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Multiple regulatory mechanisms work to ensure that eukaryotic transcription maintains mRNA pools and subsequent protein synthesis. When errors in transcription occur, deleterious effects on cellular fitness can develop. RNA degradation as well as histone modifications, specifically at promoter proximal nucleosomes, play a critical role in maintaining transcription, but, exact mechanisms are not fully understood. In this dissertation, I investigate the role of RNA degradation and chromatin dynamics in transcription regulation as well as further understand, through biochemical analysis, a critical histone deacetylase. Using various genome-wide methodologies in Saccharomyces cerevisiae, we find a functional interaction between the nuclear RNA exosome and histone variant H2A.Z that maintains mRNA levels. There is a reduction in RNA polymerase II nascent transcription following RNA exosome subunit Rrp6 depletion that is further globally accentuated with H2A.Z deposition loss. To understand the mechanism leading to this global reduction, we identify the mRNA of Sirtuin histone deacetylase Hst3 as a target of the RNA exosome, revealing a means to link degradation to the transcription machinery. These findings show that even slight changes in deacetylase or acetylase activity can have significant effects on transcription. Additionally, we reveal a global impact of H2A.Z on transcription. We further investigate the functional and structural significance of human surtuin histone deacetylase SIRT6 (yeast homolog Hst3). Using histone deacetylase assays, we confirm the significance of specific residues of SIRT6 in nucleosome binding and deacetylase activity. Additionally, we show SIRT6 has reduced deacetylase activity in vitro on acetylated lysine 56 as compared to acetylated lysine 9 on histone H3. Finally, we confirm structural findings that the histone tail of H2A impacts SIRT6 H3K9Ac deacetylation activity. Together, these findings indicate a critical importance of histone deacetylase activity in maintaining transcription, a novel role of H2A.Z in global transcription regulation that furthers our understanding of SIRT6 structure and function.

Central to the control of virtually all cellular activity is the regulation of gene expression. In eukaryotes, this regulation is greatly influenced by chromatin structure, which is itself regulated by numerous chromatin-remodeling complexes. These are typically large protein complexes with interchangeable subunits that allow for highly specialized functions in different cell types. Moreover, additional specificity can be gained through complexes formed from different subunit isoforms. Histone modifications also regulate chromatin by recruiting remodeling complexes to particular genomic regions. In this thesis we characterize MBD3C, an isoform of the Nucleosome Remodeling and Deacetylase (NuRD) complex subunit MBD3. MBD3 is essential for pluripotency and development, but MBD3C appears to be expressed only in embryonic stem cells (ESCs), and whether it forms a distinct NuRD complex, how its expression is regulated, and its precise function(s) remain unknown. We show that MBD3C forms a complete NuRD complex that functions redundantly with the other MBD3 isoforms in ESC gene regulation. Furthermore, MBD3C binds the SET/MLL complex subunit WDR5 through a conserved motif within its unique N-terminal region, and this interaction is necessary for the regulation of >2,000 ESC genes. Together, these findings indicate that ESCs can utilize isoforms of the same protein to achieve similar functions through diverse mechanisms. The second part of this thesis focuses on the role of the histone modification H3.3K56ac in pluripotency and differentiation. Although H3K56ac is well-studied in yeast, in mammalian cells it is far less abundant and its functions are largely unknown. Our data indicate that the H3.3K56R mutant is largely normal for ESC maintenance and loss of pluripotency markers during differentiation, but H3.3K56ac is necessary for proper lineage commitment. Ongoing studies will characterize the H3.3K56Q phospho-mimetic mutant during differentiation, and examine H3.3K56ac function at lineage-specific genes.

