In order to maintain genome stability, DNA damage needs to be detected and repaired in a timely fashion. To cope with damaged DNA, cells have evolved mechanisms termed "checkpoints", where, upon damage, cells initiate a signal transduction cascade that results in the slowing or halting of the cell cycle, allowing efficient DNA repair. Defects in the DNA damage checkpoint result in an overall increase in genomic instability and are thought to fuel cancer progression. To facilitate our understanding of how DNA damage leads to cancer progression, it is crucial to fully comprehend how these signal transduction mechanisms function. In this work, we have characterized in great detail the mechanisms of regulation of Rad53 (a central regulator of the DNA damage response in Saccharomyces cerevisiae) at the genetic, biochemical and structural level. Firstly, we describe a complex biochemical two-step mode of activation of Rad53 by protein-protein interaction and multi-step phosphorylation. We also shed light onto the mechanisms by which Rad53 is turned off to allow the cell cycle to resume, a process termed DNA damage recovery and adaptation. We found that during adaptation, the polo-like kinase Cdc5 is required to attenuate Rad53 catalytic activity. Finally, the study of Rad53 at the molecular and atomic level revealed that in addition to being regulated through a complex network of protein-protein interactions, Rad53 autophosphorylation is orchestrated by a mechanism of dimerization, activation segment phosphorylation via A-loop exchange, as well as through an autoinhibition mechanism regulated by a specific alpha-helical region at the C-terminal extremity of its kinase domain. Such work is important in understanding the function of different proteins in DNA damage signaling. This knowledge will enhance our understanding of the progression of DNA damage related diseases such as cancer, and could eventually help in the long term the development of novel therapeutics as treatments against these conditions.

In order to maintain genome stability, DNA damage needs to be detected and repaired in a timely fashion. To cope with damaged DNA, cells have evolved mechanisms termed "checkpoints", where, upon damage, cells initiate a signal transduction cascade that results in the slowing or halting of the cell cycle, allowing efficient DNA repair. Defects in the DNA damage checkpoint result in an overall increase in genomic instability and are thought to fuel cancer progression. To facilitate our understanding of how DNA damage leads to cancer progression, it is crucial to fully comprehend how these signal transduction mechanisms function. In this work, we have characterized in great detail the mechanisms of regulation of Rad53 (a central regulator of the DNA damage response in Saccharomyces cerevisiae) at the genetic, biochemical and structural level. Firstly, we describe a complex biochemical two-step mode of activation of Rad53 by protein-protein interaction and multi-step phosphorylation. We also shed light onto the mechanisms by which Rad53 is turned off to allow the cell cycle to resume, a process termed DNA damage recovery and adaptation. We found that during adaptation, the polo-like kinase Cdc5 is required to attenuate Rad53 catalytic activity. Finally, the study of Rad53 at the molecular and atomic level revealed that in addition to being regulated through a complex network of protein-protein interactions, Rad53 autophosphorylation is orchestrated by a mechanism of dimerization, activation segment phosphorylation via A-loop exchange, as well as through an autoinhibition mechanism regulated by a specific alpha-helical region at the C-terminal extremity of its kinase domain. Such work is important in understanding the function of different proteins in DNA damage signaling. This knowledge will enhance our understanding of the progression of DNA damage related diseases such as cancer, and could eventually help in the long term the development of novel therapeutics as treatments against these conditions.

