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Chlamydia trachomatis ist ein obligat intrazelluläres Humanpathogen, welches sich, nach der Einnistung in seiner Wirtszelle, innerhalb einer membranumhüllten Vakuole, der sogenannten Inklusion, befindet. Die Inklusionsmembran stellt dabei die primäre Kontaktfläche für Pathogen–Wirtszell-Interaktionen dar und definiert dadurch die Nische, in welcher sich die Bakterien vermehren können. Zum ersten Mal beschreiben wir in dieser Arbeit die Isolation und biochemische Charakterisierung der Inklusion von C. trachomatis, mittels herkömmlicher Organellaufreiniungsverfahren und massenspektrometrischer Proteomanalyse an einem zentralen Zeitpunkt der Infektion. Die relative Quantifizierung von Proteinen mittels stabiler isotopenmarkierter Aminosäuren in Zellkultur (SILAC) und die zusätzliche markierungsfreie Quantifizierung erlaubten uns die Darstellung dieses subzellulären Proteoms mit hohem Konfidenzniveau. Mithilfe dieser Methoden haben wir über dreihundert Wirtszellproteine identifiziert und quantifiziert, welche noch nicht als inklusionslokalisiert bekannt waren. Die globale Analyse dieser Daten bestätigte die Rekrutierung vieler Proteine, welche in verschiedenen Membrantransportwegen involviert sind. Zudem fanden sich viele Proteine des retrograden Transportweges, welcher bislang nicht im Zusammenhang mit Chlamydien-Infektionen untersucht wurde. Die detaillierte Analyse dieser Proteine zeigte, dass Sorting Nexine sehr spezifisch zur Inklusion rekrutiert werden. Zudem haben wir mithilfe des unlängst beschriebenen Inhibitors Retro-2 gezeigt, dass retrograder Transport essenziell für die effiziente intrazelluläre Replikation von C. trachomatis ist. Zusammengefasst haben wir eine große Anzahl zuvor unbekannter inklusionsassoziierter Proteine identifiziert und quantifiziert, und auf Basis unserer Daten schlagen wir den retrograden Transportweg als neues Potenzielles Angriffsziel von Therapeutika zur Behandlung von C. trachomatis Infektionen vor. / Chlamydia trachomatis is an obligate intracellular human pathogen which, after invasion of its host cell, resides within a membrane bounded vacuole called the inclusion. The inclusion membrane represents the main host-pathogen interface of Chlamydiae and thereby defines the environment in which the bacteria thrive. Here we describe for the first time the isolation and biochemical characterization of the mid-infection inclusion of C. trachomatis using mass spectrometry based proteomics in combination with traditional organelle purification techniques. Relative quantification by Stable isotope labeling by amino acids in cell culture (SILAC) and additional label free quantification allowed the generation of a high confidence subcellular proteome. Using this approach, we were able to identify and quantify over three hundred host cell proteins that were not reported previously to be inclusion localized. By analyzing the obtained data on a global scale, we were able to confirm previous reports on the recruitment of proteins implied in several membrane trafficking pathways. Detailed analysis of proteins identified to be involved in retrograde trafficking, a pathway that has not been described previously in the context of chlamydial infections, showed that sorting nexins are specifically recruited to the inclusion. We furthermore identified retrograde trafficking to be essential for the efficient intracellular replication of C. trachomatis using the recently described inhibitor Retro-2, which drastically reduced bacterial progeny formation upon treatment. Taken together, we identified and quantified a large number of previously unknown inclusion associated proteins, and we propose retrograde trafficking as a novel potential drug target for the treatment of infections with C. trachomatis.

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