Würzburg, Univ., Diss., 2008

Mutationstests werden in vitro und in vivo durchgeführt. Insbesondere die phänotypselektiven Mutationstests sind meist beschränkt auf die Detektion von Mutationen im Exon und gegebenenfalls in Promotorregionen. Um zunächst die Datenlage zu den üblicherweise verwendeten in vitro Mutationstests zu erweitern und somit eine Bewertung der zu untersuchenden Substanz zu erleichtern, sollte eine Methode zur Erfassung des Mutationsspektrums etabliert und im Rahmen der Untersuchung des mutagenen Potentials des Lebensmittelinhaltsstoffes Irilon angewendet werden. Es wurde eine Methode entwickelt, welche die Sequenzierung eines jeden einzelnen im Hypoxanthin-Guanin-Phosphoribosyltransferase-Test enstandenen 6-Thioguanin-resistenten Mutanten erlaubt und somit auch Rückschlüsse auf Mechanismen der Mutationsentstehung zulässt. Im Rahmen der Untersuchung zum mutagenen Potential des Lebensmittelinhaltsstoffes Irilon, wurde zwar kein Unterschied in der Mutantenfrequenz, jedoch sehr wohl ein mit steigenden Deletionen und sinkenden Basenpaarsubstitutionen verändertes Mutationsspektrum detektiert. Die Auswertung des Mikrokerntests unterstützte die Annahme, dass Irilon Chromosomenmutationenen induziert. Zudem wies Irilon ein starkes aneugenes Potential auf. Im Gegensatz zu den phänotypselektiven Mutationstests weisen genotypselektive Tests hingegen theoretisch keine Limitierungen hinsichtlich der zu untersuchenden Zielsequenz und der Organwahl auf. Ein Vertreter der genotypselektiven Tests ist der Random Mutation Capture Assay, der 2005 von Bielas und Loeb für das Intron 6 des humanen TP53-Gens publiziert wurde. Ein weiteres Ziel dieser Arbeit war es zu untersuchen ob die Technik des Random Mutation Capture Assays auf die Ratte übertragbar und ob bzw.unter welchen Bedingungen die Bestimmung von spontanen und induzierten Mutationsfrequenzen in verschiedenen Zielsequenzen möglich ist. Deshalb wurden zunächst das für das Tumorsuppressor Protein 53 kodierenden Gen p53, die für die 18S ribosomale RNA kodierenden DNA und das mitochondriale Cytochrom b Gen als Zielsequenzen gewählt und deren Eignung für die Anwendung im Random Mutation Capture Assays geprüft. Für jede Zielsequenz wurden alle für die Durchführung des Random Mutations Capture Assays benötigten molekularen Werkzeuge unter optimierten PCR-Bedingungen hergestellt und verifiziert. Für die Quantifizierung der Gesamtkopiezahl wurde je Zielsequenz eine spezifische Echtzeit-PCR-Methode entwickelt, welche TaqMan®-Sonden-basiert ist. Nach Optimierung der PCR-Bedingungen wurden je Zielsequenz Wiederfindungen im angestrebten Bereich von ca. 90-100% mit Schwankungen von maximal 20% erreicht. Ausgenommen hiervon war die für die 18S ribosomale DNA kodierende Zielsequenz. Eine Änderung der Echtzeit-PCR-Bedingungen führte zu keiner praktikablen Methode. Daher war diese Zielsequenz, welche trotz geringer DNA-Mengen versprach mehr DNA Kopien zu erhalten und somit die Bestimmung von geringen Mutationsfrequenzen zu erleichtern, nicht im Random Mutation capture Assay anwendbar. Für die Wahl einer DNA-Isolierungsmethode wurden 5 Methoden hinsichtlich einer für die Mutationsfrequenz-Bestimmung ausreichenden Kopiezahlausbeute, der Reinheit und des Kosten-/Zeitaufwands verglichen. Mit zwei der fünf Methoden wurde aus 100 mg Gewebe die höchste nukleären Kopienzahl isoliert, ausreichend um Mutationsfrequenzen im Bereich 1-2*10-7/bp zu bestimmen. Um jedoch die erwarteten Mutationsfrequenzen im Bereich von 1-3*10-8/bp (Intron) bzw. 2-3*10-9/bp (Exon) zu detektieren, wären 2-3 g Gewebe bzw. 3 mg DNA notwendig. Auf Grund der anatomischen Organgewichte wäre die Durchführung des nukleären Random Mutation Capture Assays somit auf vereinzelte Organe wie Leber, Dünndarm und Gehirn beschränkt. Zudem bestanden mit der Hybridisierung und dem Uracil-DNA-Glycosylase-Verdau zwei zusätzliche kritische Punkte, welche zu einer Minimierung der Kopiezahl oder einer fehlerhaften Einschätzung der Mutationsfrequenz führen können. Aus diesen Gründen wurde eine Entwicklung des Random Mutation Capture Assays für die Zielsequenz im p53-Gen verworfen. Die Kopiezahlausbeuten der mitochondrialen DNA waren ab 50 mg Gewebeeinsatz bei jeder der 