication. Des expériences de time lapse, utilisées pour observer que la dynamique des loci frères durant le cycle cellulaire, montrent que, chez Escherichia coli, les régions sœurs restent colocalisées pour une période significative dans les régions des macrodomaines du chromosome et pour une courte période dans les régions non-structurées. Nous nous sommes posés la question suivante: est ce que l’étape de colocalisation révèle une réelle cohésion entre les chromatides sœurs ? Pour y répondre, nous avons développé un outil génétique, alternatif aux outils de biologie cellulaire, permettant de mesurer la distance entre les chromatides sœurs de manière directe. La fréquence de recombinaison intermoléculaire médiée par la recombinase Cre entre les sites loxP positionnés sur les chromatides sœurs est mesurée pour différentes positions. De cette fréquence, nous avons pu déduire la proximité entre les chromatides sœurs. Nous révélons que les loci frères restent proche l’un de l’autre pour une courte période après la réplication. Nous appelons cette étape la cohésion moléculaire, celle-ci est dépendante du locus considéré. Nous montrons que les facteurs qui favorisent la colocalisation des foci frères n’augmentent pas nécessairement l’habilité des loci frères à recombiner. En effet, la protéine MatP, un acteur de la colocalisation des macrodomaines Ter, n’affecte pas la cohésion entre les deux copies de cette région. La Topoisomérase IV est un facteur essentiel à la ségrégation des chromosomes. En son absence, les chromosomes ne peuvent se ségréger et restent colocalisés dans la cellule. Nous révélons par le test de recombinaison que l’absence de Topoisométase IV dans les cellules provoque une augmentation des interactions entre chromatides sœurs. Au final, nous avons montré que l’étape de cohésion est différente de la colocalisation, que les mécanismes moléculaires diffèrent d’une étape à l’autre et que les liens de précaténation moduleraient la cohésion post-réplicative entre chromatides sœurs. / In bacteria, the segregation of the chromosome is initiated during the replication phase. Time lapse experiments, used to watch the dynamic of loci during cell cycle, showed, in Escherichia coli, that the sister loci remain colocalized for a significant amount of time in the macrodomain regions of the chromosome and for shorter period in the Non Structured regions. We asked the following question: does this colocalization step reveal a real cohesion between the sister chromatids? To answer, we have developed a genetic tool, alternative to cell biology tools, to measure the distance between sister chromatids directly. The frequency of intermolecular recombination mediated by Cre recombinase loxP sites located on sister chromatids was measured for various loci. From this frequency we were able to deduce the proximity of sister chromatids. We revealed that sister loci remained in close proximity for a short period following replication. We called this step molecular cohesion, it is dependent on the considered locus. We showed that factors that promote colocalisation of sister foci do not necessarily increase the ability of sister loci to recombine. Indeed, the MatP protein, an actor of macrodomain Ter colocalisation, does not affect the cohesion between the two copies of this region. The TopoIV is essential for the segregation of chromosomes. In its absence, the chromosomes can not segregate and remain colocalized in the cell. We reveal by recombinaison assy that the absence of Topoisomerase IV revealed an increase of interactions between sister chromatids. To conclude, we have shown that the cohesion step is different from the colocalisation step, the molecular mechanisms differ from one stage to another and précaténation links take part in the post-replicative cohesion between sister chromatids

The Sli15-Ipl1-Bir1 chromosomal passenger complex is essential for proper kinetochore-microtubule attachment and spindle stability in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae. Subcellular localization of this complex during anaphase is regulated by the Cdc14 protein phosphatase, which is kept inactive in the nucleolus until anaphase onset. I show here that the predominantly nucleolar ribosome biogenesis protein Utp7 is also present at kinetochores and is required for normal organization of kinetochore proteins and proper chromosome segregation. Utp7 associates with and regulates the localization of Sli15 and Cdc14. It prevents the abnormal localization of Sli15 on cytoplasmic microtubules, the premature concentration of Sli15 on the pre-anaphase spindle, and the premature nucleolar release of Cdc14 before anaphase onset. Utp7 regulates Sli15 localization not entirely through its effect on