Malgré les progrès récents associés à l’utilisation des nucléases d’ingénierie du génome, certaines problématiques persistent. Par exemple, l’isolement des cellules génétiquement modifiées est un travail long et parfois laborieux. De plus, la spécificité des nucléases est aussi un point souvent mal caractérisé. Cette dernière peut avoir des conséquences importantes in vitro, mais particulièrement in vivo. Le but de mon projet de maitrise était de développer des techniques permettant d’adresser ces deux problématiques. Ici, nous avons créé une cassette de sélection auto-excisable qui exploite le processus de réparation par appariement simple brin (SSA) et qui permet une isolation simple de clones modifiés sans laisser de « cicatrices » dans l’ADN. Le procédé se base sur une sélection à la puromycine, une contre sélection au ganciclovir et une excision de la cassette de résistance via l’utilisation de nucléases thermosensibles. Nous avons démontré la faisabilité de cette approche en intégrant la protéine fluorescente EGFP au locus AAVS1 et en insérant une étiquette de purification au locus EZH2. Ce locus code la protéine Enhancer of Zeste Homolog 2 (EZH2). Dans un deuxième temps, nous avons évalué la possibilité d’utiliser deux paires de nickases pour créer deux cassures simple brin (SSB) et ainsi induire indirectement une cassure double brin dans l’ADN. Cette approche permet de diminuer de façon importante la possibilité de créer des mutations à des sites non-ciblés. Nous avons déterminé que deux SSBs doivent avoir lieu sur des brins opposés et à proximité afin de stimuler la modification génique voulue. Toutefois, ces paires de nickases ont une efficacité plus faible que les nucléases clivant au même endroit. Les nouveaux outils décrits dans ce mémoire permettront éventuellement de simplifier l’ingénierie du génome en diminuant la charge de travail nécessaire à l’enrichissement des cellules modifiées génétiquement et en augmentant la spécificité des nucléases, ce qui permet de réduire les probabilités de mutations à des loci hors cible. / Despite recent advances in the use of engineered nucleases, some issues remain. For example, isolation of genetically engineered cells is a long and sometimes laborious process. Moreover, the specificity of nucleases is often poorly characterized. The latter may have important consequences in vitro, but particularly in vivo. We aimed to develop techniques for addressing these two problems. Here we have created a self-excisable selection cassette that exploits the single-strand annealing (SSA) repair process and allows for simple isolation of modified clones and scarless genome editing. The method is based on puromycin selection, ganciclovir counter-selection and excision of the resistance cassette via the use of heat-sensitive nucleases. We demonstrate the feasibility of this approach by integrating the fluorescent protein EGFP at the AAVS1 locus and by inserting a purification tag at the EZH2 locus. This locus encodes the protein Enhancer of Zeste Homolog 2 (EZH2). Secondly, we evaluated the possibility of using two pairs of nickases to create two single-strand breaks that could be repaired as a double strand break. As a proof of concept, we created two single-strand breaks at a distance of 513 bp at the CCR5 locus. When they take place on opposite strands, the latter can recreate the effect of a double-strand break, but with a lower efficiency than the nucleases cleaving at the same site. We determined that the double-strand break effect created by two single-strand breaks increases as the distance between the two single-strand breaks decreases. The new tools described here make it possible to simplify genome engineering by reducing the workload necessary for the enrichment of genetically modified cells and by increasing the specificity of the nucleases by decreasing the potential for off-target mutagenesis.

