De nombreuses bacteries pathogènes sont capables d'affecter les programmes transcriptionnels de la cellule hôte pendant l'infection. Cependant, les mécanismes contrôlant ce processus restent largement méconnus. En investigant les effets de la Listerai monocytogenes sur les modifications des histones de l'hôte, nous avons mis en évidence un nouveau mecanisme de régulation de transcription nécessaire pour la répression de certains gènes, pendant l'infection. Lors de l'infection par L. monocytogenes, le facteur de virulence sécrété, InlB, se lie au récepteur c-Met et active la signalisation par les intermédiaires PI3K et Akt. cette plateforme de signalisation est nécessaire pour la relocalisation de la deacetylase d'histone, SIRT2, au noyau et l'association à la chromatine.En caractérisant me mécanisme gouvernant la relocalisation nucléaire de SIRT2 lors de l'infection, nous avons démontrés que SIRT2 subit une modification post-traductionnelle. SIRT2 est déphosphorylée à un nouveau site de phosphorylation localisé à la partie terminale de la protéine. SIRT2 est recrutée au site de démarrage de la transcription des gènes réprimés lors de l'infection menant à la deacetylation de H3K18 et la répression transcriptionnelle. Nous avons mis en évidence que SIRT2 est détournée par L. monocytogenes et provoque une croissance des bactéries intracellulaires. Ces résultats démontrent un clef de SIRT2 en provoquant la deacetylation de H3K18 mors de l'infection et dévoilent un nouveau mécanisme imposée par les bactéries pathogènes dans le but de reprogrammer la cellule hôte. / Bacterial pathogens dramatically affect host cell transcription programs for their own profit, however the underlying mechanism in most cases remain elusive. While investigating the effects of listeria monocytogenes on histone modifications, we discovered a new transcription regulatory machanism by which the expression of genes is repressed, during infection. Upon infection by L. monocytogenes, the secret virulence factor, InlB, binds the c-Met receptor and activates signaling through PI3K/Akt. This signaling platform is necessary for causing the relocalization of the histone deacetylase, SIRT2, to the nucleus and associating to chromatin.In characterizing the mechanism governing SIRT2 nuclear relocazing during infection, our results have demonstrated that SIRT2 undergoes a post-translational modification. SIRT2 undergoes dephosphorylation at a novel N-terminal phospho-site. SIRT2 is recruiter to the transcription star sites of genes repressed during inection leading to H3K18 deacetylation and transcriptional repression.finnaly, my results demonstrate that SIRT2 is hijacked by L monocytogenes and promotes an increase in intracellular bacteria. Together, these data uncover a key role for SIRT2 mediated H3K18 deacetylation during infection and characterize a novel mechanisme imposed by a pathogenic bacteriomto reprogram the host cell.

Meloidogyne incognita est le nématode causant le plus de dégâts en agriculture. Sa particularité est d'être un organisme à reproduction asexuée obligatoire. Une femelle engendre des clones a priori 100% identiques génétiquement. Pourtant, M. incognita est capable de faire preuve d'une grande plasticité phénotypique lui permettant de répondre à de nouveaux environnements. Un exemple est le déterminisme du sexe, un phénotype lié aux conditions environnementales et semblant impliquer des régulations chromatiniennes. Un autre exemple est la capacité à contourner les résistances des plantes (virulence), un caractère héréditaire mais non-Mendelien. Dans le cadre de cette thèse, j'ai cherché à tester l'implication des mécanismes épigénétiques dans la plasticité phénotypique en absence de sexe de M. incognita. A ces fins, j'ai évalué la conservation des mécanismes épigénétiques chez les nématodes à galles. Cette approche a permis de pointer que les mécanismes connus chez C. elegans sont conservés chez les nématodes parasites de plantes. Puis, une méthodologie de ChIP-seq a été mise en place afin de comparer les profils d'accumulation des marques d'histones chez M. incognita au cours de la réponse aux conditions environnementales. Cette stratégie a permis la mise en évidence 1- de patrons d'histones modifiées marquant le développement du parasite et 2- de régions génomiques comportant plus de 300 gènes dont des candidats facteurs d'avirulence déjà décrits dans la littérature spécifiquement perdue entre M. incognita (a)virulents. Ces travaux de thèse présentent un intérêt fondamental sur la compréhension de l'évolution d'un organisme en absence de reproduction sexuée. / Meloidogyne incognita is the most damaging plant-parasitic nematode in agriculture. M. incognita reproduces in an asexual way by obligatory parthenogenesis. Genetically identical individuals develop from females and form clonal populations. Although these clones share the same genetic heritage, modifications of their phenotype can be observed when they are exposed to unfavorable environments. This phenotypic plasticity is characterized through two phenotypes of interest: sex-differentiation and virulence (i.e. capacity to parasite a resistant crop). Sex-differentiation varies among environmental conditions and was reported to be linked to decondensed chromatin regions. Virulence is an heritable character transmitted in a non-Mendelian way. Our study focuses on identifying the role of epigenome in the generation of phenotypic variability. To this end we detailed the presence of proteins involved in epigenetic regulations in Meloidogyne spp. We also developed a ChIP-seq assay to compare histone modifications between different developmental stages and between virulent and avirulent parasites. Our results allow to detect specific histone patterns associated with M. incognita development. These results lead us to propose a model that could explain sex determination in M. incognita. We also could link virulence acquisition with the loss of some specific genomic regions that contains more than 300 genes including already described potential avirulence factors. This study opens the way for analyzing the role of epigenetic mechanisms at a whole genome scale, and allows to identify novel biological processes involved in phenotypic variation in asexual organisms.