Cdc14. Furthermore, the mitotic exit block caused by Cdc14 inactivation is relieved partially by the simultaneous inactivation of Utp7. Thus, Utp7 is a multifunctional protein that plays essential roles in the vital cellular processes of ribosome biogenesis, chromosome segregation and cell cycle control. Protein phosphatase 1, Glc7 opposes in vivo functions of the Ipl1-Sli15-Bir1 kinase complex in budding yeast. I show here Scd5- a targeting subunit of Glc7 that regulates endocytosis/cortical actin organization and undergoes nuclear-cytoplasmic shuttling- is present at kinetochores. Ipl1 associates with both Glc7 and Scd5. The scd5-PP1[Delta]2 mutation, which disrupts the association between Glc7 and Scd5, also disrupts the association between Ipl1 and Scd5-Glc7 without affecting the kinetochore localization of these proteins. Genetic studies suggest that Scd5 may positively regulate both Glc7 phosphatase and the Ipl1 kinase complex. In accordance, Scd5 stimulates in vitro kinase activity of Ipl1. scd5-PP1[Delta]2 cells missegregate chromosomes severely due to several defects: i) at least one of sister kinetochores appears not attached to microtubule. ii) sister chromatids are persistently cohesed through anaphase. iii) Sli15 is hyperphosphorylated and less abundant on the anaphase spindle resulting in unstable mitotic spindle. These results together suggest that Scd5 functions in diverse processes that are essential for faithful chromosome segregation. How Scd5 coordinately regulates two apparently antagonistic enzymatic activities of Ipl1 and Glc7 remains to be determined. / text

(ENGLISH) Ubiquitin signaling is a key regulatory mechanism for many important cellular processes such as transcription, differentiation and cell division. Cell division requires duplication of all genetic material during S-phase followed by its precise partitioning between two daughter cells during mitosis. Misregulation of the complex mitotic machinery may lead to aneuploidy and genomic instability, known drivers of tumorigenesis. Indeed, systematic genetic analysis of many cancer tissues over the last decades, indicates the presence of severe chromosome abnormalities in thousands of cancer tissue samples. In this work, I investigated the function of two components of ubiquitin signaling, the deubiquitinating enzyme UCHL3 and the E3 ubiquitin ligase TRIM15. The hypothesized role of E3 ligase TRIM15 in the cell cycle regulation could not be confirmed by our experiments, but I observed an effect on cell adhesion and motility instead. UCHL3 was identified using high-content visual siRNA screen, as a critical factor controlling genome segregation and integrity. Interestingly, it has been previously reported that UCHL3 levels are altered in various cancer types, especially colon cancer. My data demonstrate that UCHL3 drives proper alignment of chromosomes at the metaphase plate by facilitating...

Chromatin is organized dynamically to accommodate different biological processes. One of the factors required for proper chromatin organization is a group of complexes called condensins. Most eukaryotes have two conserved condensins (I and II) required for chromosome segregation. C. elegans has a third condensin (IDC) that specializes in dosage compensation, a process that down-regulates X gene dosage in XX hermaphrodites to match the dosage in XO males. How the three condensins are regulated is not well understood. Here, I present the discovery and characterization of a novel condensin regulator, SMCL-1. We identified SMCL-1 through purification of a MAP-tagged condensin subunit. Condensins are comprised of SMC ATPases and regulatory CAP proteins; SMCL-1 interacts most abundantly with condensin SMC subunits and resembles the ATPase domain of SMC proteins. Interestingly, the SMCL-1 protein has residues that differ from SMC consensus and potentially render SMCL-1 incapable of hydrolyzing ATP. Worms harboring smcl-1 deletion are viable and show no detectable phenotype. However, deleting smcl-1 in a condensin hypomorph mildly suppresses condensin I and IDC mutant phenotypes, suggesting that SMCL-1 functions as a negative regulator of condensin I and IDC. Consistent with this, overexpression of SMCL-1 leads to condensin loss-of-function phenotypes such as lethality, segregation defects and disruption of IDC localization on the X chromosomes. Homology searches based on the unique ATPase domain of SMCL-1 reveal that SMCL-1-like proteins are present only in organisms also predicted to have condensin IDC. Taken together, we conclude that SMCL-1 is a negative modulator of condensin functions and we propose a role for SMCL-1 in helping organisms adapt to having a third condensin by maintaining the balance among three condensin complexes.

