Die Haplotypspezifische Extraktion (HSE) bietet für die Analyse von männlichen Mischprofilen einen neuen und direkteren Lösungsansatz, in dem die haploiden Y-chromosomalen DNS-Komponenten der einzelnen Individuen bereits vor der Analyse der individual spezifischen Marker separiert werden können und dadurch eine wirkliche physische Trennung erreicht wird. Die HSE verwendet Y-chromosomalen SNPs für die Erstellung allelspezifische Extraktionssonden, die nun gezielt nur die Marker der extrahierten DNS Komponente bzw. einer Person separieren sollen. Dabei werden im Hybridisationsschritt der HSE selektive nur komplett hybridisierte Sonden durch eine Polymerase verlängert. Während der Elongation erfolgt eine Biotinylierung des neu entstehenden Stranges, welcher dann selektiv durch Streptavidin markierte Eisenkügelchen extrahiert werden kann. Erste Durchführungen einer HSE zeigten nur eine sehr schwache bis keine Anreicherung. Während der Optimierung verschiedener Parameter wurde die Schlüsselstellung des Sondendesigns in der HSE-Technik deutlich. Die Ergebnisse zeigten, dass die neu entwickelten Sonden den Trennungserfolg der Mischprobe enorm verbessern und in einigen Fällen sogar zum Ausschluss des konkurrierenden Allels führten. Ein Vergleich der HSE Ergebnisse mit den simulierten Sondenparametern der getesteten Sonden ergab, dass der Extraktionserfolg der Sonde maßgeblich durch das Zusammenspiel von Sondenlänge und GC-Gehalt bestimmt wird. Durch dieses neu gewonnene Verständnis über den Einfluss der einzelnen Sondenparameter auf den Trennungserfolg der Mischprobe, können für künftige HSE Anwendungen Sonden effizienter erstellt und deren Wirksamkeit vorhergesagt werden. Zusätzlich konnte das neu entwickelte Vorhersage-Model der Sondenspezifität auch für weitere Extraktionsorte außerhalb des Y-Chromosoms bestätigt werden. Weiterhin konnte durch die Kombination verschiedener Sonden in einer Multiplex HSE mehrerer Y-chromosomaler Marker gleichzeitig getrennt. / Haplotype-specific extraction (HSE) allows the separation of diploid samples in their haploid components and offers in forensic a new straight forward method to separate Y-chromosomal mixed profiles, consisting of haplotype markers like short tandem repeats (STRs). The advantage of the HSE approach in mixture analysis is the real physical separation of the individual DNA components before the amplification of the STR markers. In order to use the HSE technique for the separation of male DNA mixtures, Y-chromosomal extraction probes were designed to single nucleotide polymorphisms (SNPs), which have been specific for one contributor of the male DNA mixtures. During extraction only complete matched probes are extended by a polymerase which results in the incorporation of biotinylated nucleotides. The synthesized and biotin labeled strand is separated by streptavidin coated magnetic beads. Finally, samples were analyzed by PCR coupled capillary electrophoresis for the detection of the extracted STR markers. First tests of a Y-chromosomal specific extraction showed only little till no enrichment of the targeted alleles. Therefore optimization tests of different parameters were carried out, which revealed the probe design as the key factor of successful HSE. A comparison between simulated probe parameters and their extraction success in HSE showed that the HSE probe efficiency mainly depends of the relation of probe length and GC-contents. Because of the new gained knowledge about the influence of the probe-design on the separation success, probes for future HSE application can be developed faster and cost-effective. The new prediction model for probe-specificity was also successful tested for the extraction of other genome-loci. Furthermore, a multiplex HSE approach was used to separate several STR markers simultaneously in one extraction reaction and therefore achieved the separation of one contributor Y-chromosomal haplotype.