Background: Histone modifications play an important role in gene regulation. Their genomic locations are of great interest. Usually, the location is measured by ChIP-seq and analyzed with a peak-caller. Replicated ChIP-seq experiments become more and more available. However, their analysis is based on single-experiment peak-calling or on tools like PePr which allows peak-calling of replicates but whose underlying model might not be suitable for the conditions under which the experiments are performed. Results: We propose a new peak-caller called \"Sierra Platinum\" that allows peak-calling of replicated ChIP-seq experiments. Moreover, it provides a variety of quality measures together with integrated visualizations supporting the assessment of the replicates and the resulting peaks, as well as steering the peak-calling process. Conclusion: We show that Sierra Platinum outperforms currently available methods using a newly generated benchmark data set and using real data from the NIH Roadmap Epigenomics Project. It is robust against noisy replicates.

Chez l’embryon précoce, une vague de reprogrammation majeure survient et permet de réinitialiser les profils de méthylation d’ADN de l’ensemble du génome. Lors de cette reprogrammation, les régions différentiellement méthylées (DMRs) (i.e., gènes empreintes) doivent toutefois être protégées de la déméthylation par une action continue de DNMT1 (Méthyltransférase d’ADN 1) pour assurer le développement adéquat de l’épigénome du fœtus. Sachant que l’induction d’une perte temporaire d’expression de Dnmt1 dans un modèle de cellules souches embryonnaires de souris entraîne la perte permanente des patrons de méthylation d’ADN aux régions DMRs et DMR-like, mon projet de recherche vise à comprendre pourquoi ces régions sont incapables de retrouver leurs patrons de méthylation d’ADN initiaux. Notre hypothèse est qu’une adaptation épigénétique (i.e. réarrangement erroné de certaines modifications d’histones) survient aux régions régulatrices de l’expression des gènes (promoteurs et enhancers) et empêche directement ou indirectement le retour au paysage épigénétique initial aux régions affectées. L’objectif du projet est donc de précisément définir comment la perte temporaire de Dnmt1 remodèle le paysage épigénétique aux régions promotrices (H3K4me3, H3K27me3, H3K27ac, H3K4me1, H3K9me3, méthylation d’ADN) et comment les adaptations épigénétiques sont associées avec des changements de l’expression des gènes (ex : gènes des régions DMRs et DMRs-like). / In early embryos, a major reprogramming wave occurs and permits to reset DNA methylation profiles genome-wide. During the reprogramming wave, differentially methylated regions (DMRs) (imprinted genes) must be protected from demethylation by the continuous action of DNMT1 (DNA Methyltransferase 1) to ensure the proper development of the foetal epigenome. As the induction of a temporary loss of Dnmt1 expression in a mouse embryonic stem cell model leads to permanent losses of DNA methylation at DMR and DMR-like regions, my project aims to understand why those regions are unable to re-establish their initial DNA methylation patterns. Our hypothesis is that an epigenetic adaptation (erroneous rearrangement of certain histone modifications) occurs at regulatory regions controlling gene expression (promoters and enhancers) and impede directly or indirectly the affected regions to return to their initial epigenetic landscape. The goal of this project is thus to define how the temporary loss of Dnmt1 remodels the epigenetic landscape at promoter regions (H3K4me3, H3K27me3, H3K27ac, H3K4me1, H3K9me3, DNA methylation) and how the epigenetic adaptations are associated with changes in gene expression (ex: genes in DMR and DMR-like regions).