5 untersuchten Methoden ausreichend zur Bestimmung einer angestrebten Spontanmutationsfrequenz zwischen 6-100*10-7/bp. Bei Gewebemengen unter 50 mg erwies sich die Aufarbeitung mit DNAzol® auf Grund zu niedriger Kopiezahlausbeuten als ungeeignet. In dieser Arbeit wurde nachfolgend die Phenol-Chloroform-Extraktion nach Vermulst et al (2008) verwendet. Im Rahmen der Etablierung der PCR zur Erfassung der Anzahl mutierter Kopien (Mutations-PCR) wurde ein Mutanten-Standard zur Anwendung als Positivkontrolle in PCR und Agarose-Gelelektrophorese hergestellt, verifiziert und fluorimetrisch quantifiziert. Wiederfindungsexperimente bestätigten, dass mit der etablierten Mutations-PCR eine einzelne Kopie amplifizier- und detektierbar ist. Um eine Auswertung einer Sequenzierung hinsichtlich Anzahl der Mutanten als auch der Sequenz an sich zu gewährleisten, wurde der akzeptierte Bereich an detektierten 1-19 (80 Reaktionen) gesetzt. Nachfolgend wurde in der gesunden Leber von männlichen und weiblichen Ratten erfolgreich die mitochondriale Spontanmutationsfrequenz mit dem entwickelten Random Mutation Capture Assay bestimmt. Diese betrug innerhalb einer mitochondrialen DNA-Lösung 3,2 ± 3,1 *10-6/bp (Median 2,7). Die Mutationsfrequenzen von 3 unabhängigen mitochondrialen DNA-Lösungen -isoliert aus demselben Organpulver- betrugen durchschnittlich 11,5 ± 8,6 *10-6/bp (Median 8,0) und waren somit ca. 3-mal höher. Ein Vergleich zwischen den Mutationsfrequenzen der männlichen und weiblichen Tiere resultierte in mitochondrialen Mutationsfrequenzen zwischen 1,6-34,4 *10-6/bp (männlich) und 3,0-12,9 *10-6/bp (weiblich), wobei zwischen männlichen und weiblichen Tieren kein statistischer Unterschied bestand (Mann-Whitney-Test; p<0,05). Um zu prüfen, ob die Mutationsraten bestimmt mit dem mitochondrialen Random Mutation Capture Assay und einem phänotypselektiven Mutationstest zu gleichem Maße auf ein mutagenes Potential hinweisen, wurde als nächstes der phänotypselektive Hypoxanthin-Guanin-Phosphoribosyltransferase-Test für normale Nierenepithelzellen der Ratte (NRK-Zelllinie) entwickelt. Nach einer 24 h Inkubation mit 0,1 µM 4-Nitrochinolin-1-oxid, einem bekannten Adduktbildner, stieg die Mutationsfrequenz im Exon des Hypoxanthin-Guanin-Phosphoribosyltransferase-Gens um den Faktor 5 im Vergleich zur Lösemittelkontrolle an. Mit Hilfe des entwickelten Random Mutation Capture Assays wurde in der DNA -isoliert zum Zeitpunkt der Selektion- eine dreifache Steigerung der Mutationsfrequenz im mt-Cytb-Gen detektiert. Somit war mit beiden Tests eine Erhöhung der Mutationsfrequenz in der gleichen Größenordnung detektierbar, wobei der phänotypselektive Mutationstest sensitiver war. Nachdem die Mutations-PCR ca. 1,5 Jahren angewendet wurde, stieg innerhalb von 4 Monaten unabhängig von der verwendeten Templatkonzentration sowohl die Häufigkeit der detektierten Schmierbanden als auch die des DNA hang up an. In 7 Mutations-PCRs, welche nach diesen Phänomenen nur mit Blindwerten durchgeführt wurden, lag der Anteil an detektierten DNA-Schmierbanden pro Mutations-PCR zwischen 25,0% und 38,8%, der des DNA hang up zwischen 17,5% und 48,8%. Das war häufiger als in Reaktionen mit Templat; ein Hinweis dafür, dass das Vorliegen von Templat Nebenreaktionen zu einem gewissen Grad verdrängte und dass die unspezifische Amplifizierung am Mastermix der Mutations-PCR lag. Eine Änderung von chemischen oder physikalischen Parametern innerhalb der PCR-Reaktion führte zu keiner Reduktion der Nebenprodukte. Somit war der für das mitochondriale Cytochrom b-Gen entwickelte Random Mutation Capture Assay nicht robust gegenüber Nebenreaktionen und ist daher nicht für einen routinemäßigen Einsatz geeignet. Zusammenfassend war eine Entwicklung der Primer und der molekularen Werkzeuge des Random Mutation Capture Assays vom Mensch auf Ratte mit allen drei gewählten Zielsequenzen möglich. Im Rahmen der Experimente zeigte sich, dass die Kopiezahl-PCR der Zielsequenz in der 18S ribosomale RNA kodierenden DNA nicht praktikabel und eine Bestimmung der Mutationsfrequenzen für das Tumorsuppressor Protein 53 kodierenden Gen p53 nur unter Berücksichtigung einer eingeschränkten Organauswahl möglich war. Für die Zielsequenz des