Der Gen-Knockdown mittels RNAi hat sich als essentiell erwiesen, um Inhibitoren der induzierten Transdifferenzierung in C. elegans zu identifizieren (Tursun et al., 2011). Bakterienstämme, die dsRNA exprimieren, das die Expression spezifischer Gene mindert, können dem Wurm direkt zugefüttert werden, um einen genomweiten RNAi-screen der insgesamt 20.000 Gene in C. elegans durchzuführen. Allerdings werden die meisten biologischen Prozese durch mehr als ein Gen reguliert, was den Bedarf nach einer Methode generiert, die es erlaubt, zwei oder mehr Gene gleichzeitig herunter zu regulieren, um die Steuerung biologischer Prozesse studieren zu können. Die derzeitig vorhandenen Methoden liefern entweder nicht reproduzierbare Ergebnisse oder sind nicht skalierbar. Wir nutzen baktierelle Konjugation, die es durch ein konjugatives Plasmid ermöglicht Bakterienzellen zu generieren, die zwei verschiedene RNAi-Plasmide enthalten. Das Ziel war es, modifizierte RNAi-Donor-Plasmide mittels bakterieller Konjugation an eine Vielzahl anderer Bakterienzellen zu übertragen, die bereits ein anderes RNAi-Plasmid enthalten und dies dann im Hochdurchsatzverfahren durchführen zu können. Um Enhancer induzierter Expression von unc-25::gfp in der Keimbahn, ermöglicht durch den Knockdown des Histonchaperons LIN-53 (RbAp46/48 in Menschen), zu finden, wurden RNAi-Klone generiert, die gleichzeitig lin-53 als auch eines von insgesamt 800 verschiedenen Chromatin-bezogenen Gene herunter regulieren. Dabei identifizierten wir RBBP-5, Mitglied des Set1/ MLL-Methyltransferase-Komplexes, als neuen Barrierefaktor der induzierten Transdifferenzierung. RBBP-5 agiert dabei mutmaßlich parallel zu LIN-53. Doppelte RNAi, ermöglicht durch bakterielle Konjugation, erlaubt den simultanen Knockdown zweier oder mehr Gene, um genetische Interaktionen studieren zu können und erweitert damit die Einsatzmöglichkeiten von RNAi-Screens, um untereinander verbundene biologische Prozesse zu studieren. / The knock down of genes by RNAi has been fundamental to identify inhibitors of induced cell transdifferentiation in C. elegans (Tursun et al., 2011). Bacteria strains expressing dsRNA that target specific genes can be fed to the worm allowing straightforward whole-genome RNAi screens of the 20,000 genes in theC. elegans genome. However, many biological processes are regulated by more than one gene raising the need for simultaneous knock down of two or more genes to more fully interrogate the regulation of complex biological processes. Two approaches are currently available for double RNAi knockdown, − two bacteria strains expressing specific dsRNA can be mixed and grown together and fed simultaneously, which gives highly variable results. Alternatively, a new bacterial clone can be generated carrying a plasmid on which two RNAi targets of interest are 'stitched' together, which is not scalable. To address this challenge, we have developed a protocol using bacterial conjugation mediated by the 'Fertility Factor' (F) Episome in order to combine two different RNAi plasmids in a single bacterium. The objective was to be able to transfer a single RNAi plasmid to a large number of bacterial cells carrying different RNAi clones in one step in a high-throughput manner for large scale 'double' or even 'triple' RNAi screens. To find enhancers of induced unc-25::gfp expression in the germ line enabled by the depletion of histone chaperone LIN-53 (RbAp46/48 in humans), double RNAi clones targeting lin-53 and a total of 800 chromatin-related genes were generated and screened. We identified the Set1/MLL methyltransferase complex member RBBP-5 as a novel reprogramming barrier that putatively acts in a parallel pathway to LIN-53. Double RNAi by conjugation permits to reliably knock down two genes simultaneously in order to study genetic interactions at a genome-wide level, thus further increasing the versatility of RNAi screens to investigate interconnected biological processes.