Les mutations somatiques sur le variant d’histone H3.3 et les régulateurs épigénétiques associés à H3.3 ont été identifiés dans 30 % des glioblastomes pédiatriques. Ces mutations sont caractérisées par des substitutions d'acides aminés à des positions spécifiques dans la région N-terminale de l'histone H3.3 telles que la glycine 34 en valine/arginine (G34V/R), l'alanine 29 en proline (A29P), ou une haplo-insuffisance de la protéine Zinc Finger MYND-Type Containing 11 (ZMYND11). ZMYND11 est un co-répresseur de la transcription qui se lie spécifiquement à H3.3K36me3 pour moduler l'activité de l'ARN polymérase II. De plus, il est intéressant de mentionner que l’interaction entre ZMYND11 et H3.3K36me3 est altérée lorsque le résidu G34 est muté en G34V. Récemment, les mutations germinales H3.3G34V, H3.3A29P et ZMYND11 ont été identifiées chez des patients présentant une déficience neurologique. Nous émettons l'hypothèse que les mutants H3.3G34V et H3.3A29P empêchent ZMYND11 de se lier à H3.3K36me3 et pourrait converger mécaniquement avec la perte de fonction de ZMYND11, ce qui perturberait la neurogenèse. À l'aide de la technologie CRISPR Cas9, nous avons généré des modèles mutants isogéniques à partir de cellules souches pluripotentes (iPSC) pour H3F3B-A29P, H3F3B-G34V et ZMYND11-knock-out (KO). Par la suite, nous avons stimulé la différenciation de ces modèles vers des lignées neuronales afin d’identifier si ces mutations affectent la neurogenèse. Enfin, en utilisant des méthodes de séquençage à haut-débit nous avons analysé le profil épigénomique et transcriptomique pour déterminer comment l’interaction entre ZMYND11 et H3K36me3 est perturbée et à quels degrés ces mutations impactent sur les modifications post-traductionnelles des histones. Ce projet permettra de mieux comprendre les fonctions de ZMYND11 sur le remodelage de la chromatine et sa fonction biologique au cours du développement cérébral. / Somatic mutations on the histone 3 variant H3.3 and H3.3-associated chromatin modifiers have been identified in 30% of pediatric high-grade gliomas (pHGG). The mutations are characterized by amino acid substitutions at specific positions within the histone H3.3 tail such as glycine 34 to valine/arginine (G34V/R), alanine 29 to proline (A29P), or haploinsufficiency of the chromatin reader Zinc Finger MYND-Type Containing 11 (ZMYND11). ZMYND11 is a transcriptional co-repressor that specifically reads H3.3K36me3 to modulate RNA polymerase II activity. Notably, binding of ZMYND11 to H3.3K36me3 is altered when G34 residue is mutated to G34V. Recently, germline mutations of H3.3G34V, H3.3A29P, and ZMYND11 have been identified in patients with Intellectual disability. We hypothesize that H3.3 G34V and H3.3A29P mutants impede the binding of ZMYND11 to H3.3K36me3 and may mechanistically converge with ZMYND11 loss-of-function mutation to perturb neurogenesis. Using CRISPR Cas9-mediated gene editing, we will generate isogenic human induced pluripotent stem cell (iPSC) models for H3F3B-A29P, H3F3B-G34V and ZMYND11-KO, and perform in vitro neural differentiation to identify whether specific neural lineages are affected. Next, using epigenomic and transcriptomic profiling we will study whether binding between ZMYND11 and H3K36me3 is disrupted, and the downstream impact on Post-Translational Modifications of histones (PTMs) and transcription. This project will lead to a better understanding of the crucial role of the chromatin reader ZMYND11 on chromatin remodeling and the biological function during neural development.