Asf1 est une protéine chaperon d’histone, qui participe à l’assemblage et au désassemblage des histones H3/H4 sur l’ADN. Asf1 n’est pas essentiel pour la viabilité cellulaire chez S. cerevisiae, mais les voies de surveillance des dommages à l’ADN sont activées de façon constitutive dans les cellules dépourvues d’Asf1 et celles-ci sont hypersensibles à plusieurs types de stress génotoxiques. Chez S. cerevisiae, Asf1 forme un complexe stable avec Rad53 en absence de stress génotoxique. Nos résultats suggèrent qu’au moins trois surfaces d’interaction sont impliquées dans le complexe Asf1-Rad53. Le domaine FHA1 de Rad53 fixe Asf1 phosphorylé sur T270, l’extrémité C-terminale de Rad53 fixe la même surface d’Asf1 impliquée dans la fixation des co-chaperones HirA/CAF-1, et un troisième site putative est constituée de la surface d’Asf1 impliquée dans la fixation de l’histone H3 avec le domaine kinase de Rad53. Lors des stress génotoxiques, Rad53 est phosphorylée et activée. Mes résultats montrent une dissociation totale du complexe Rad53-Asf1 après traitement HU, mais la préservation du complexe après traitement des cellules avec une gamme de concentration de MMS. Nous pensons que la régulation du complexe traduisent des réponses cellulaires distinctes adaptées à des stress génotoxiques spécifiques. Par ailleurs, grâce à la structure du complexe formé par un peptide C-terminal de Rad53 et le domaine N-terminal d’Asf1, nous avons isolé une mutation rad53_A806R-L808R. Nous avons constaté que cette mutation déstabilise l’interaction entre Asf1 et Rad53 et augmente la viabilité des mutants rad9 et rad24 aux stress génotoxiquex. Ce mutant rad53_A806R-L808R semble retourne plus vite dans le cycle cellulaire et/ou traverse plus vite la phase S par rapport à Rad53-WT, et augmente la réparation de l’ADN ou l’adaptation aux dommages du simple mutant rad24Δ. / Asf1 is a histone chaperone, which participates in the assembly and disassembly of histones H3/H4 on DNA. Asf1 is not essential for cell viability in yeast, but the DNA damage checkpoints are constitutively activated in cells lacking Asf1 and they are hypersensitive to several types of genotoxic stress. In yeast, Asf1 forms a stable complex with Rad53 in the absence of genotoxic stress. Our results suggest that this complex involves at Ieast three interaction surfaces. One site involves the H3-binding surface of Asf1 with an as yet undefined surface of Rad53, probably reside in the kinase domain of Rad53. A second site is formed by the Rad53-FHA1 domain binding to Asf1-T270. The third site involves the C-terminal 21 aa of Rad53 bound to the conserved Asf1 N-terminal domain, where Rad53 competes with histone H3/H4 and co-chaperones HirA/CAF-1 for binding to the same surface of Asf1. Rad53 is phosphorylated and activated upon genotoxic stress. The Asf1-Rad53 complex dissociated when cells were treated with hydroxyurea but not methyl methane sulfonate, suggesting a regulation of the complex as a function of the stress.In addition to these results, we also found that the rad53-A806R+L808R mutation at the C-terminus of Rad53 destabilized the Asf1-Rad53 interaction and increased the viability of rad9 and rad24 mutants to genotoxic stress. The rad53-ALRR mutant also appeared to re-enter the cell cycle and/or traverse S-phase more rapidly than wild type and increased repair or adaptation when combined with the rad24 mutant.

No description available.

DNA damage or replication stress during S-phase can activate the S-phase checkpoint which executes a variety of responses, such as the inhibition of origin firing and replication fork stabilisation. Deregulation of the S-phase checkpoint leads to genomic instability, which has been implicated in diseases such as cancer. In this thesis, I aimed to address whether the S-phase checkpoint is regulated outside of S-phase, and how the S-phase checkpoint targets its substrates in budding yeast. Although this checkpoint has thus far been associated exclusively with S-phase, it remains unknown whether its responses such as inhibition of origin firing can also occur in other phases of the cell cycle. To investigate this, the targets of the S-phase checkpoint for the inhibition of origin firing were analysed outside of S-phase upon DNA damage. Interestingly, I showed that the S-phase checkpoint effector kinase Rad53 phosphorylates its targets to inhibit origin firing outside of S-phase upon DNA damage when there is no replication. I then set out to test whether inhibition of origin firing by Rad53 outside of S-phase might be important for faithful DNA replication. Having shown that the checkpoint response is not specific for any cell cycle phases, I then tested how the specificity of Rad53 for its substrates might be determined. After demonstrating that the essential replication protein Cdc45 is required for Rad53 to phosphorylate the initiation factor Sld3, the key residues of Cdc45 necessary for Rad53 interaction were identified. A Cdc45 allele was produced by mutating the identified residues. This allele of Cdc45 is a separation-of-function mutant which prevents Sld3 phosphorylation upon DNA damage, but retains its function in DNA replication. Because Cdc45 travels with the replication fork, it is possible that Cdc45 also targets Rad53 to the replication fork to stabilise it upon replication stress. Overall, this thesis provides evidence that the S-phase checkpoint can function throughout the cell cycle and that Cdc45 targets Rad53 to some of its substrates, and possibly plays a role in replication fork stabilisation.