Les technologies CRISPR-Cas9 révolutionnent la façon dont on interroge les systèmes biologiques et offrent un immense potentiel thérapeutique pour diverses maladies génétiques. Malgré les progrès fulgurants des dernières années, l'ingénierie ciblée du génome des cellules humaines demeure un défi de taille dans certains types cellulaires. La cosélection sans marqueur est une méthode qui consiste à introduire une mutation précise dans un gène endogène pour conférer de la résistance à une molécule toxique pour les cellules non modifiées, permettant l'enrichissement des cellules modifiées par CRISPR-Cas9. Comme deux différents évènements de modifications génétiques ne sont pas statistiquement indépendants au sein d'une même cellule, la sélection des cellules ayant la première modification permet l'enrichissement d'une deuxième modification d'intérêt à un locus distant par cosélection. Dans le cadre du premier chapitre de cette thèse, nous avons développé une méthode de cosélection pour permettre l'enrichissement des cellules modifiées par éditeur de type PE, de l'anglais pour « prime editing ». Nous avons identifié des mutations dominantes avec gain de fonction du gène ATP1A1 qui confèrent différents niveaux de résistance à l'ouabaïne, un inhibiteur de la pompe à sodium/potassium (ATPase Na⁺/K⁺). Ces nouvelles mutations permettent d'effectuer jusqu'à trois étapes successives de cosélection en augmentant la dose d'ouabaïne à chape étape. La cosélection facilite grandement l'enrichissement de populations de cellules hautement modifiées et l'isolement de clones dérivés d'une seule cellule homozygote pour une modification désirée. La caractérisation des clones a révélé que l'utilisation de l'éditeur PE3 génère fréquemment des modifications non voulues et plus difficiles à détecter étant donné leurs plus grandes tailles. En somme, nos méthodes devraient faciliter l'ingénierie ciblée du génome des cellules humaines pour créer des modèles cellulaires pour la recherche biomédicale. Dans le cadre du deuxième chapitre de cette thèse, nous avons développé une méthode de sélection sans marqueur pour l'ingénierie ciblée du génome des lymphocytes T pour diverses applications en thérapie cellulaire. Cette méthode permet de simultanément intégrer un transgène codant pour un récepteur antigénique chimérique (CAR) et une mutation gain de fonction dans le locus MTOR. Cette mutation permet la sélection sans marqueur avec la rapamycine, un inhibiteur de mTOR couramment utilisé en clinique comme immunosuppresseur. Notre approche permet donc d'enrichir les cellules modifiées par CRISPR-Cas9 qui expriment un transgène thérapeutique d'intérêt. À partir d'un rapporteur fluorescent de signalisation mTORC1, nous avons démontré que mTOR demeure fonctionnelle en présence de rapamycine après l'intégration du transgène d'intérêt et de la mutation dominante. Cette méthode permet l'enrichissement efficace de lymphocytes T primaires exprimant un récepteur CD19-CAR. À partir d'essais de cytotoxicité in vitro et d'un modèle murin de leucémie lymphoblastique aiguë, nous avons observé un effet combiné des lymphocytes CAR-T et de la rapamycine en ciblant des lymphocytes B cancéreux (CD19⁺). En somme, notre stratégie devrait faciliter l'ingénierie ciblée du génome des lymphocytes T pour diverses applications en thérapie cellulaire. / CRISPR-based technologies are revolutionizing the way we interrogate biological systems, and offer a diverse array of therapeutic opportunities to treat genetic diseases. Despite significant improvements, genome editing in human cells remains challenging in a variety of cell types. Marker-free co-selection is based on the installation of a specific mutation at an endogenous locus to confer cellular resistance to a molecule that is otherwise toxic for unmodified cells, allowing the enrichment of CRISPR-engineered cells. Considering that two genome editing events at distant loci are not statistically independent within the same cell, selection for the first modification allows the enrichment of a second modification of interest via co-selection. As part of the first chapter of this thesis, we developed a marker-free co-selection method to perform successive rounds of prime editing in human cells. We first identified new ATP1A1 gain-of-function mutations to confer different levels of resistance to ouabain, a plant-derived inhibitor of the essential and ubiquitous sodium-potassium pump (Na⁺/K⁺ ATPase). Introducing these mutations sequentially allowed up to three successive rounds of selection to be performed by increasing the dose of ouabain at each step. Co-selection greatly facilitates the isolation of highly-modified populations of cells and homozygous single cell-derived clones. Characterization of single cell-derived clones revealed that the use of a complementary nick sgRNA (PE3) frequently generates tandem duplications and large deletions at the target site. Overall, our co-selection toolkit should facilitate prime editing in human cells to create cellular models for biomedical research. As part of the second chapter of this thesis, we have developed a marker-free selection method to enrich CRISPR-engineered T cells for cell therapy applications. We devised a strategy to simultaneously introduce a rapamycin resistance mutation and a CAR gene cassette to the MTOR locus via intron nesting to generate rapamycin-resistant CD19-CAR-T cells. Our strategy allows the enrichment of CRISPR-engineered T cells expressing a therapeutic transgene of interest with rapamycin, a widely used immunosuppressant. Using a fluorescent mTORC1 signaling reporter, we confirmed that mTORC1 signaling remained functional in the presence of rapamycin after the installation of the dominant gain-of-function mutation and a therapeutic transgene of interest. Using luciferase-based and FACS-based in vitro cytotoxicity assays, and a mouse model of acute lymphoblastic leukemia, we confirmed that our CAR-T cells could efficiently target CD19⁺ leukemia cells in combination with rapamycin. We foresee that our strategy could both facilitate the enrichment of CRISPR-engineered CAR-T cells and improve tumor eradication.