Au cours du développement précoce de l'embryon, une importante vague de reprogrammation épigénétique efface et rétablit les profils de méthylation d’ADN (metADN) à travers le génome. Cependant, des régions spécifiques telles que les gènes à empreinte doivent échapper à cette vague de reprogrammation et maintenir leurs profils de metADN précis par l’activité constante de l’enzyme DNMT1 (ADN méthyltransférase 1) pour assurer le bon développement embryonnaire. En utilisant un modèle de cellules souches embryonnaires (mES) de souris avec une répression inductible de Dnmt1 (Dnmt1tet/tet), nous avons précédemment montré que la perte temporaire de Dnmt1 déclenche la perte permanente des profils de metADN sur les régions à empreinte et régions similaires, ainsi que sur d'autres régions du génome. Nous ne comprenons toujours pas pourquoi certaines séquences génomiques sont incapables de rétablir leurs profils de metADN normaux après la ré-expression de Dnmt1, et comment d'autres marques épigénétiques (e.g. les modifications des histones) sont altérées. Notre hypothèse est qu’un réarrangement erroné des marques d’histones aux régions promotrices, suivant une perte temporaire du maintien de la méthylation d’ADN par DNMT1, empêchera l’expression normale dans les cellules souches embryonnaires de souris. Pour ce faire, nous avons collecté des cellules mES Dnmt1tet/tet avant l'inactivation de Dnmt1, après l'inactivation de Dnmt1, puis après la réactivation complète de l'expression de Dnmt1. Nous avons ensuite utilisé la technique ChIP-Seq pour les marques d'histones (H3K4me3, H3K27me3, H3K27ac, H3K9me3, H3K4me1), celle de RRBS pour la méthylation de l'ADN et la technique de RNA-Seq pour l'expression des gènes. En définissant une liste de 18 166 promoteurs uniques, nous les avons classés en quatre catégories (Actif, Bivalent, Déplété et Réprimé). Nous montrons que l'inactivation de Dnmt1 mène à une dérégulation drastique des marques d'histones à travers les types de promoteurs. Cependant, lors de la réactivation de Dnmt1, la plupart de ces défauts ont été corrigés. Pourtant, dans l’ensemble des catégories, nous observons des promoteurs avec des dysrégulations persistantes des marques d'histones ainsi qu'un nombre significatif de gènes avec une expression différentielle. Dans l'ensemble, nos résultats montrent qu'une absence temporaire de DNMT1 a un impact plus important sur la conservation des profils des marques d'histones et l'expression des gènes que sur le maintien des profils de metADN sur les régions promotrices, dans les cellules souches embryonnaires de souris. Cela suggère que l'absence temporaire de maintien de la méthylation d’ADN déclenche une série d'événements qui conduisent à des dérégulations permanentes de marques d'histones aux promoteurs, lesquelles ne sont pas directement associés aux altérations sous-jacentes de la méthylation d’ADN dans les régions promotrices. / During early embryo development, a major epigenetic reprogramming wave erases and re-establishes DNA methylation (DNAmet) profiles across the genome. However, specific regions such as imprinting loci must escape this reprogramming wave and maintain their precise DNAmet profiles by constant DNMT1 (DNA methyltransferase 1) activity to ensure the proper development. Using a mouse embryonic stem (mES) cell model with inducible Dnmt1 repression (Dnmt1tet/tet), we previously showed that the temporary loss of Dnmt1 triggers the permanent loss of DNAmet profiles on imprinted and imprinted-like regions, as well as on other regions across the genome. We still do not understand why particular genomic sequences are unable to re-establish their normal DNAmet profiles following Dnmt1 re-expression, and how other epigenetic marks (e.g., histone modifications) are altered. Our hypothesis is that an erroneous rearrangement of histone marks on promoter regions following a temporary lack of DNAmet maintenance by DNMT1 will prevent proper gene expression in mouse embryonic stem cells. To test this, we collected mESDnmt1tet/tet cells prior to Dnmt1 inactivation, after Dnmt1 inactivation, and following complete reactivation of Dnmt1 expression. We then performed ChIP-Seq for histone marks (H3K4me3, H3K27me3, H3K27ac, H3K9me3, H3K4me1), RRBS for DNA methylation and RNA-Seq for gene expression. By defining a list of 18 166 unique promoters we categorized them in four categories (Active, Bivalent, Depleted and Repressed). We show that inactivation of Dnmt1 lead to drastic dysregulation of histone marks across types of promoters. However, upon reactivation of Dnmt1, most of these defects were rescued. Still, across categories, we observe promoters with persistent histone mark dysregulations as well as a significant number of associated genes with differential expression. Overall, our results show that a temporary lack of DNMT1 has a greater impact on the conservation of histone mark profiles and gene expression than it has on the maintenance of DNAmet profiles on promoter regions in mouse embryonic stem cells. This suggests that the temporary lack of methylation maintenance triggers a series of events that leads to the permanent dysregulation of histone marks in promoter regions, which are not directly associated with underlying DNA methylation alterations in the promoter regions.