<p>All living things must replicate their DNA. Despite being essential for life, this process is also inherently dangerous. Replication stress, which induces replication fork stalling, is an unavoidable risk that can trigger potentially harmful changes to the genome. Eukaryotes have a replication checkpoint pathway that stabilizes stalled replication forks to prevent damage. One of the critical protein interactions in this pathway, between Dbf4 and Rad53, pauses the cell cycle in budding yeast. This is important to give the cell time to recover from stress. The molecular details of this interaction were investigated to shed light on how this association is regulated by the cell. The structure of an N-terminal domain from Dbf4 was solved through X-ray crystallography and discovered to have a modified <em>BR</em>CA-1 <em>C</em>-<em>t</em>erminal (BRCT) fold, which included an additional N-terminal helix. This domain could interact with the <em>F</em>ork<em>H</em>ead <em>A</em>ssociated 1 (FHA1) domain from Rad53 <em>in vitro</em>, and the additional helix was necessary for complex formation. Although the FHA1 domain has a well-characterized binding site for phospho-epitopes, a combination of chemical cross-linking and NMR spectroscopy experiments demonstrated that the N-terminal domain from Dbf4 is contacting an alternative surface. However, the full-length Dbf4 protein <em>in vivo</em> may be contacting both this distal site and the phospho-epitope binding pocket. This bipartite interaction between Dbf4 and Rad53 would lend specificity to the complex and also suggests a kinase may be regulating the association. As FHA and BRCT domains are prevalent in eukaryotic nuclear proteins, these findings are instructive for how these domains mediate interactions in other signaling pathways.</p> / Doctor of Philosophy (PhD)

Les checkpoints de l'ADN coordonnent les réponses cellulaires aux dommages de l'ADN et au blocage de la réplication des cellules eucaryotes. Chez Saccharomyces cerevisiae, la protéine kinase Rad53 occupe une place centrale au sein des checkpoints de l'ADN. Afin d'identifier de nouveaux partenaires de Rad53, une approche génétique a été développée, utilisant l'allèle dominant létal RAD53-DL qui déclenche constitutivement des réponses cellulaires normalement induites par des lésions de l'ADN. Notre hypothèse est que l'absence des activateurs ou des substrats de Rad53 pourrait rétablir la croissance. Nous avons donc recherché, à l'échelle du génome de S. cerevisiae, les gènes qui suppriment la toxicité de RAD53-DL lorsqu'ils sont inactivés. 110 gènes ont été isolés et classés en groupes fonctionnels. Un groupe a particulièrement retenu notre attention. Il est composé de huit gènes dont l'inactivation confère à la cellule une hyper-résistance à plusieurs stress génotoxiques. Trois de ces gènes codent des composants du protéasome 26S, l'enzyme central du système de dégradation ubiquitine-dépendante des protéines qui joue un rôle crucial dans la plupart des processus cellulaires. Le protéasome est une structure macromoléculaire très