La purification par affinité couplée à l’analyse par spectrométrie de masse (AP-MS) est une méthode de choix pour l’étude des interactions protéines-protéines chez les cellules humaines. Par contre, cette technique est sensible aux perturbations causées par la surexpression ectopique des protéines cibles. Des effets anormaux, tels que la formation d’agrégats et la délocalisation des protéines cibles, peuvent mener à des conclusions erronées. Il est donc important de reproduire le plus précisément possible les niveaux physiologiques normaux des protéines à l’étude. Les travaux présentés dans ce mémoire décrivent le développement d’un système robuste et rapide couplant l’édition du génome et la protéomique permettant l’isolation de complexes protéiques natifs exprimés à des niveaux quasi physiologiques. L’approche a servie de tremplin afin d’atteindre l’objectif ultime qui est de caractériser les protéines exprimées à partir de leur contexte génomique naturel. À l’aide des outils d’édition génomique, nous avons introduit de façon ciblée au locus AAVS1 une cassette permettant l’expression de protéines d’intérêt étiquetées avec une séquence permettant la purification par affinité. Ainsi, nous avons purifié de nombreuses holoenzymes impliquées dans la réparation de l’ADN et la modification de la chromatine. Nous avons identifié de nouvelles sous-unités et interactions au sein de complexes déjà bien caractérisés et rapportons l’isolation de MCM8/9, soulignant ainsi l’efficacité et la robustesse de notre approche. La technique présentée dans ce mémoire améliore et simplifie l’exploration des interactions protéiques ainsi que l’étude de leur activité biochimique, structurelle et fonctionnelle. / Conventional affinity purification followed by mass spectrometry (AP-MS) analysis is a broadly applicable method to decipher molecular interaction networks and infer protein function. However, it is sensitive to perturbations induced by ectopically overexpressed target proteins and does not reflect multilevel physiological regulation in response to diverse stimuli. Here, we developed an interface between genome editing and proteomics to isolate native protein complexes produced from their natural genomic contexts. We used CRISPR/Cas9 and ZFNs to insert cDNA of interest in the endogenous genomic safe harbor locus AAVS1 and purified several DNA repair and chromatin modifying holoenzymes to near homogeneity. We uncovered novel subunits and interactions amongst well-characterized complexes and report the isolation of MCM8/9, highlighting the efficiency and robustness of the approach. These methods improve and simplify both small and large-scale explorations of protein interactions, as well as the study of biochemical activities and structure-function relationships.