L’usage de composé chimique causant des dommages à l’ADN en phase S est une stratégie couramment utilisée en chimiothérapie du cancer. Ainsi, l’étude de la réponse cellulaire aux dommages subit en phase S s’avère indispensable afin de mieux comprendre les mécanismes cellulaires sous jacents à la réparation de ces dommages et pour permettre le développement ou l’amélioration de nouvelles stratégies antitumorales. Lors de chaque phase S, les nouvelles histones sont acétylées par des histones acétyltransférases (HAT) et déacétylées en fin de phase S et en début de phase G2, par des histones déacétylases (HDAC). Ce cycle d’acétylation des histones est conservé chez tous les eucaryotes. Chez la levure Saccharomyces cerevisiae, l’acétylation de de la lysine 56 de l’histone H3 (H3K56ac) est une marque des nouvelles histones qui est ajoutée par la HAT Rtt109 et retirée par les sirtuines Hst3 et Hst4, des HDAC de classe III. Lors de l’induction de dommages à l’ADN au cours de la phase S par des agents génotoxiques, une persistance de l’acétylation de H3K56 est observée, ce qui suggère un rôle de l’acétylation de H3K56 dans la réponse aux stress réplicatifs subits en phase S. Notre objectif est de comprendre la base moléculaire des défauts de réparation observés dans les mutants de la voie de l’acétylation de H3K56. Précédemment, nous avons réalisé des cribles chémogénétique au nicotinamide (NAM), un inhibiteur des sirtuines, afin d’identifier des gènes influençant la croissance cellulaire en absence de l’activité des sirtuines. SRS2 a été identifié parmi les gènes importants pour le maintien de la viabilité en absence des sirtuines. Srs2 est une hélicase dont l’une de ses principales fonctions est de retirer les nucléofilaments de Rad51, l’une des principales protéines de la recombinaison homologue, de l’ADN simple brin. À l’inverse, RIF1 fut trouvé parmi les gènes dont la délétion confère une meilleure résistance au NAM. Rif1 est impliqué dans le maintien de la taille des télomères, mais également dans l’inhibition des origines de réplication. Dans cette thèse, je présenterai les résultats d’un crible avec des mutants hétérozygotes diploïdes pour évaluer l’importance des gènes essentiels à la croissance cellulaire en absence des sirtuines. Plusieurs gènes impliqués dans l’initiation de la phase S sont ressortis des deux cribles, ce qui suggère que l’acétylation de H3K56 a une fonction dans le processus de réplication de l’ADN qui a lieu en phase S du cycle cellulaire. Par des méthodes de génétique classique, nous avons validé que l’inactivation de membres du complexe DDK, DBF4 et CDC7, dont la fonction est requise par l’initiation des origines de réplication, sensibilise les cellules à la présence d’acétylation constitutive de H3K56. Nous avons confirmé que l’activité toxique de Rif1 pour la viabilité cellulaire en absence des sirtuines Hst3 et Hst4 est sa fonction répressive des origines de réplication. Nous avons observé que l’activation du point de contrôle intra-S n’expliquait pas la perte de viabilité d’un mutant H3K56 constitutivement acétylé alors que l’activité des origines est compromise. Finalement, nous avons identifié un rôle de l’acétylation de H3K56 dans l’initiation des origines de réplication. La progression dans le cycle cellulaire d’une souche constitutivement acétylée sur H3K56 n’est pas ralentie lorsque le complexe DDK est fonctionnel. Toutefois, des dommages spontanés à l’ADN sont observés au cours de la phase S dans les souches dépourvues des protéines Hst3 et Hst4. Ceci suggère que le stress réplicatif observé dans les mutants de la voie de l’acétylation de H3K56 ne peut être entièrement expliqués par un ralentissement de l’initiation des origines de réplication. Nous avons utilisé un mutant srs2Δ qui présente des dommages spontanés à l’ADN et une très forte sensibilité au NAM afin d’exacerber les problèmes réplicatifs observés dans des mutant constitutivement acétylés sur H3K56. Par des méthodes de génétique classique, nous avons observé que la léthalité synthétique entre