sophistiquée composée d'une partie catalytique, la particule 20S, associée au complexe régulateur 19S, lui même formé de 2 sous-complexes, la base et le couvercle. Son assemblage comprend de nombreuses étapes ordonnées. Au moment du crible, un seul chaperon du protéasome était connu chez la levure, la protéine Ump1, impliquée dans les étapes finales de maturation du protéasome 20S. Par des analyses génétiques et biochimiques, nous avons caractérisé les cinq autres membres du groupe fonctionnel « protéasome », dont la fonction était jusqu'alors inconnue. Les gènes YLR021W, YPL144W, YLR199C et YKL206C, que nous avons baptisés POC1-4 (Proteasome Chaperone), codent 4 protéines formant deux paires de chaperons du protéasome 20S (Poc1-Poc2 et Poc3-Poc4) agissant en amont de Ump1. HSM3 code la première protéine chaperonne de la particule régulatrice du protéasome. Hsm3 s'associe avec la base du 19S et assiste son assemblage. Son rôle est également de réguler l'association du 19S en formation avec le protéasome 20S. Nous avons identifié les homologues mammifères de Poc1-4 (PAC1-4) et Hsm3 (S5b), mettant ainsi en lumière une conservation remarquable des facteurs d'assemblage du protéasome au cours de l'évolution

Asf1 est une protéine chaperon d'histone, qui participe à l'assemblage et au désassemblage des histones H3/H4 sur l'ADN. Asf1 n'est pas essentiel pour la viabilité cellulaire chez S. cerevisiae, mais les voies de surveillance des dommages à l'ADN sont activées de façon constitutive dans les cellules dépourvues d'Asf1 et celles-ci sont hypersensibles à plusieurs types de stress génotoxiques. Chez S. cerevisiae, Asf1 forme un complexe stable avec Rad53 en absence de stress génotoxique. Nos résultats suggèrent qu'au moins trois surfaces d'interaction sont impliquées dans le complexe Asf1-Rad53. Le domaine FHA1 de Rad53 fixe Asf1 phosphorylé sur T270, l'extrémité C-terminale de Rad53 fixe la même surface d'Asf1 impliquée dans la fixation des co-chaperones HirA/CAF-1, et un troisième site putative est constituée de la surface d'Asf1 impliquée dans la fixation de l'histone H3 avec le domaine kinase de Rad53. Lors des stress génotoxiques, Rad53 est phosphorylée et activée. Mes résultats montrent une dissociation totale du complexe Rad53-Asf1 après traitement HU, mais la préservation du complexe après traitement des cellules avec une gamme de concentration de MMS. Nous pensons que la régulation du complexe traduisent des réponses cellulaires distinctes adaptées à des stress génotoxiques spécifiques. Par ailleurs, grâce à la structure du complexe formé par un peptide C-terminal de Rad53 et le domaine N-terminal d'Asf1, nous avons isolé une mutation rad53_A806R-L808R. Nous avons constaté que cette mutation déstabilise l'interaction entre Asf1 et Rad53 et augmente la viabilité des mutants rad9 et rad24 aux stress génotoxiquex. Ce mutant rad53_A806R-L808R semble retourne plus vite dans le cycle cellulaire et/ou traverse plus vite la phase S par rapport à Rad53-WT, et augmente la réparation de l'ADN ou l'adaptation aux dommages du simple mutant rad24Δ.