La dystrophie musculaire de Duchenne (DMD) est une maladie héréditaire liée au chromosome X. Elle est principalement causée par la délétion d’un ou plusieurs exons du gène DMD, ce qui entraine un changement du cadre de lecture et l’obtention d’une protéine dystrophine tronquée et inactive. L’édition de génome par les systèmes TALEN ou CRISPR/Cas9 est devenue dans les dernières années un grand espoir pour le développement de traitements pour ce type de maladie. Dans ce travail, nous illustrons la faisabilité d’un traitement pour la DMD en utilisant les protéines TALENs ou le complexe CRISPR/Cas9 purifiés. Ces protéines sont donc transduites afin de générer des cassures double brin dans l’ADN génomique. Ainsi, la correction de cette mutation par recombinaison non homologue pourra corriger le cadre de lecture du gène codant pour la protéine dystrophine, produisant ainsi une protéine tronquée, mais active, telle que pour les patients Becker. Bien que les protéines TALENs montrent une bonne activité in vitro, l’efficacité de coupure n’a pas pu être observée dans les cellules, ce qu’indiquerait un défaut lors de la transduction protéique. Toute fois, dans le cas du système CRISPR/Cas9, l’essai surveyor a permis d’observer les produits de coupure attendus lors de la transduction de ce système avec des lipides cationiques. Ceci indique donc que le système CRISPR/Cas9 peut être utilisé de façon efficace sous forme protéique tout en ciblant le gène DMD. Finalement, l’utilisation de ce système a été confirmée in vivo chez la souris hDMD, où il a été possible d’observer la présence des délétions ciblées. La transduction de protéines en utilisant le système CRISPR/Cas9 illustre donc une approche thérapeutique prometteuse dans le but de développer un traitement pour les maladies génétiques. / Duchenne muscular dystrophy (DMD) is an hereditary disease linked to chromosome X. It is mainly caused by the deletion of one or more exons of the DMD gene, which causes a change in the reading frame, obtaining a truncated and inactive protein. Genome editting by TALEN or CRISPR/cas9 systems has become in the recent years a powerfull tool for developing treatments for this type of disease. However, the use of plasmids encoding these systems leads to a prolonged expression, which may increase the off-target risk. Thus, it is important to note that today, viruses vectors remain the most effective delivery system for these plasmids, which always entails a risk of integration into the genome, increasing the probability of side effects for a treatment. In this work, we illustrate the development of a genome edditing treatment for DMD, but using purified protein TALENs or Cas9. These proteins are transduced in order to generate double strand breaks in the genomic DNA. Thus, the correction of this mutation by non-homologous end joining can correct the reading frame of the gene, producing a functional Dystrophin protein, as for Becker patients. Although TALEN proteins show a good activity in vitro, the cut-effectiveness has not been observed in the cells. It would indicate a defect in the protein transduction. However, in the case of CRISPR/cas9 system, we have obtained the expected cleavage products during the transduction with cationic lipids in both cell lines. These results are similar with those obteined when the plasmids coding for both systems were transfected. This indicates that the CRISPR/cas9 system can be used effectively in protein form while targeting a gene specifically. Protein therapy using the CRISPR/cas9 system can be a promising method in order to develop an alternative treatment for genetic diseases. Finally, in order to confirm that this system can be used in vivo, we will soon test it in the hDMD mouse model, containing the complete human DMD gene.

Mémoire numérisé par la Direction des bibliothèques de l'Université de Montréal.