l’acétylation constitutive de H3K56 et la perte de SRS2 ne peut pas être renversé par la délétion des membres de la voie canonique de l’acétylation de H3K56 suggérant un rôle important de cette modification dans la réparaiton des dommages à l’ADN. De plus, lors d’une persistance de l’acétylation de H3K56, nous avons constaté que la présence de Rad51 s’avère toxique pour des cellules srs2∆. Ensemble, nos résultats suggèrent un rôle de l’acétylation de H3K56 complémentaire au point de contrôle intra-S pour réguler l’initiation des origines de réplication lors de stress réplicatif. Nos données révèlent des fonctions encore méconnues de l’acétylation de H3K56 ainsi que de nouveaux liens entre la structure de la chromatine et la dynamique de réplication. / The use of chemical compounds causing S-phase damage is a common strategy used in cancer chemotherapy. Thus, the study of the cellular response to S-phase DNA damage is essential to better understand the cellular mechanisms underlying the repair of this damage and to allow the development or improvement of antitumor strategies. During each S-phase, new histones are acetylated by histone acetyltransferases (HATs) and deacetylated at the end of S-phase and at the beginning of G2 phase by histone deacetylases (HDACs). This histone acetylation cycle is conserved in all eukaryotes. In the yeast Saccharomyces cerevisiae, acetylation of lysine 56 of histone H3 (H3K56ac) is a hallmark of new histones that is added by the HAT Rtt109 and removed by sirtuins Hst3 and Hst4, class III HDACs. Upon induction of DNA damage during S-phase by genotoxic agents, persistence of H3K56 acetylation is observed suggesting a role for H3K56 acetylation in the response to replicative stresses. Our goal was to understand the molecular basis of the DNA damage defects observed in H3K56 acetylation pathway mutants. Previously, we performed chemogenetic screens with nicotinamide (NAM), a sirtuin inhibitor, to identify genes that influence cell growth in the absence of sirtuin activity. SRS2 emerged as one of the important genes for maintaining viability in the absence of sirtuins. Srs2 is a helicase whose main function is to remove the nucleofilaments of Rad51, one of the major homologous recombination proteins, from single-stranded DNA. Conversely, RIF1 has emerged as one of the genes whose deletion enhances resistance to NAM. Rif1 is involved in the maintenance of telomere size, but also in the inhibition of replication origins. In this thesis, I will present the results of a screen with diploid heterozygous mutants to assess the importance of genes essential for cell growth in the absence of sirtuins. Several genes involved in S-phase initiation emerged from both screens, suggesting that H3K56 acetylation has a function in the DNA replication process that occurs in the S-phase of the cell cycle. By classical genetic methods, we validated that defective activity of the DDK complex members, DBF4 and CDC7, whose function is required by the initiation of replication origins, sensitize cells in the presence of constitutive H3K56 acetylation. We confirmed that the toxic activity of Rif1 8 for cell viability in the absence of Hst3 and Hst4 sirtuins is its repressive function of the origins of replication. We observed that activation of the intra-S checkpoint did not explain the loss of viability of a constitutively acetylated H3K56 mutant while the activity of the origins is compromised. Finally, we identified a role for H3K56 acetylation in the initiation of replication origins. By classical genetic methods, we also observed that the synthetic lethality between constitutive acetylation of H3K56 and loss of SRS2 cannot be reversed by deletion of members of the canonical H3K56 acetylation pathway. Furthermore, upon persistence of H3K56 acetylation, we found that the presence of Rad51 proves toxic to srs2Δ cells. Taken together, our results reveal previously unknown functions of H3K56 acetylation as well as novel links between chromatin structure and DNA replication dynamics.