The proper transmission of genetic materials into progeny cells is crucial for maintenance of genetic integrity in eukaryotes and fundamental for reproduction of organisms. To achieve this goal, chromosomes must be attached to microtubules emanating from opposite poles in a bi-oriented manner at metaphase, and then should be separated equally through proper spindle elongation in anaphase. Failure to do so leads to aneuploidy, which is often associated with cancer. Despite the presence of a safety device called the spindle assembly checkpoint (SAC) to monitor chromosome bi-orientation, mammalian cells frequently possess merotelic kinetochore orientation, in which a single kinetochore binds microtubules emanating from both poles. Merotelically attached kinetochores escape from the surveillance mechanism of the SAC and when cells proceed to anaphase cause lagging chromosomes, which are a leading cause of aneuploidy in mammalian tissue cultured cells. The fission yeast monopolin complex functions in prevention of mal-orientation of kinetochores including merotelic attachments during mitosis. Despite the known importance of Cdk1 activity during mitosis, it has been unclear how oscillations in Cdk1 activity drive the dramatic changes in chromosome behavior and spindle dynamics that occur at the metaphase/anaphase transition. In two separate studies, we show how dynamic Cdk1 phosphorylation regulates chromosome segregation. First, we demonstrate that sequential phosphorylation and dephosphorylation of monopolin by Cdk1 and Cdc14 phosphatase respectively helps ensure the orderly execution of two discrete steps in mitosis, namely sister kinetochore bi-orientation at metaphase and spindle elongation in anaphase. Second, we show that elevated Cdk1 activity is crucial for correction of merotelic kinetochores produced in monopolin and heterochromatin mutants.

La plupart des espèces bactériennes possèdent un chromosome circulaire qui est répliqué de façon bidirectionnelle au cours du cycle cellulaire. Bien que la réplication et la ségrégation du chromosome bactérien se développent simultanément, la ségrégation du chromosome s’accomplit après la fin de la réplication et avant la fermeture du septum. La circularité du chromosome bactérien et le grand nombre d’événements de recombinaison homologue donnent lieu à la création des dimères de chromosome dans une fraction de la population cellulaire. Chez Escherichia coli et Bacillus subtilis, la dimérisation des chromosomes se produit respectivement dans 15% et 25% des cas. Un chromosome dimérique doit être résolu avant la fermeture du septum. Chez les espèces bactériennes les plus étudiées, les chromosomes dimériques sont résolus par un système de recombinaison site spécifique hautement réservé incluant deux recombinases à tyrosine, XerC et XerD, et un site génomique dans la région terminus du génome bactérien, appelé le site dif (deletion induced filamentation). L’organisation spatio-temporelle du système de recombinaison site spécifique Xer/dif et l’activation de ce dernier sont réglementées par la protéine transmembranaire impliquée dans la division cellulaire, FtsK. D’autre part, des études récentes ont mis en évidence l’existence de plusieurs éléments mobiles appelés IMEXs (Integrative Mobile Elements Exploiting Xer), capables d’exploiter le système Xer/dif pour leur intégration dans le génome bactérien. Chez E. coli, des déficiences dans la résolution des dimères de chromosome se terminent par le guillotinage du chromosome dimérique au cours de la division cellulaire, ce qui entraîne l’induction de la réponse SOS chez les cellules filles et la mort de ces dernières. Dans cette thèse, le site dif a été identifié et caractérisé chez Caulobacter par une combinaison d’approches in vivo et in vitro. Fait intéressant, il a été démontré que chez Caulobacter, contrairement à E. coli, la perturbation du système Xer/dif ne mène pas au guillotinage du chromosome, et les cellules portant un système Xer/dif défectueux contourne cette déficience en adoptant un nouveau mode de cycle cellulaire. De plus, notre analyse comparative entre les terminus des souches sauvages de C. crescentus a également permis de révéler la présence d’un IMEX putatif de 71 kb dans le terminus de C. crescentus NA1000. / Most bacteria possess a single circular chromosome which is replicated bidirectionally during the cell cycle. Although replication and segregation of the chromosome in bacteria develops simultaneously, the segregation of the chromosome occurs after the completion of replication and before the closure of the septum. The circularity of the