Les rayons ultraviolets (UV) sont les principaux responsables de l’initiation des cancers cutanée, car ils induisent différents dommages à l’ADN, dont les dimères cyclobutyliques de pyrimidines (CPD). Ces dommages sont principalement induits par les UVB et sont responsables de la formation des mutations trouvées les cancers cutanés non mélanocytiques. Nos résultats ont démontré qu’une irradiation chronique à de faibles doses de rayons UVB (CLUV) induit la formation de CPD, qui persistent dans le temps. Ces dommages résiduels s’accumulent dans le génome et ne semblent pas être réparés. Nous nous sommes donc intéressés à ces dommages résiduels et à leur impact dans le génome. Premièrement, la distribution post-irradiation des CPD résiduels a été observée pour des fibroblastes dermiques humains soumis à une irradiation CLUV (75 J/m² aux 12h, durant 7,5 jours). Ces analyses ont démontré que les CPD résiduels sont tolérés et dilués dans le génome lors des divisions cellulaires. Deuxièmement, la localisation des CPD résiduels a été observée pour les cellules irradiées avec une CLUV et pour les cellules irradiées avec une dose unique et aigüe (400 J/m²). La quantification des CPD résiduels a permis d’observer que pour les cellules irradiées avec une CLUV, environ deux fois plus de CPD résiduels sont présents dans l’hétérochromatine par rapport à l’euchromatine. Pour les cellules irradiées avec une dose aigüe, les CPD sont répartis également entre les deux fractions de la chromatine. Ces résultats suggèrent que l’état de compaction de la chromatine a un impact sur l’accumulation et la réparation des CPD. Troisièmement, la fréquence de chaque type dipyrimidinique de CPD résiduels a été déterminée par la technique de LC-MS/MS. Une proportion plus faible de CPD contenant des cytosines a été observée dans les cellules irradiées avec la CLUV par rapport aux cellules irradiées avec la dose aigüe. De plus, l’analyse a démontré que les photoproduit de pyrimidine (6-4) pyrimidone (6-4 PP) étaient presque complètement absents des dommages résiduels. Finalement, afin d’observer l’impact des CPD résiduels sur la stabilité génomique, la quantité d’échanges de chromatides sœurs (SCE) a été comparée pour les cellules irradiées par la CLUV et les cellules non irradiées. La quantité de SCE observée était plus élevée dans les cellules irradiées que dans les cellules non irradiées. Globalement, nous avons observés que les CPD résiduels, majoritairement de type TT, s’accumulent principalement dans l’hétérochromatine, où ils sont tolérés. Ces dommages sont dilués dans le génome au fil des divisions cellulaires, en causant une augmentation de l’instabilité génomique. Globalement, mon projet a permis de mieux comprendre l’impact des CPD résiduels induits par une irradiation chronique dans l’initiation de la cancérogenèse cutanée. / Ultraviolet (UV) rays are known to be the main initiator of skin cancer, as they induce different types of DNA damage, including cyclobutane pyrimidine dimers (CPD). CPD are mostly produced by UVB rays and are the predominant premutagenic DNA damage responsible for non-melanoma skin cancers. While most CPD are repaired by the nucleotide excision repair (NER) pathway, some remain unrepaired and persist in the genome. We recently observed those residual CPD after exposure of human fibroblasts cells to chronic low dose of UVB (CLUV). Then, we aimed to observe the distribution of residual CPD occurring in dividing cells submitted to CLUV irradiation. Human dermal fibroblasts were irradiated with CLUV (75 J/m² every 12h for 7.5 days). Our results showed that residual CPD are tolerated and diluted in the genome by DNA replication. Then, localization of CLUV-induced residual CPD was observed and compared with residual CPD induced by a single and acute UVB irradiation (400 J/m²). Euchromatin and heterochromatin fraction were isolated and the amount of CPD was quantified in each fraction. The quantification showed that residual CPD accumulate mostly in the heterochromatin fraction of the genome, where the amount of CPD was two times greater than in the euchromatin. This suggests that DNA compaction has an impact on CPD accumulation and repair. Then, we measured the frequency of the different types of residual CPD by LC-MS/MS technique. A lower proportion of cytosine containing CPD was found in CLUV irradiated cells than in acute irradiated cells. The quantification of the different types of 6-4 photoproducts (6-4 PP) demonstrated that they were almost all absent after a CLUV irradiation, in the residual damage. Finally, genomic instability was investigated in CLUV irradiated cells by measuring the amount of SCE induced after the irradiation. A higher number of SCE was observed in CLUV-irradiated cells than in control cells, suggesting that residual CPD are responsible for an increase of genomic instability. Overall, we observed that residual CPD, mostly TT-CPD, accumulate in the heterochromatin where they are tolerated. These CPD are diluted during cellular division but they are causing genomic instability. Finally, my project aimed to characterise residual CPD induced by chronic irradiation and to gain more knowledge on their impact in skin carcinogenesis initiation.