La chromatine possède une plasticité complexe et essentielle pour répondre à différents mécanismes cellulaires fondamentaux tels la réplication, la transcription et la réparation de l’ADN. Les histones sont les constituants essentiels de la formation des nucléosomes qui assurent le bon fonctionnement cellulaire d’où l’intérêt de cette thèse d’y porter une attention particulière. Un dysfonctionnement de la chromatine est souvent associé à l’émergence du cancer. Le chapitre II de cette thèse focalise sur la répression transcriptionnelle des gènes d’histones par le complexe HIR (HIstone gene Repressor) en réponse au dommage à l'ADN chez Saccharomyces cerevisiae. Lors de dommage à l’ADN en début de phase S, les kinases du point de contrôle Mec1, Tel1 et Rad53 s’assurent de bloquer les origines tardives de réplication pour limiter le nombre de collisions potentiellement mutagéniques ou cytotoxiques entre les ADN polymérases et les lésions persistantes dans l'ADN. Lorsque la synthèse totale d’ADN est soudainement ralentie par le point de contrôle, l’accumulation d'un excès d'histones nouvellement synthétisées est néfaste pour les cellules car les histones libres se lient de manière non-spécifique aux acides nucléiques. L'un des mécanismes mis en place afin de minimiser la quantité d’histones libres consiste à réprimer la transcription des gènes d'histones lors d'une chute rapide de la synthèse d'ADN, mais les bases moléculaires de ce mécanisme étaient très mal connues. Notre étude sur la répression des gènes d’histones en réponse aux agents génotoxiques nous a permis d’identifier que les kinases du point de contrôle jouent un rôle dans la répression des gènes d’histones. Avant le début de mon projet, il était déjà connu que le complexe HIR est requis pour la répression des gènes d’histones en phase G1, G2/M et lors de dommage à l’ADN en phase S. Par contre, la régulation du complexe HIR en réponse au dommage à l'ADN n'était pas connue. Nous avons démontré par des essais de spectrométrie de masse (SM) que Rad53 régule le complexe HIR en phosphorylant directement une de ses sous-unités, Hpc2, à de multiples résidus in vivo et in vitro. La phosphorylation d’Hpc2 est essentielle pour le recrutement aux promoteurs de gènes d’histones du complexe RSC (Remodels the Structure of Chromatin) dont la présence sur les promoteurs des gènes d'histones corrèle avec leur répression. De plus, nous avons mis à jour un nouveau mécanisme de régulation du complexe HIR durant la progression normale à travers le cycle cellulaire ainsi qu'en réponse aux agents génotoxiques. En effet, durant le cycle cellulaire normal, la protéine Hpc2 est très instable durant la transition G1/S afin de permettre la transcription des gènes d’histones et la production d'un pool d'histones néo-synthétisées juste avant l'initiation de la réplication de l’ADN. Toutefois, Hpc2 n'est instable que pour une brève période de temps durant la phase S. Ces résultats suggèrent qu'Hpc2 est une protéine clef pour la régulation de l'activité du complexe HIR et la répression des gènes d’histones lors du cycle cellulaire normal ainsi qu'en réponse au dommage à l’ADN. Dans le but de poursuivre notre étude sur la régulation des histones, le chapitre III de ma thèse concerne l’analyse globale de l’acétylation des histones induite par les inhibiteurs d’histone désacétylases (HDACi) dans les cellules normales et cancéreuses. Les histones désacétylases (HDACs) sont les enzymes qui enlèvent l’acétylation sur les lysines des histones. Dans plusieurs types de cancers, les HDACs contribuent à l’oncogenèse par leur fusion aberrante avec des complexes protéiques oncogéniques. Les perturbations causées mènent souvent à un état silencieux anormal des suppresseurs de tumeurs. Les HDACs sont donc une cible de choix dans le traitement des cancers engendrés par ces protéines de fusion. Notre étude de l’effet sur l’acétylation des histones de deux inhibiteurs d'HDACs de relevance clinique, le vorinostat (SAHA) et l’entinostat (MS-275), a permis de démontrer une augmentation élevée de l’acétylation globale des histones H3 et H4, contrairement à H2A et H2B, et ce, autant chez les cellules normales que cancéreuses. Notre quantification en SM de l'acétylation des histones a révélé de façon inattendue que la stœchiométrie d'acétylation sur la lysine 56 de l’histone H3 (H3K56Ac) est de seulement 0,03% et, de manière surprenante, cette stœchiométrie n'augmente pas dans des cellules traitées avec différents HDACi. Plusieurs études de H3K56Ac chez l’humain présentes dans la littérature ont rapporté des résultats irréconciliables. Qui plus est, H3K56Ac était considéré comme un biomarqueur potentiel dans le diagnostic et pronostic de plusieurs types de cancers. C’est pourquoi nous avons porté notre attention sur la spécificité des anticorps utilisés et avons déterminé qu’une grande majorité d’anticorps utilisés dans la littérature reconnaissent d’autres sites d'acétylation de l’histone