bacterial chromosome and the high number of homologous recombination events that occur during replication result in the creation of chromosome dimers in a fraction of the cell population. In Escherichia coli and Bacillus subtilis, chromosome dimer formation occurs, respectively, in 15% and 25% of the cell population during replication, which needs to be resolved before the closure of division septum. In most of the well-studied bacterial species, chromosome dimers are resolved by a highly conserved site-specific recombination system which employs two tyrosine recombinases, XerC and XerD, and a recombination genomic site located in the terminus region of the bacterial chromosome called dif (deletion induced filamentation). The temporo-spatial organization of the Xer/dif site-specific recombination system, along with its activation, is regulated by a cell division transmembrane protein, FtsK. In E. coli, deficiencies in the resolution of chromosome dimers result in the guillotining of the dimeric chromosome during the cell division leading to the continuous induction of SOS response in the daughter cells and the death of the latter ones. In my thesis, the dif site in Caulobacter is identified and characterized by a combination of in vitro and in vivo approaches. Interestingly, it was observed that, unlike E. coli, in Caulobacter perturbations in the chromosome dimer resolution system do not result in the guillotining of the chromosome dimers. Instead, Caulobacter cells bearing deficiencies in the resolution of dimeric chromosomes adopt a new mode of cell cycle to bypass this deficiency.

Les topoisomérases I (topA) et III (topB) sont les deux topoisomérases (topos) de type IA d’Escherichia coli. La fonction principale de la topo I est la relaxation de l’excès de surenroulement négatif, tandis que peu d’information est disponible sur le rôle de la topo III. Les cellules pour lesquelles les deux topoisomérases de type IA sont manquantes souffrent d’une croissance difficile ainsi que de défauts de ségrégation sévères. Nous démontrons que ces problèmes sont majoritairement attribuables à des mutations dans la gyrase qui empêchent l’accumulation d’excès de surenroulement négatif chez les mutants sans topA. L’augmentation de l’activité de la gyrase réalisée par le remplacement de l’allèle gyrB(Ts) par le gène de type sauvage ou par l’exposition des souches gyrB(Ts) à une température permissive, permet la correction significative de la croissance et de la ségrégation des cellules topos de type IA. Nous démontrons également que les mutants topB sont hypersensibles à l’inhibition de la gyrase par la novobiocine. La réplication non-régulée en l’absence de topA et de rnhA (RNase HI) augmente la nécessité de l’activité de la topoisomérase III. De plus, en l’absence de topA et de rnhA, la surproduction de la topoisomérase III permet de réduire la dégradation importante d’ADN qui est observée en l’absence de recA (RecA). Nous proposons un rôle pour la topoisomérase III dans la ségrégation des chromosomes lorsque l’activité de la gyrase n’est pas optimale, par la réduction des collisions fourches de réplication s’observant particulièrement en l’absence de la topo I et de la RNase HI. / E. coli possesses two type IA topoisomerases (topos), namely topo I (topA) and topo III (topB). The major function of topo I is the relaxation of excess negative supercoiling. Much less is known about the function of topo III. Cells lacking both type IA topos suffer from severe chromosome segregation and growth defects. We show that these defects are mostly related to the presence of gyrase mutations that prevent excess negative supercoiling in topA null mutants. Indeed, increasing gyrase activity by spontaneous mutations, by substituting a gyrB(Ts) allele for a wild-type one or by exposing cells carrying the gyrB(Ts) allele to permissive temperatures, significantly corrected the growth and segregation defects of cells lacking type IA topo activity. We also found that topB mutants are hypersensitive to novobiocin due to gyrase inhibition. Our data also suggest that unregulated replication occurring in the absence of topA and rnhA (RNase HI) exacerbates the need for topo III activity. Moreover, when topA and rnhA were absent, we found that topo III overproduction reduced the extensive DNA degradation that took place in the absence of recA (RecA). All together, our results lead us to propose a role for topo III in chromosome segregation when gyrase activity is suboptimal, thus reducing replication forks collapse, especially when replication is unregulated due to the absence of topo I and RNase HI.