Les sirtuines sont une famille conservée de déacétylases NAD+-dépendantes qui sont impliquées dans divers processus. Les humains possèdent 7 sirtuines (SIRT1-7) qui jouent un rôle dans plusieurs voies cellulaires, tandis que la levure Saccharomyces cerevisiae possède 5 membres (Sir2, Hst1-4) qui influencent plusieurs voies comme le cycle cellulaire ou le vieillissement. Une absence d’activité des sirtuines mène toutefois à des défauts de croissance, une thermosensibilité et l’apparition de dommages spontanés à l’ADN par des mécanismes mal élucidés. Pour mieux caractériser ce phénomène, ce mémoire met en lumière certains résultats venant d’un crible chimiogénétique réalisé par traitement au nicotinamide (NAM), un pan-inhibiteur des sirtuines. Nos résultats indiquent que le NAM entraîne chez la levure Saccharomyces cerevisiae une forte activation des voies de réponses aux dommages à l’ADN, et que les défauts de croissance sont principalement dus à l’hyperacétylation de la lysine 56 de l’histone H3 (H3K56), une modification post-traductionnelle qui est renversée par les sirtuines Hst3 et Hst4. Lors d’hyperacétylation de H3K56, la protéine Slx4 et le complexe PP4 sont requis pour la croissance de la levure en modulant les niveaux d’activation de la kinase Rad53 lors de la RDA. Également, certains résultats préliminaires inclus dans ce mémoire mettent en évidence un rôle de l’activité des sirtuines dans la régulation de la recombinaison homologue, l’une des voies de réparation de l’ADN. Ensemble, nos résultats suggèrent que la déacétylation des histones par les sirtuines permet de moduler la réponse aux dommages à l’ADN en présence de stress réplicatif. / Sirtuins are a conserved family of NAD+-dependent deacetylases that are involved in various processes. Humans have seven sirtuins (SIRT1-7) and play a role in several cellular pathways, while the budding yeast Saccharomyces cerevisiae has 5 members (Sir2, Hst1-4) and influence several pathways, such as the cell cycle or aging. Lack of sirtuin activity however leads to growth defects, thermosensitivity and spontaneous DNA damage by poorly understood mechanisms. To further characterize this phenomenon, this thesis highlights results obtained from a chemogenetic screen realized by treatment with nicotinamide (NAM), a pan-inhibitor of all sirtuins. Our results indicate that NAM causes strong activation of DNA damage-induced signaling in budding yeast Saccharomyces cerevisiae, and that growth defects are mainly due to histone H3 lysine 56 (H3K56) hyperacetylation, a post-translational modification reversed by sirtuins Hst3 and Hst4. During H3K56 hyperacetylation, the Slx4 protein and PP4 complex are both required for yeast growth by modulating the activation levels of Rad53 kinase during the DDR. Also, preliminary results included in this thesis highlight that proper regulation of homologous recombination, one of DNA repair pathways, is essential for growth in the presence of NAM-induced sirtuin inhibition. Together, our results suggest that chromosome-wide histone deacetylation by sirtuins can modulate DNA damage response in presence of replicative stress.

La chromatine possède une plasticité complexe et essentielle pour répondre à différents mécanismes cellulaires fondamentaux tels la réplication, la transcription et la réparation de l’ADN. Les histones sont les constituants essentiels de la formation des nucléosomes qui assurent le bon fonctionnement cellulaire d’où l’intérêt de cette thèse d’y porter une attention particulière. Un dysfonctionnement de la chromatine est souvent associé à l’émergence du cancer. Le chapitre II de cette thèse focalise sur la répression transcriptionnelle des gènes d’histones par le complexe HIR (HIstone gene Repressor) en réponse au dommage à l'ADN chez Saccharomyces cerevisiae. Lors de dommage à l’ADN en début de phase S, les kinases du point de contrôle Mec1, Tel1 et Rad53 s’assurent de bloquer les origines tardives de réplication pour limiter le nombre de collisions potentiellement mutagéniques ou cytotoxiques entre les ADN polymérases et les lésions persistantes dans l'ADN. Lorsque la synthèse totale d’ADN est soudainement ralentie par le point de contrôle, l’accumulation d'un excès d'histones nouvellement synthétisées est néfaste pour les cellules car les histones libres se lient de manière