mitochondrialen Cytochrom b Gens war der Random Mutation Capture Assay durchführbar. Allerdings erwies sich die Mutations-PCR als instabil. Folglich ist eine Bestimmung von Mutationsfrequenzen mit dem Random Mutation Capture Assay in Rattus norvegicus nur sehr begrenzt möglich. / Mutation tests are performed in vitro and in vivo. Especially, the phenotype-selective mutation tests are often limited to the detection of mutations in the exon and possibly promoter regions. In order to increase the number of data on the commonly used in vitro mutation tests and thus to facilitate an assessment of the substance to be examined, a method for detecting the mutational spectra should be established and used within the investigation of the mutagenic potential of the food ingredient irilone. A method which allows the sequencing of each individual 6-thioguanine-resistant mutant formed in the hypoxanthine-guanine phosphoribosyltransferase assay has been developed, making it possible to draw conclusions about the mechanism of mutation formation. Although no difference in the mutant frequency was detected in the study on the mutagenic potential of the food ingredient irilone, an alterd mutation spectrum with increasing deletions and decreasing base pair substitutions was detected. The evaluation of the micronucleus test supported the assumption that irilone induces chromosome mutations. In addition, irilone had a strong aneugene potential. In contrast to the phenotype-selective mutation tests, genotype-selective tests theoretically have no limitations regarding the target sequence or organ selection. One representative for a genotype-selective test is the Random Mutation Capture Assay, published in 2005 by Bielas and Loeb for the intron 6 of the human TP53 gene. Thus, the next aim of this work was to investigate whether the technique of Random Mutation Capture Assay is transferable to the genome of the rat and whether or more specifically under which conditions the determination of spontaneous and induced mutation frequencies in different target sequences is possible. Therefore, the p53 tumor suppressor protein p53 gene, the 18S ribosomal RNA encoding DNA and the mitochondrial cytochrome b gene were selected as target sequences. Then their suitability for use in the Random Mutation Capture Assay was analyzed. For each target sequence, all molecular tools needed to perform the Random Mutation Capture Assay were prepared and verified under optimized PCR conditions. For the quantification of the total copy number, a specific TaqMan® real-time PCR method was developed for each target sequence. After optimization of the PCR conditions, recoveries in the desired range of about 90-100% with variations of a maximum of 20% were achieved per target sequence., except the target sequence coding for the 18S ribosomal DNA. Changing the real-time PCR conditions did not lead to any practicable method. Therefore, this target sequence, which promised to obtain more DNA copies despite lower DNA levels and thus facilitate the determination of low mutation frequencies, was not applicable in Random Mutation Capture Assay. To make a choice regarding a DNA isolation method, 5 methods were compared with respect to the copy number, purity and the cost / time effort, sufficient for the mutation frequency determination. With two of these five methods it was possible to isolate a sufficient number of nuclear copies from 100 mg of tissue to determine mutation frequencies in the range 1-2*10-7 / bp. However, to detect the expected mutation frequencies in the range of 1-3*10-8 / bp (intron) and 2-3*10-9 / bp (exon), 2-3 g of tissue or 3 mg of DNA would be necessary. Due to the anatomical organ weights, the implementation of the nuclear Random Mutation Capture Assay would be limited to individual organs such as liver, small intestine and brain. In addition, hybridization and uracil-DNA glycosylase digestion gave rise to two additional critical points that could lead to a minimization of copy number or a misjudgment of the mutation frequency.For these reasons, development of the Random Mutation Capture Assay for the target sequence in the p53 gene was discarded. Using at least 50 mg of tissue, the copy number