Le surenroulement de l’ADN est important pour tous les processus cellulaires qui requièrent la séparation des brins de l’ADN. Il est régulé par l’activité enzymatique des topoisomérases. La gyrase (gyrA et gyrB) utilise l’ATP pour introduire des supertours négatifs dans l’ADN, alors que la topoisomérase I (topA) et la topoisomérase IV (parC et parE) les éliminent. Les cellules déficientes pour la topoisomérase I sont viables si elles ont des mutations compensatoires dans un des gènes codant pour une sous-unité de la gyrase. Ces mutations réduisent le niveau de surenroulement négatif du chromosome et permettent la croissance bactérienne. Une de ces mutations engendre la production d'une gyrase thermosensible. L’activité de surenroulement de la gyrase en absence de la topoisomérase I cause l’accumulation d’ADN hyper-surenroulé négativement à cause de la formation de R-loops. La surproduction de la RNase HI (rnhA), une enzyme qui dégrade l’ARN des R-loops, permet de prévenir l’accumulation d’un excès de surenroulement négatif. En absence de RNase HI, des R-loops sont aussi formés et peuvent être utilisés pour déclencher la réplication de l’ADN indépendamment du système normal oriC/DnaA, un phénomène connu sous le nom de « constitutive stable DNA replication » (cSDR). Pour mieux comprendre le lien entre la formation de R-loops et l’excès de surenroulement négatif, nous avons construit un mutant conditionnel topA rnhA gyrB(Ts) avec l’expression inductible de la RNase HI à partir d’un plasmide. Nous avons trouvé que l’ADN des cellules de ce mutant était excessivement relâché au lieu d'être hypersurenroulé négativement en conditions de pénurie de RNase HI. La relaxation de l’ADN a été montrée comme étant indépendante de l'activité de la topoisomérase IV. Les cellules du triple mutant topA rnhA gyrB(Ts) forment de très longs filaments remplis d’ADN, montrant ainsi un défaut de ségrégation des chromosomes. La surproduction de la topoisomérase III (topB), une enzyme qui peut effectuer la décaténation de l’ADN, a corrigé les problèmes de ségrégation sans toutefois restaurer le niveau de surenroulement de l’ADN. Nous avons constaté que des extraits protéiques du mutant topA rnhA gyrB(Ts) pouvaient inhiber l’activité de surenroulement négatif de la gyrase dans des extraits d’une souche sauvage, suggérant ainsi que la pénurie de RNase HI avait déclenché une réponse cellulaire d’inhibition de cette activité de la gyrase. De plus, des expériences in vivo et in vitro ont montré qu’en absence de RNase HI, l’activité ATP-dépendante de surenroulement négatif de la gyrase était inhibée, alors que l’activité ATP-indépendante de cette enzyme demeurait intacte. Des suppresseurs extragéniques du défaut de croissance du triple mutant topA rnhA gyrB(Ts) qui corrigent également les problèmes de surenroulement et de ségrégation des chromosomes ont pour la plupart été cartographiés dans des gènes impliqués dans la réplication de l’ADN, le métabolisme des R-loops, ou la formation de fimbriae. La deuxième partie de ce projet avait pour but de comprendre les rôles des topoisomérases de type IA (topoisomérase I et topoisomérase III) dans la ségrégation et la stabilité du génome de Escherichia coli. Pour étudier ces rôles, nous avons utilisé des approches de génétique combinées avec la cytométrie en flux, l’analyse de type Western blot et la microscopie. Nous avons constaté que le phénotype Par- et les défauts de ségrégation des chromosomes d’un mutant gyrB(Ts) avaient été corrigés en inactivant topA, mais uniquement en présence du gène topB. En outre, nous avons démontré que la surproduction de la topoisomérase III pouvait corriger le phénotype Par- du mutant gyrB(Ts) sans toutefois corriger les défauts de croissance de ce dernier. La