non-spécifique aux acides nucléiques. L'un des mécanismes mis en place afin de minimiser la quantité d’histones libres consiste à réprimer la transcription des gènes d'histones lors d'une chute rapide de la synthèse d'ADN, mais les bases moléculaires de ce mécanisme étaient très mal connues. Notre étude sur la répression des gènes d’histones en réponse aux agents génotoxiques nous a permis d’identifier que les kinases du point de contrôle jouent un rôle dans la répression des gènes d’histones. Avant le début de mon projet, il était déjà connu que le complexe HIR est requis pour la répression des gènes d’histones en phase G1, G2/M et lors de dommage à l’ADN en phase S. Par contre, la régulation du complexe HIR en réponse au dommage à l'ADN n'était pas connue. Nous avons démontré par des essais de spectrométrie de masse (SM) que Rad53 régule le complexe HIR en phosphorylant directement une de ses sous-unités, Hpc2, à de multiples résidus in vivo et in vitro. La phosphorylation d’Hpc2 est essentielle pour le recrutement aux promoteurs de gènes d’histones du complexe RSC (Remodels the Structure of Chromatin) dont la présence sur les promoteurs des gènes d'histones corrèle avec leur répression. De plus, nous avons mis à jour un nouveau mécanisme de régulation du complexe HIR durant la progression normale à travers le cycle cellulaire ainsi qu'en réponse aux agents génotoxiques. En effet, durant le cycle cellulaire normal, la protéine Hpc2 est très instable durant la transition G1/S afin de permettre la transcription des gènes d’histones et la production d'un pool d'histones néo-synthétisées juste avant l'initiation de la réplication de l’ADN. Toutefois, Hpc2 n'est instable que pour une brève période de temps durant la phase S. Ces résultats suggèrent qu'Hpc2 est une protéine clef pour la régulation de l'activité du complexe HIR et la répression des gènes d’histones lors du cycle cellulaire normal ainsi qu'en réponse au dommage à l’ADN. Dans le but de poursuivre notre étude sur la régulation des histones, le chapitre III de ma thèse concerne l’analyse globale de l’acétylation des histones induite par les inhibiteurs d’histone désacétylases (HDACi) dans les cellules normales et cancéreuses. Les histones désacétylases (HDACs) sont les enzymes qui enlèvent l’acétylation sur les lysines des histones. Dans plusieurs types de cancers, les HDACs contribuent à l’oncogenèse par leur fusion aberrante avec des complexes protéiques oncogéniques. Les perturbations causées mènent souvent à un état silencieux anormal des suppresseurs de tumeurs. Les HDACs sont donc une cible de choix dans le traitement des cancers engendrés par ces protéines de fusion. Notre étude de l’effet sur l’acétylation des histones de deux inhibiteurs d'HDACs de relevance clinique, le vorinostat (SAHA) et l’entinostat (MS-275), a permis de démontrer une augmentation élevée de l’acétylation globale des histones H3 et H4, contrairement à H2A et H2B, et ce, autant chez les cellules normales que cancéreuses. Notre quantification en SM de l'acétylation des histones a révélé de façon inattendue que la stœchiométrie d'acétylation sur la lysine 56 de l’histone H3 (H3K56Ac) est de seulement 0,03% et, de manière surprenante, cette stœchiométrie n'augmente pas dans des cellules traitées avec différents HDACi. Plusieurs études de H3K56Ac chez l’humain présentes dans la littérature ont rapporté des résultats irréconciliables. Qui plus est, H3K56Ac était considéré comme un biomarqueur potentiel dans le diagnostic et pronostic de plusieurs types de cancers. C’est pourquoi nous avons porté notre attention sur la spécificité des anticorps utilisés et avons déterminé qu’une grande majorité d’anticorps utilisés dans la littérature reconnaissent d’autres sites d'acétylation de l’histone H3, notamment H3K9Ac dont la stœchiométrie d'acétylation in vivo est beaucoup plus élevée que celle d'H3K56Ac. De plus, le chapitre IV fait suite à notre étude sur l’acétylation des histones et consiste en un rapport spécial de recherche décrivant la fonction de H3K56Ac chez la levure et l’homme et comporte également une évaluation d’un anticorps supposément spécifique d'H3K56Ac en tant qu'outil diagnostic du cancer chez l’humain. / The chromatin is a complex structure and its plasticity is essential to complete different fundamental cellular processes such as DNA