yields of mitochondrial DNA were sufficient to determine a desired spontaneous mutation frequency between 6-100*10-7 / bp in each of the 5 investigated methods. For tissue levels below 50 mg, preparation with DNAzol® was unsuitable due to low copy number yields. In this work, the phenol-chloroform extraction according to Vermulst et al (2008) was used. During the establishment of the PCR detecting the number of mutated copies (mutation PCR), a mutated standard used as a positive control in PCR and agarose gel electrophoresis was prepared, verified and fluorometrically quantified. Recovery experiments confirmed that a single copy can be amplified and detected using the established mutation PCR. In order to ensure a sequencing evaluation with respect to the number of mutants as well as the sequence itself, the accepted range of detected mutants was set to 1-19 (80 reactions). Next, the mitochondrial spontaneous mutation frequency was successfully determined in healthy livers of male and female rats using the developed Random Mutation Capture Assay. The mutations frequency of a mitochondrial DNA solution was 3.2 ± 3.1 * 10-6 / bp (median 2.7). The mutation frequencies of 3 independent mitochondrial DNA solutions isolated from the same organ powder were on average 11.5 ± 8.6 * 10-6 / bp (median 8.0) and thus were about 3 times higher. A comparison between the mutation frequencies of the male and female animals resulted in mitochondrial mutation frequencies between 1.6-34.4 * 10-6 / bp (male) and 3.0-12.9 * 10-6 / bp (female). There was no statistical difference between male and female animals (Mann-Whitney test, p <0.05). To test whether the mutation rates determined by the mitochondrial Random Mutation Capture Assay and a phenotype-selective mutation test indicate a mutagenic potential to the same extent, the phenotype-selective hypoxanthine-guanine phosphoribosyltransferase test for normal renal epithelial cells of the rat (NRK cell line) was developed. After a 24 h incubation with 0.1 μM 4-nitroquinoline-1-oxide, a known adduct former, the mutation frequency in the exon of the hypoxanthine-guanine phosphoribosyltransferase gene increased by a factor of 5 compared to the solvent control. Using the developed Random Mutation Capture Assay, a threefold increase in the mutation frequency in the mitochondrial Cytochrome b gene was detected in the DNA isolated at the time of selection. Thus, both tests showed an increase in the mutation frequency of the same order of magnitude, with the phenotype-selective mutation test being more sensitive. After the mutation PCR was applied for about 1.5 years, the frequency of the detected smear bands as well as that of the DNA hang up increased regardless of the template concentration used. In 7 mutation PCRs, which were performed after these phenomena only with blank values, the proportion of detected DNA smear bands per mutation PCR was between 25.0% and 38.8%, that of the DNA hang up between 17.5% and 48.8%. This was more often than in reactions with template -an indication that the presence of template displaced side reactions to a certain extent and that the non-specific amplification was due to the master mix of the mutation PCR. Changing chemical or physical parameters within the PCR reaction did not result in a reduction of the by-products. Thus, the Random Mutation Capture Assay developed for the mitochondrial cytochrome b gene was not robust to side reactions and is therefore not suitable for routine use. In summary, it was possible to develop the primers and the molecular tools of Random Mutation Capture Assay with all three selected target sequences of the rat genome. The experiments showed that the copy number PCR of the target sequence in 18S ribosomal RNA-encoding DNA was impractical and determination of the mutation frequencies for the tumor suppressor protein 53-encoding gene p53 was only possible with limited organ selection. For the target sequence of the mitochondrial cytochrome b gene, the Random Mutation Capture Assay was feasible. However, the mutation PCR proved unstable. Consequently, determination of mutation frequencies with the Random Mutation Capture Assay in Rattus norvegicus is very limited.