Le principal objectif des Projets «Génome Humain», qui de par leur ampleur s'avèrent les projets les plus ambitieux jamais entrepris dans le domaine de la biologie moléculaire, consiste à séquencer le génome humain. Les découvertes et connaissances engendrées par ces projets apporteront des éléments novateurs dans la lutte aux maladies génétiques et rendront possible notamment le dépistage systématique des maladies génétiques et, espère-t-on, leur prévention ainsi que leur guérison par thérapie génique. Cependant, les connaissances acquises et les techniques développées pourraient être récupérées et appliquées à des fins indésirables. Les Projets «Génome Humain», de par leur inextricable promiscuité avec la technique, représentent un modèle paradigmatique de la technoscience. Or, celle-ci entraîne actuellement des discours réducteurs en génétique sur la liberté humaine, et dans les pratiques, induit un rapport d'instrumentalisation qui remet en cause la dignité humaine.

Deux processus majeures de la vie cellulaire, la transcription et la réplication, nécessitent l'ouverture de la double hélice d'ADN et agissent différemment sur les deux brins, ce qui génère des taux de mutation différents (asymétrie de mutation), et aboutit à des compositions en nucléotides différentes des deux brins (asymétrie de composition). Nous nous proposons de modéliser le programme spatio-temporel de réplication et son impact sur l'évolution des séquences d'ADN. Dans le génome humain, nous montrons que les asymétries de composition et de mutation peuvent être décomposées en deux contributions, l'une associée à la transcription et l'autre à la réplication. Celle associée à la réplication est proportionnelle à la polarité des fourches de réplication, elle-même proportionnelle à la dérivée du “timing” de réplication. La polarité des fourches de réplication délimite, le long des chromosomes humains, des domaines de réplication longs de plusieurs Mpb où le “timing” de réplication a une forme de U. Ces domaines de réplication sont également observés dans la lignée germinale, où ils sont révélés par une asymétrie de composition en forme de N, indiquant la conservation de ce programme de réplication sur plusieurs centaines de millions d'années. Les bords de ces domaines de réplication sont constituées d'euchromatine, permissive à la transcription et à l'initiation de la réplication. L'analyse de données d'interaction à longue portée de la chromatine suggère que ces domaines correspondent à des unités structurelles de la chromatine, au coeur d'une organisation hautement parallélisée de la réplication dans le génome humain. / Two key cellular processes, namely transcription and replication, require the opening of the DNA double helix and act differently on the two DNA strands, generating different mutational patterns (mutational asymmetry) that may result, after long evolutionary time, in different nucleotide compositions on the two DNA strands (compositional asymmetry). Here, we propose to model the spatio-temporal program of DNA replication and its impact on the DNA sequence evolution. The mutational and compositional asymmetries observed in the human genome are shown to decompose into transcription- and replication-associated components. The replication-associated asymmetry is related to the replication fork polarity, which is also shown to be proportional to the derivative of the mean replication timing. The large-scale variation of the replication fork polarity delineate Mbp scale replication domains where the replication timing is shaped as a U. Such replication domains are also observed in the germline, where they are revealed by a N-shaped compositional asymmetry, which indicates the conservation of this replication program over several hundred million years. The replication domains borders are enriched in open chromatin markers, and correspond to regions permissive to transcription and replication initiation. The analysis of chromatin interaction data suggests that these replication domains correspond to self-interacting chromatin structural units, at the heart of a highly parallelized organization of the replication program in the human genome.