replication, transcription and repair. Furthermore, chromatin malfunction is often associated with cancer emergence. The focus of this thesis will be on the function and regulation of histones, as they are essential components of nucleosomes and they ensure proper chromatin formation. Chapter II of this thesis focuses on the transcriptional repression of histone genes by the HIR (HIstone gene Repressor) complex in response to DNA damage in Saccharomyces cerevisiae. When DNA damage occurs in early S phase, the DNA damage checkpoint kinases Mec1, Tel1 and Rad53 block late origins of replication to limit potentially mutagenic or cytotoxic collisions between DNA polymerases and remaining DNA lesions. When the total DNA synthesis rate drops suddenly in S- phase, following the checkpoint control activation, accumulation of newly synthesized histones becomes detrimental for the cells because free histones bind non-specifically to nucleic acids. One mechanism that contributes to a reduction in free histones at this time is the repression of histone gene transcription; however, the molecular basis of this repression was not known. Our study on histone gene repression in response to genotoxic agents allowed us to identify the checkpoint kinases as major players in the repression of histone genes. Before initiating this project, it was known that the HIR complex is required to repress histone genes in G1 and G2/M phases and during DNA damage. Nonetheless, HIR complex regulation was not well characterized. We demonstrated by mass spectrometry (MS) analyses that Rad53 regulates the HIR complex by directly phosphorylating one of its subunits, Hpc2, at many residues in vivo and in vitro. Hpc2 phosphorylation is essential to recruit the RSC complex (Remodels the Structure of Chromatin) to histone gene promoters where its presence correlates with histone gene repression. Moreover, we uncovered a novel mechanism for the HIR complex regulation during a normal cell cycle progression and in response to genotoxic agents. Indeed, during a normal cell cycle, the Hpc2 protein is very unstable at the G1/S transition to allow histone gene transcription and production of a pool of newly synthesized histones just before DNA replication initiation. These results suggest that Hpc2 is a key player in the regulation of HIR complex activity and can repress histone gene expression both during a normal cell cycle and in response to DNA damage. In order to pursue our study on histone regulation, chapter III of this thesis covers histone acetylation induced by histone deacetylase inhibitors (HDACi) in normal and cancer cells. Histone deacetylases (HDACs) are enzymes that remove acetyl groups from lysine residues on histones, condensing the chromatin and effectively repressing local transcription. Several types of cancers are characterized by epigenetic abnormalities and HDACs contribute to oncogenesis by aberrant fusion with oncogenic protein complexes. The disruptions often lead to an abnormal silent state of tumour suppressors. HDACs are then targets of interest in cancer treatment caused by those fusion proteins. Our study of the effects of two clinically relevant HDAC inhibitors, vorinostat (SAHA) and entinostat (MS-275) on acetylation of histones demonstrated an obvious increase of histones H3 and H4 acetylation, unlike histones H2A and H2B in both normal and cancer cells. Unexpectedly, our MS quantification of histone acetylation revealed that the stoichiometry of histone H3 lysine 56 acetylation (H3K56Ac) was only 0.03% and, surprisingly, this stoichiometry did not increase upon HDACi treatments. Several reported studies in the literature of H3K56Ac in humans are irreconcilable. Furthermore, H3K56Ac was considered as a potential biomarker in diagnosis and prognosis in many cancer types. Therefore we focussed on antibody specificity and determined that the majority of antibodies used in the literature recognize other acetylation sites in histone H3, especially H3K9Ac whose stoichiometry of acetylation in vivo is much higher than H3K56Ac. Additionally, chapter IV is a follow-up of our study on histone acetylation and consists of a special report describing the function of H3K56Ac in yeast and human and also contains an evaluation of a supposedly specific H3K56Ac antibody as a diagnostic tool in human cancers.