Foamyviren (FVs) sind die genetisch stabilsten Viren der Retrovirus-Familie. Dies steht im Gegensatz zur Fehlerrate, die für die rekombinante FV Reverse Transkriptase (RT) gefunden wurde. Um die Genauigkeit der FV Genomreplikation in vivo zu ermitteln, analysierten wir das Auftreten von Mutationen nach FV-Vektortransfer in einer einzigen Replikationsrunde. Die Sequenzanalyse von mehr als 90000 Nukleotiden ergab 39 Mutationen. Dies entspricht einer Fehlerrate von ungefähr 4 x 10-4 pro Base und Replikationszyklus, wobei alle Mutationen Transitionen von G zu A waren. Eine schwache Expression von APOBEC-Enzymen in den vektorproduzierenden Zellen konnte als wahrscheinlichste Ursache für diesen Typ an Mutationen nachgewiesen werden. Das akzessorische FV Bet Protein wirkt APOBEC entgegen. Kotransfektion von Zellen mit einem bet-Expressionsplasmid resultierte in einer signifikanten Reduktion an Mutationen bei über 170000 zusätzlich sequenzierten Basen. Zwei Mutationen konnten nicht der APOBEC-Aktivität zugeschrieben werden, deshalb postulieren wir eine idealisierte FV-Mutationsrate von angenähert 7,5 x 10-6 pro Base und Replikationszyklus. Im Gegensatz zu in vitro-Analysen wurde nur eine einzige Deletion und keine Insertion bei mehr als 260000 sequenzierten Basen identifiziert. Die Analyse der Rekombinationsrate von FV-Vektorgenomen ergab mehr als ein zusätzliches Template-Switching-Ereignis pro reverser Transkription. Wir konnten auch zeigen, dass ein bestimmtes FV-Partikel in der Lage zum Crosstransfer eines heterologen FV-Genoms ist, jedoch mit einer reduzierten Effizienz als bei Verwendung des homologen Vektors. Zusammenfassend zeigen unsere Ergebnisse einerseits, dass das Kopieren des FV-Genoms mit höherer Genauigkeit geschieht als bisher angenommen, auf der anderen Seite ist Rekombination bei FV-Genomen wahrscheinlich. / Foamy viruses (FVs) are the genetically most stable viruses of the retrovirus family. This contrasts to the error rate found for recombinant FV reverse transcriptase (RT). To investigate the accuracy of FV genome copying in vivo we analyzed the occurrence of mutations after a single round of FV vector transfer. Sequence analysis of more than 90,000 nts revealed 39 mutations. This corresponds to an error rate of approx. 4 x 10-4 per site and replication cycle. All mutations were transitions from G to A. A residual expression of APOBEC enzymes in vector producer cells was found to be likely responsible for this type of mutation. The accessory FV Bet protein is implicated to counteract APOBEC. Cotransfection of cells with a bet expression plasmid resulted in a significant drop of mutations among over 170,000 additional sequenced bases. Since two mutations were not correlated to APOBEC activity, we postulate an idealized FV mutation rate of close to 7.5 x 10-6 per site and replication cycle. In contrast to in vitro studies only one deletion and no insertion was identified among the more than 260,000 sequenced bases. Analysis of the recombination frequency of FV vector genomes revealed more than one additional template-switching event per reverse transcription. We also show that a given FV particle is able to cross-transfer a heterologous FV genome, although at reduced efficiency than the homologous vector. Taken together, our results indicate that FV genome copying is of higher accuracy than thought previously. On the other hand recombination among FV genomes appears to be likely.

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