Le décryptage du génome humain autorise désormais une manipulation du vivant humain. Mu par un souci de perfection, l'homme exploite aujourd'hui ce qui participe à son essence même, son génome. La diversité intraspécifique humaine s'en trouve perturbée, la vulnérabilité génétique de notre espèce augmentée. Or, si notre humanité, élément fondamental de notre singularité, se construit à partir de notre code génétique, elle peut aussi être défaite par l'application systématique à l'homme des biotechnologies. Sont concernées non seulement la survie de l'humanité comme communauté humaine, mais aussi, en chacun d'entre nous, la persistance de l'humanité de l'homme. L'espèce humaine, centre névralgique de notre humanité, doit dès lors être préservée. Elle est en effet cette unité vivante de nature rationnelle qui, dotée de son propre dessein d'où résultent les vies particulières, unit les générations dans l'espace et le temps et sous-tend l'homme. Le droit se trouve donc investi d'un rôle pour lequel il n'était sans doute pas préparé : préserver la nature humaine elle-même. L'analyse du droit positif relatif à l'utilisation du génome humain nous révèle combien la protection de l'espèce humaine est insuffisante. Cette carence du législateur nous contraint à penser d'autres voies, plus efficaces, pour préserver notre humanité contre les risques générés par une manipulation irréfléchie de notre génome. Pour ce faire, l'espèce humaine, pont intergénérationnel véhiculant l'essence de l'homme, doit être appréhendée, non comme objet de droit, mais comme sujet de droit. Il faut en outre repenser le concept de responsabilité à l'aune de celui d'altérité. / Decoding the human genome now authorizes a manipulation of human life. Driven by a desire for perfection, the human being now operates what is involved in his very essence, the human genome.As such, diversity within human species gets disturbed and genetic vulnerability increased. Therefore, if our humanity, the essential element of our singularity, is shaped according to our genetic code, it can also be broken by the systematic application of biotechnology to humans. These might include not only the survival of mankind as a human community, but also, in each of us, the persistence of human element.The human species, the key point of our mankind, should therefore be preserved. It represents a sensible living unity with its own design which gives birth to multiple lives of individuals, unites generations in space and time and subtend the human being. Law is thus facing a new challenge: to preserve the human nature itself. The analysis of positive law on the use of the human genome reveals that the protection of the human species is very insufficient. This failure of the law makes it necessary for us to think of other ways, more efficient, to preserve our mankind against the risks caused by reckless handling of our genome. To do this, the human species, inter-generational bridge carrying the essence of man, must be understood not as an object of law, but as a subject of law. We should also rethink the concept of responsibility with respect to the otherness.

La technologie d’édition CRISPR peut être définie comme un outil biologique qui par son efficacité, son extrême précision et la facilité de sa modélisation, permet aujourd’hui de modifier le génome des organismes vivants en général et celui de l’homme en particulier. Sa découverte en 2012 par les chercheuses française et américaine, E. Charpentier et J. Doudna, récompensées par le Prix Nobel de chimie 2020, permet des applications thérapeutiques, au niveau germinal, pour des maladies à transmission autosomique dominante. Jusqu’ici, aucune technologie antérieure d’édition génomique, ni aucun diagnostic anténatal (DPI, DPN), n’avait été capable de prévenir ces maladies. En novembre 2018, le chercheur chinois Hé Jiankui annonce avoir utilisé la technologie CRISPR pour éditer des embryons humains viables. Selon Jiankui cette tentative consiste à modifier génétiquement des embryons humains en FIV afin de prévenir « définitivement » l’infection au VIH des futurs bébés. Cette modification génétique est ainsi transmissible à leur descendance. A partir de là, il s’est ouvert un tournant décisif de l’édition du génome humain héritable. Celui-ci s’apparente, dans notre contexte marqué par la convergence des NBIC, à une perspective transhumaniste. Car à la vérité, CRISPR n’aurait pas fait que prévenir l’infection au VIH chez ces bébés, il aurait surtout amélioré un caractère génétique conférant à ces derniers une immunité à vie contre le VIH-SIDA, avec pour principal corollaire, que de telles modifications sont héritables. Cette application non thérapeutique controversée, nous a conduit à nous demander successivement s’il est souhaitable de se servir de la technologie d’édition du génome CRISPR-Cas9, pour corriger au niveau germinal ou embryonnaire, une anomalie génétique afin de préserver le futur enfant de certains handicaps qui pourraient mettre en péril sa santé ou alourdir sa vie ?Jusqu’où de telles modifications pourraient être jugées comme bénéfiques ou à risque pour l’enfant et qui en aurait l’ultime légitimité d’en juger ?Peut-on alors affirmer, qu’en regard de l’extrême étroitesse qui existe entre la finalité thérapeutique d’une modification génomique germinale ou embryonnaire et l’amélioration/l’augmentation génétique, le risque d’altération de la nature humaine et de fait, la sortie hors de l’espèce humaine devient inéluctable ? / Doctorat en Philosophie / info:eu-repo/semantics/nonPublished