Die Modifikation von Genen ist in den molekularen Biowissenschaften ein fundamentales Werkzeug, um die Funktion von Genen zu studieren (Reverse Genetik). Diese Arbeit hat erfolgreich Zinkfinger- und CRISPR/Cas9-Nukleasen für die Verwendung in C. reinhardtii etabliert, um Gene im Kerngenom gezielt auszuschalten und präzise zu verändern. Basierend auf vorausgegangener Arbeit mit Zinkfingernukleasen (ZFN) konnte die Transformationseffizienz um das 300-fache verbessert werden, was die Inaktivierung von Genen auch in motilen Wildtyp-Zellen ermöglichte. Damit war es möglich, die Gene für das Kanalrhodopsin-1 (ChR1), Kanalrhodopsin-2 (ChR2) und das Chlamyopsin-1/2-Gen (COP1/2) einzeln und gemeinsam auszuschalten. Eine Analyse der Phototaxis in diesen Stämmen ergab, dass die Phototaxis durch Inaktivierung von ChR1 stärker beeinträchtigt ist als durch Inaktivierung von ChR2. Um das CRISPR/Cas9-System zu verwenden, wurden die Transformationsbedingungen so angepasst und optimiert, dass der Cas9-gRNA-Komplex als in vitro hergestelltes Ribonukleoprotein in die Zellen transformiert wurde. Um die Bedingungen für präzise Genmodifikationen zu messen und zu verbessern, wurde das SNRK2.2-Gen als Reportergen für eine „Blau-Grün Test“ etabliert. Kleine Insertionen von bis zu 30 bp konnten mit kurzen Oligonukleotiden eingefügt werden, während größere Reportergene (mVenus, SNAP-Tag) mithilfe eines Donor-Plasmids generiert wurden. In dieser Arbeit konnten mehr als 20 nicht-selektierbare Gene – darunter 10 der 15 potenziellen Photorezeptorgene – mit einer durchschnittlichen Mutationsrate von 12,1 % inaktiviert werden. Insgesamt zeigt diese Arbeit in umfassender Weise, wie Gen-Inaktivierungen und Modifikationen mithilfe von ZFNs und des CRISPR/Cas9-Systems in der Grünalge C. reinhardtii durchgeführt werden können. Außerdem bietet die Sammlung der zehn Photorezeptor-Knockouts eine aussichtsreiche Grundlage, um die Vielfalt der Photorezeptoren in C. reinhardtii zu erforschen. / Gene editing is a fundamental tool in molecular biosciences in order to study the function of genes (reverse genetics). This study established zinc-finger and CRISPR/Cas9 nucleases for gene editing to target and inactivate the photoreceptor genes in C. reinhardtii. In continuation of previous work with designer zinc-finger nucleases (ZFN), the transformation efficiency could be improved 300-fold, which enabled the inactivation of genes in motile wild type cells. This made it possible to disrupt the Channelrhodopsin-1 (ChR1), Channelrhodopsin-2 (ChR2) and Chlamyopsin-1/2 (COP1/2) genes individually and in parallel. Phototaxis experiments in these strains revealed that the inactivation of ChR1 had a greater effect on phototaxis than the inactivation of ChR2. To apply the CRISPR/Cas9 system, the transformation conditions were adapted and optimized so that the Cas9-gRNA complex was successfully electroporated into the cells as an in vitro synthesized ribonucleoprotein. This approach enabled gene inactivations with CRISPR/Cas9 in C. reinhardtii. In order to measure and improve the conditions for precise gene modifications, the SNRK2.2 gene was established as a reporter gene for a ‘Blue-Green test’. Small insertions of up to 30 bp were inserted using short oligonucleotides, while larger reporter genes (mVenus, SNAP-tag) were integrated using donor plasmids. Throughout this study, more than 20 non-selectable genes were disrupted, including 10 of the photoreceptor genes, with an average mutation rate of 12,1 %. Overall, this work shows in a comprehensive way how gene inactivations and modifications can be performed in green alga C. reinhardtii using ZFNs or CRISPR/Cas9. In addition, the collection of the ten photoreceptor knockouts provides a promising source to investigate the diversity of photoreceptor genes in C. reinhardtii.