surproduction de topoisomérase IV, enzyme responsable de la décaténation des chromosomes chez E. coli, ne pouvait pas remplacer la topoisomérase III. Nos résultats suggèrent que les topoisomérases de type IA jouent un rôle important dans la ségrégation des chromosomes lorsque la gyrase est inefficace. Pour étudier le rôle des topoisomérases de type IA dans la stabilité du génome, la troisième partie du projet, nous avons utilisé des approches génétiques combinées avec des tests de « spot » et la microscopie. Nous avons constaté que les cellules déficientes en topoisomérase I avaient des défauts de ségrégation de chromosomes et de croissance liés à un excès de surenroulement négatif, et que ces défauts pouvaient être corrigés en inactivant recQ, recA ou par la surproduction de la topoisomérase III. Le suppresseur extragénique oriC15::aph isolé dans la première partie du projet pouvait également corriger ces problèmes. Les cellules déficientes en topoisomérases de type IA formaient des très longs filaments remplis d’ADN d’apparence diffuse et réparti inégalement dans la cellule. Ces phénotypes pouvaient être partiellement corrigés par la surproduction de la RNase HI ou en inactivant recA, ou encore par des suppresseurs isolés dans la première partie du projet et impliques dans le cSDR (dnaT18::aph et rne59::aph). Donc, dans E. coli, les topoisomérases de type IA jouent un rôle dans la stabilité du génome en inhibant la réplication inappropriée à partir de oriC et de R-loops, et en empêchant les défauts de ségrégation liés à la recombinaison RecA-dépendante, par leur action avec RecQ. Les travaux rapportés ici révèlent que la réplication inappropriée et dérégulée est une source majeure de l’instabilité génomique. Empêcher la réplication inappropriée permet la ségrégation des chromosomes et le maintien d’un génome stable. La RNase HI et les topoisomérases de type IA jouent un rôle majeur dans la prévention de la réplication inappropriée. La RNase HI réalise cette tâche en modulant l’activité de surenroulement ATP-dependante de la gyrase, et en empêchant la réplication à partir des R-loops. Les topoisomérases de type IA assurent le maintien de la stabilité du génome en empêchant la réplication inappropriée à partir de oriC et des R-loops et en agissant avec RecQ pour résoudre des intermédiaires de recombinaison RecA-dépendants afin de permettre la ségrégation des chromosomes. / DNA supercoiling is important for all cellular processes that require strand separation and is regulated by the opposing enzymatic effects of DNA topoisomerases. Gyrase uses ATP to introduce negative supercoils while topoisomerase I (topA) and topoisomerase IV relax negative supercoils. Cells lacking topoisomerase I are only viable if they have compensatory mutations in gyrase genes that reduce the negative supercoiling level of the chromosome to allow bacterial growth. One such mutation leads to the production of a thermosensitive gyrase (gyrB(Ts)). Gyrase driven supercoiling during transcription in the absence of topoisomerase I causes the accumulation of hypernegatively supercoiled plasmid DNAs due to the formation of R-loops. Overproducing RNase HI (rnhA), an enzyme that degrades the RNA moiety of R-loops, prevents the accumulation of hypernegative supercoils. In the absence of RNase HI alone, R-loops are equally formed and can be used to prime DNA replication independently of oriC/DnaA, a phenomenon known as constitutive stable DNA replication (cSDR). To better understand the link between R-loop formation and hypernegative supercoiling, we constructed a conditional topA rnhA gyrB(Ts) mutant with RNase HI being conditionally expressed from a plasmid borne gene. We found that the DNA of topA rnhA gyrB(Ts) cells was extensively relaxed instead