H3, notamment H3K9Ac dont la stœchiométrie d'acétylation in vivo est beaucoup plus élevée que celle d'H3K56Ac. De plus, le chapitre IV fait suite à notre étude sur l’acétylation des histones et consiste en un rapport spécial de recherche décrivant la fonction de H3K56Ac chez la levure et l’homme et comporte également une évaluation d’un anticorps supposément spécifique d'H3K56Ac en tant qu'outil diagnostic du cancer chez l’humain. / The chromatin is a complex structure and its plasticity is essential to complete different fundamental cellular processes such as DNA replication, transcription and repair. Furthermore, chromatin malfunction is often associated with cancer emergence. The focus of this thesis will be on the function and regulation of histones, as they are essential components of nucleosomes and they ensure proper chromatin formation. Chapter II of this thesis focuses on the transcriptional repression of histone genes by the HIR (HIstone gene Repressor) complex in response to DNA damage in Saccharomyces cerevisiae. When DNA damage occurs in early S phase, the DNA damage checkpoint kinases Mec1, Tel1 and Rad53 block late origins of replication to limit potentially mutagenic or cytotoxic collisions between DNA polymerases and remaining DNA lesions. When the total DNA synthesis rate drops suddenly in S- phase, following the checkpoint control activation, accumulation of newly synthesized histones becomes detrimental for the cells because free histones bind non-specifically to nucleic acids. One mechanism that contributes to a reduction in free histones at this time is the repression of histone gene transcription; however, the molecular basis of this repression was not known. Our study on histone gene repression in response to genotoxic agents allowed us to identify the checkpoint kinases as major players in the repression of histone genes. Before initiating this project, it was known that the HIR complex is required to repress histone genes in G1 and G2/M phases and during DNA damage. Nonetheless, HIR complex regulation was not well characterized. We demonstrated by mass spectrometry (MS) analyses that Rad53 regulates the HIR complex by directly phosphorylating one of its subunits, Hpc2, at many residues in vivo and in vitro. Hpc2 phosphorylation is essential to recruit the RSC complex (Remodels the Structure of Chromatin) to histone gene promoters where its presence correlates with histone gene repression. Moreover, we uncovered a novel mechanism for the HIR complex regulation during a normal cell cycle progression and in response to genotoxic agents. Indeed, during a normal cell cycle, the Hpc2 protein is very unstable at the G1/S transition to allow histone gene transcription and production of a pool of newly synthesized histones just before DNA replication initiation. These results suggest that Hpc2 is a key player in the regulation of HIR complex activity and can repress histone gene expression both during a normal cell cycle and in response to DNA damage. In order to pursue our study on histone regulation, chapter III of this thesis covers histone acetylation induced by histone deacetylase inhibitors (HDACi) in normal and cancer cells. Histone deacetylases (HDACs) are enzymes that remove acetyl groups from lysine residues on histones, condensing the chromatin and effectively repressing local transcription. Several types of cancers are characterized by epigenetic abnormalities and HDACs contribute to oncogenesis by aberrant fusion with oncogenic protein complexes. The disruptions often lead to an abnormal silent state of tumour suppressors. HDACs are then targets of interest in cancer treatment caused by those fusion proteins. Our study of the effects of two clinically relevant HDAC inhibitors, vorinostat (SAHA) and entinostat (MS-275) on acetylation of histones demonstrated an obvious increase of histones H3 and H4 acetylation, unlike histones H2A and H2B in both normal and cancer cells. Unexpectedly, our MS quantification of histone acetylation revealed that the stoichiometry of histone H3 lysine 56 acetylation (H3K56Ac) was only 0.03% and, surprisingly, this stoichiometry did not increase upon HDACi treatments. Several reported studies in the literature of H3K56Ac in humans are irreconcilable. Furthermore, H3K56Ac was considered as a potential biomarker in diagnosis and prognosis in many cancer types. Therefore we focussed on antibody specificity and determined that the majority of antibodies used in the literature recognize other acetylation sites in histone H3, especially H3K9Ac whose stoichiometry of acetylation in vivo is much higher than H3K56Ac. Additionally, chapter IV is a follow-up of our study on histone acetylation and consists of a special report describing the function of H3K56Ac in yeast and human and also contains an evaluation of a supposedly specific H3K56Ac antibody as a diagnostic tool in human cancers.

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