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Chez la levure Saccharomyces cerevisiae, l’acétylation de l’histone H3 sur la Lysine 56 (H3K56ac) a lieu sur toutes les histones H3 nouvellement synthétisées qui sont déposées derrière les fourches de réplication. L’acétylation de H3K56 joue un rôle primordial dans l’assemblage de l’ADN lors la réplication et la réparation. L’acétylation de H3K56 joue également un rôle important dans la stabilité génomique et la stabilisation des fourches de réplication bloquée. En effet, les cellules dépourvues de H3K56ac sont sensibles au méthane sulfonate de méthyle (MMS) et à d’autres agents génotoxiques qui causent du stress réplicatif. Notre projet visait à investiguer les liens entre la protéine du réplisome Ctf4 et l’acétyltransférase d’histone Rtt109. Dans un premier lieu, la délétion de CTF4 a partiellement contré la sensibilité des cellules rtt109Δ au MMS. Notre analyse génétique a aussi montré que Ctf4, Rtt109, et le complexe Rtt101-Mms1-Mms22 agissent dans la même voie de réponse face à un stress réplicative. Nos résultats montrent que les cellules ctf4Δ et rtt109Δ présentent des foyers intenses du complexe de liaison à l'ADN simple-brin RPA en réponse au stress réplicatif, suggérant la formation excessive de régions d'ADN simple-brin aux fourches de réplication bloquées, ce qui conduit à une hyper activation des points de contrôle des dommages à l'ADN. Ces mutants présentent des ponts anaphase et des foyers persistants des protéines de recombinaison homologues Rad51 et Rad52 en réponse aux génotoxines, suggérant ainsi que la structure anormale des réplisomes bloqués peut compromettre leur récupération. Nos résultats indiquent également que la délétion des gènes de la RH (RAD51, RAD52, RAD54, RAD55 et MUS81) avec ctf4Δ et rtt109Δ respectivement, engendre une sensibilité synergique au MMS, suggérant que les cellules qui sont déficientes en H3K56 acétylation utilisent la RH pour réparer les dommages causés suite à un stress réplicatif. En conclusion, nos résultats suggèrent que les cellules déficientes en H3K56ac présentent des défauts de RH en réponse aux dommages à l’ADN induits par le MMS durant la phase S. / In Saccharomyces cerevisiae, histone H3 lysine 56 acetylation (H3K56ac) occurs on all newly synthesized histones H3 that are deposited behind DNA replication forks. H3K56ac plays critical role in chromatin assembly during DNA replication and repair. H3K56ac is also required for genome stability and stabilization of stalled replication fork. Cells lacking H3K56ac are sensitive to methyl methane sulfonate and other drugs that cause replicative stress. In this thesis, we investigated the links between the replisome protein Ctf4 and the H3K56 acetyltransferase Rtt109. Deletion of CTF4 partially rescued the sensitivity of rtt109Δ cells to methyl methane sulfonate. Genetic analyses also showed that Ctf4, Rtt109, and the Rtt101-Mms1-Mms22 complex act in the same pathway to response to replicative stress. ctf4Δ and rtt109Δ cells displayed intense foci of the single-stranded DNA binding complex RPA during replicative stress, suggesting formation of excess single-stranded DNA regions at stalled replication forks, leading to hyper activation of DNA damage checkpoints. These mutants accumulated anaphase bridges and persistent foci of the homologous recombination proteins Rad51 and Rad52 in response to genotoxins, suggesting that abnormal DNA structure formed at stalled replisome may compromise their recovery. Deletion of HR genes (RAD51, RAD52, RAD54, RAD55 and MUS81) together with ctf4Δ and rtt109Δ presents synergistic sensitivity to MMS, suggesting that H3K56ac deficient cells use HR to repair the damages caused by replicative stress. Overall our results demonstrate that H3K56ac deficient cells cannot recover MMS- induced damages because HR is compromised in these mutants.