of being hypernegatively supercoiled following the depletion of RNase HI. Relaxation was found to be unrelated to the activity of topoisomerase IV. Cells of topA rnhA gyrB(Ts) formed long filaments full of DNA, consistent with segregation defect. Overproducing topoisomerase III (topB), an enzyme that can perform decatenation, corrected the segregation problems without restoring supercoiling. We found that extracts of topA rnhA gyrB(Ts) cells inhibited gyrase supercoiling activity of wild type cells extracts in vitro, suggesting that the depletion of RNase HI triggered a cell response that inhibited the supercoiling activity of gyrase. Gyrase supercoiling assays in vivo as well as in crude cell extracts revealed that the ATP dependent supercoiling reaction of gyrase was inhibited while the ATP independent relaxation reaction was unaffected. Genetic suppressors of a triple topA rnhA gyrB(Ts) strain that restored supercoiling and corrected the chromosome segregation defects mostly mapped to genes that affected DNA replication, R-loop metabolism and fimbriae formation. The second part of this project aimed at understanding the roles of type IA DNA topoisomerases (topoisomerase I and topoisomerase III) in chromosome segregation and genome maintenance in E. coli. To investigate the role of type IA DNA topoisomerases in chromosome segregation we employed genetic approaches combined with flow cytometry, Western blot analysis and microscopy (for the examination of cell morphology). We found that the Par- phenotypes (formation of large unsegregated nucleoid in midcell) and chromosome segregation defects of a gyrB(Ts) mutant at the nonpermissive temperature were corrected by deleting topA only in the presence of topB. Moreover, overproducing topoisomerase III was shown to correct the Par- phenotype without correcting the growth defect, but overproducing topoisomerase IV, the major cellular decatenase, failed to correct the defects. Our results suggest that type IA topoisomerases play a role in chromosome segregation when gyrase is inefficient. To investigate the role of type IA DNA topoisomerases in genome maintenance, in the third part of the project, we employed genetic approaches combined with suppressor screens, spot assays and microscopy. We found that cells lacking topoisomerase I suffered from supercoiling-dependent growth defects and chromosome segregation defects that could be corrected by deleting recQ, recA or overproducing topoisomerase III and by an oriC15::aph suppressor mutation isolated in the first part of the project. Cells lacking both type 1A topoisomerases formed very long filaments packed with diffuse and unsegregated DNA. Such phenotypes could be partially corrected by overproducing RNase HI or deleting recA, or by suppressor mutations isolated in the first part of the project, that affected cSDR (dnaT18::aph and rne59::aph). Thus, in E. coli, type IA DNA topoisomerases play a role in genome maintenance by inhibiting inappropriate replication from oriC and R-loops and by preventing RecA-dependent chromosome segregation defect through their action with RecQ. The work reported here reveals that inappropriate and unregulated replication is a major source of genome instability. Preventing such replication will ensures proper chromosome segregation leading to a stable genome. RNase HI and type IA DNA topoisomerases play a leading role in preventing unregulated replication. RNase HI achieves this role by modulating ATP dependent gyrase activity and by preventing replication from R-loops (cSDR). Type IA DNA topoisomerases ensure the maintenance of a stable genome by preventing inappropriate replication from oriC and R-loops and by acting with RecQ to prevent RecA dependent-chromosome segregation defects.